Abstract
Lesão cerebral precoce e vasoespasmo cerebral atrasou tanto contribuir para desfechos desfavoráveis após hemorragia subaracnóidea (HSA). Modelos animais reprodutíveis e controláveis que simulam as duas condições são actualmente incomum. Portanto, os novos modelos são necessários para imitar condições fisiopatológicas humanos decorrentes da HAS.
Este relatório descreve as nuances técnicas de um modelo HAS-sangue shunt coelho que permite o controle da pressão intracraniana (PIC). Uma derivação extracorpórea é colocada entre o sistema arterial e o espaço subaracnóide, que permite HAS-examinador independente num crânio fechado. Passo-a-passo as instruções processuais e equipamentos necessários são descritos, bem como considerações técnicas para produzir o modelo com a mortalidade e morbidade mínima. Detalhes importantes necessários para a criação cirúrgica com sucesso deste modelo de coelho HAS controlada pelo ICP robusto, simples e consistente são descritos.
Introduction
Hemorragia subaracnóide aneurismática (HAS) é um dos mais fatais condições neuropatológicas, muitas vezes levando a danos neurológicos permanentes ou morte 1. Pesquisas anteriores se concentrou em vasoespasmo cerebral tardio (DCV são) como etiologia primária de déficits neurológicos associados com HAS 2. No entanto, os resultados clínicos geralmente pobres de pacientes que sofrem de HAS após o tratamento de vasoespasmo levou a uma expansão do foco de pesquisa para incluir os efeitos da lesão cerebral precoce (EBI) após SAH 3. Maior compreensão da importância de ambos EBI e as DCV são em contribuir para desfechos clínicos após SAH é essencial para o desenvolvimento de estratégias terapêuticas mais eficazes.
Até agora, a injecção de sangue autólogo simples e dupla na cisterna magna tem sido o método padrão para a indução de HAS para o estudo de DCV são 2-6. Embora comumente utilizada em estudos anteriores,este modelo provavelmente não reproduz as principais alterações neuropatológicas associadas à HAS induzida EBI 7. Em contraste, a perfuração endovascular é conhecido por produzir alterações fisiopatológicas graves agudos que simulam parcialmente os sintomas da EBI 7.
Este relatório descreve um modelo de coelho romance de HAS projetado para permitir a investigação de ambos EBI e as DCV são, permitindo assim a caracterização mais precisa da patologia induzida pelo SAH 8-10. Com a técnica descrita, o modelo padrão cisterna magna é adaptado ligando o sistema arterial da artéria subclávia e da cisterna magna através de um shunt extracorpórea. O fluxo de sangue está, assim, ligada à fisiologia do coelho e dirigido pela diferença de pressão entre o sangue arterial e da pressão intracraniana. O sangramento pára quando a pressão intracraniana (ICP) iguala a pressão sanguínea diastólica e o sangue no sistema de derivação do coagula. Utilizando o anfitrião & #8217 s fisiologia reduz indução SAH examinador-dependente, levando a um modelo mais consistente de HAS que produz de forma confiável tanto EBI e as DCV são fenótipos 3,8-10.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Três mulheres meses de idade coelhos da raça Nova Zelândia, pesando 2,5-3,5 kg foram utilizados para este procedimento. O estudo foi realizado de acordo com os Institutos Nacionais de Saúde diretrizes para o cuidado e uso de animais de laboratório e com a aprovação do Comitê de Cuidados Animais do Cantão de Berna, Suíça (aprovação como 105/13). Todos os procedimentos cirúrgicos foram realizados sob condições estéreis no Instituto Cirúrgico Experimental do Departamento de Pesquisa Clínica do Hospital Universitário de Berna, em Berna, na Suíça. Um anestesista veterinário acompanhou os animais durante a cirurgia e durante a recuperação.
1 Preparação Animal, Posicionamento e artéria subclávia Canulação
- Induzir a anestesia geral, no coelho com a injecção intramuscular de cetamina (30 mg / kg; Ketalar, 50 mg / ml) e xilazina (6 mg / kg; Xylapan 20 mg / ml) e da profundidade da anestesia de controlo, verificando a resposta do coelho para nocivo stimulation (por exemplo, toe pitada). Ver 1.7, em caso de resposta positiva.
- Puxe para baixo as pálpebras inferiores de ambos os olhos e aplique uma pequena quantidade de pomada nas pálpebras para evitar a secura e irritação adicional.
- Cateterize a veia lateral da orelha com um Gbutterfly Venflon 20 (20 G cateter vascular), fixe com fita adesiva, e conectar-se a um saco de gravidade contendo cloreto de sódio a 0,9% (500 ml / 24h) e cetamina (40 mg / kg / hr) / xilazina (4 mg / kg / hr) para a administração intravenosa contínua (iv) a anestesia. Administrar analgésicos adicional a cada 15 min iv (fentanil, 1 mcg / kg). Nota: Evite anestésicos gases voláteis, que está associado com a diminuição da CPP, aumentando a CBF, ea diminuição da taxa metabólica cerebral de oxigênio 11 anestésicos intravenosos fornecer características mais ideais para neuroanestesia preservando CBF e vasoconstrição cerebral, 12, que é de máxima importância quando se estuda cerebral. vasoespasmo. Além disso, embora a mortalidade é aumentada em espontaneously respirando animais, pode imitar melhor a situação humana de HAS aguda.
- Fornecer oxigênio (1-2 L / min) através de uma máscara respiratória que permite que o dióxido de carbono ao final da expiração (ETCO2) de monitoramento.
- Instale um eletrocardiograma de 3 canais (ECG) .Colocar três eletrodos subcutâneos em um arranjo triangular no lado ventral do coelho; especificamente, colocar um eletrodo na região midthoracic direita (com a distância para o campo raspada estéril para a canulação da artéria subclávia) e dois eletrodos na parte inferior do abdômen distribuídos em ambos os membros.
- Monitorização da profundidade da anestesia a cada 15 minutos durante a cirurgia, seguindo a freqüência respiratória, freqüência cardíaca (FC) monitorados a partir do sinal de ECG, e reação aos estímulos dolorosos.
- Em caso de resposta positiva a um estímulo nociceptivo (dedo do pé de aperto), adaptar-se a profundidade da anestesia com cloridrato de cetamina bolus (6 mg / kg) e xilazina bólus iv (0,05 mg / kg) por via intravenosa e / ou um bolus analgesia adicional com fentanil (um mcg / kg) iv
- Corrigir o coelho em decúbito dorsal sobre uma placa de aquecimento do corpo, inclinando a cabeça 20 ° para baixo e gire-o levemente para o lado contra o lado em que a artéria subclávia será exposto.
- aplicar pomada e preparar a área para a cirurgia raspando o cabelo por cima do músculo peitoral direita em torno do terço médio da clavícula, e sobre o crânio frontal-, parietal- e occipital, o pescoço, e sobre a artéria femoral comum direita.
- Desinfecção da pele durante 3 min com um largo espectro anti-séptico, por exemplo., Povidona-iodo.
- Cubra o coelho com folhas estéreis. Executar todas procedimentos adicionais em condições estéreis e freqüentemente aplicar 4% papaverina HCl e solução de antibiótico (neomicina sulfato de 5 mg / ml) topicamente para prevenir vasoespasmo arterial por manipulação navio e infecções locais.
- Infiltrar o músculo peitoral com anestésicos locais (lidocaína 1% máximo de 6 mg / kg). Faça uma incisão na pele paraesternal e preparar omúsculo peitoral. Utilizando o microscópio, dissecção da artéria subclávia e prenda com um proximal e ligadura distal (4-0 polyfilament) em torno da extremidade exposta. Manter uma ligadura perto do controle proximal no lugar para fixar o cateter e ligar o vaso distalmente.
- Executar uma arteriotomia na parede da artéria subclávia por uma incisão na artéria com uma microtesoura curvo e canular a artéria subclávia retrogradamente com uma pequena intravasais torneira de 3 vias. Fixar o cateter por ligadura nó duplo para a ligadura distal, de modo a evitar a torção ou flexão arterial da parte proximal da artéria e para evitar o deslizamento ou hemorragia massiva.
2 Pressão Arterial e Monitoramento gasometria do sangue arterial
- Conecte o pau 3-way stop para i) a cânula intravascular para o gás de sangue arterial (ABG) analisa, pH, PaCO 2, PaO 2, bicarbonato, excesso de base, e SO 2, ii) o sangue arterial invasivadispositivo de medição de pressão, e iii) o dispositivo de derivação.
- Coletar amostras de sangue para o status ABG (PaCO 2, PaO 2) e monitorar continuamente os parâmetros padrão respiratório e cardiovascular (pressão arterial, FC, ECG, frequência respiratória e expirado CO 2) e de transferência de dados através da interface de saída analógica para um analógico- conversor A / registrador de dados digital e loja.
NOTA: As pressões serão zerados em níveis cardíacos antes e depois de cada sessão, e calibração de pressão do / digital conversor analógico e sistema de registro de dados será feito uma vez antes da série começar.
3 Base Digital Subtração Angiografia
- Coloque um dispositivo de dimensionamento externo (pequena esfera) sobre ambos os ângulos da mandíbula, a fim de calibrar o angiograma.
NOTA: Isto permite a comparação exata das medições post hoc de linha de base e acompanhar o diâmetro dos vasos. - Realizar a subtração angiografia digital (DSA) por retrógrada intra-uminjecção de bolus rterial de Iopamidol não iónico (0,6 ml / kg, 5 ml / seg durante 2 segundos) através da cânula da artéria e lave a cânula imediatamente após a injecção de bolus, com solução salina, a fim de prevenir a oclusão do último.
- Obtenção de imagens (7 imagens em 14 seg) do sistema vertebrobasilar utilizando uma gravação sequencial rápida angiografia em posição oblíqua 5 ° esquerda anterior.
- Infiltrar-se na área ao redor da artéria femoral comum direita com anestésicos locais (lidocaína 1%, máximo de 6 mg / kg). Faça uma pequena incisão na pele inguinal. Utilizando o microscópio para visualização, dissecção da artéria femoral comum e prenda com um proximal e ligadura distal (4-0 polyfilament) em torno da extremidade exposta.
- Após arteriotomia, canular a artéria femoral com uma bainha de 5-F. Lave a porta lateral da bainha com uma solução salina.
- Avançar um catéter 5-F na artéria inominada pela bainha sob fluoroscopia. Criar um roteiro, então avançar um fio-guia para the sistema vertebrobasilar. Injectar um bolus de Iopamidol não iónico (0,6 ml / kg, 5 ml / seg em 2 seg) para DSA como descrito na etapa 3.2.
4. rotação de posição propensa
- Na sequência da linha de base DSA, reposicionar o coelho da posição supina para a posição prona. Tenha cuidado para não manipular ou mudar a posição dos cateteres intra-arteriais.
- Posicione a cabeça em uma porta-cabeça em um ângulo de 30 °, cabeça orientada para baixo.
5. Cisterna Magna Puncture
- Desinfecção da pele por cima da cabeça e pescoço, com povidona-iodo 3 vezes durante 1 min cada, e cobrir a área cirúrgica com lençóis esterilizados.
- Insira um 22 G x 40 mm pediátrica agulha de acesso espinhal transcutânea na cisterna magna, sem qualquer incisão na pele antes ou deslocamento muscular.
- Confirme se o animal está totalmente anestesiado, garantindo a ausência de resposta de igual pitada antes de deslizar a agulha para baixo ao longo do ósseo protuberância occipital externaaté que um intervalo é detectado; não empurrar a agulha mais.
- Confirme o correto posicionamento da agulha, observando gotejamento espontâneo do líquido cefalorraquidiano com a cabeça do coelho inclinado para baixo em um ângulo de 20 ° para poucos min.
6 Instalação de Pressão Intracraniana e Monitoramento do fluxo sanguíneo cerebral
- Depois de pele na linha média e Galea incisão, insira um pequeno afastador cirúrgico.
- Faça três osteotomias rodada (2 mm de diâmetro) usando um microdrill alta velocidade na parte frontal do crânio de acordo com os pontos de referência externo do crânio (Figura 1) 9, ou seja, sobre o bulbo olfatório e frontal bilateral para a colocação de um dispositivo neuromonitoring se necessário. Use uma régua escala milimétrica para determinar as coordenadas para o posicionamento orifício de trepanação da seguinte forma: a pressão intracraniana (PIC) na linha midpupillary, 1-2 mm da linha sagital mediano; sondas laser Doppler intraparenquimatosos4-5 mm anterior e lateral ao bregma (Figura 1).
- Visualize a dura-máter, e realizar a hemostasia meticulosa: use cera óssea na hemostasia do osso em virtude da sua acção tamponamento e hemostasia local utilizando coagulação bipolar da dura-máter.
- Coloque o intraparenquimal pressão intracraniana (PIC) da ponta do monitor no bulbo olfativo direito a uma profundidade de 2 mm e, em seguida, calibrar.
- Coloque os dois laser-Doppler fluxometria sondas agulha fina através de um sistema de fixação externa e inseri-los nos orifícios correspondentes Burr em ambos os hemisférios direito e esquerdo frontais laterais ao sistema ventricular, ou seja, na linha média para evitar interferência com fluido cerebrospinal. Coloque as sondas de agulha a uma profundidade de 2,5 mm.
- Após a colocação das sondas neuromonitoring, vedar todos os orifícios da rebarba com um tampão de espessura de cera de osso, a fim de manter o crânio estanque.
- Meça os parâmetros basais de pressão arterial média (MAP), ICP e do fluxo sanguíneo cerebral (CBF) através de monitor multiparamétrico e quatro canais tecido laser-Doppler monitor de perfusão sanguínea.
7 Shunt Indução
- Conecte a agulha de acesso da coluna vertebral na cisterna magna para a artéria subclávia anteriormente cateterização via tubulação de monitoramento de pressão cheia de sangue. Use a torneira de 3 vias para a medição da pressão arterial e, como porta de coleta de sangue.
NOTA: A gravidade da SAH depende da quantidade de sangue, e podem ser mais ou menos estimada pela extensão dos coágulos subaracnóidea no momento da colheita do cérebro 5,11. - Monitorar continuamente PAM, FC, ECG, frequência respiratória e ao final da expiração de CO 2 a uma taxa de amostragem de 1 Hz de 6 min, antes até, pelo menos, 20 minutos após a HAS.
- Confirme se o animal está totalmente anestesiado, garantindo a ausência de resposta toe pitada antes de abrir a conexão shunt entre a artéria subclávia ea cisterna magna para induzir a HAS pela gradie pressãont.
NOTA: A SAH controlado pode ser conseguido fechando o shunt, em qualquer ponto de tempo (por exemplo, a um nível desejado de ICP.). - Gravar os valores de estado estacionário durante um período de tempo de aproximadamente 15 minutos.
- Após ICP atinge o seu pico, manter a agulha de acesso da coluna vertebral no lugar até que o ICP retorna a um estado estacionário próximo aos valores basais. Se o planalto ICP é mantida por mais de 10 segundos ou se ICP diminui espontaneamente, fechar o shunt.
- Remover CBF sondas por agulha fina e sonda ICP, tapar buracos rebarba com cera de osso, remova todos os cateteres (incluindo cateter subclávia, desde a manipulação do cateter com sangramento consecutivo está associada com alta morbidade e mortalidade, e aumenta a taxa de infecção), realizar irrigação ferida rigoroso com sulfato de neomicina e sutura da pele.
8 manejo pós-operatório
- O processo tem a duração de cerca de 2 horas. Devido às meias-vidas de cetamina e xilazina, o tempo de recuperação do animal é bastante curta - cerca de 1 hora. Os animais são mantidos sob uma lâmpada de aquecimento durante a recuperação. Os fluidos adicionais não são fornecidas. Durante esta fase inicial de recuperação pós-operatório, aplicar buprenorfina 0,02 mg / kg sc a cada 8 horas, durante 24 horas.
- Aplique patches matriz transdérmica de fentanil liberando 12,5 mcg / h na região do pescoço raspado dos animais para analgesia eficaz nas próximas 72 horas.
- Não deixe um animal sem supervisão até que ele recuperou a consciência suficiente para manter decúbito esternal.
- Não devolva um animal que foi submetido a cirurgia na companhia de outros animais até que esteja totalmente recuperado.
9 Acompanhamento Digital subtração angiografia para avaliar as DCV são no dia 3
- Efectuar os Passos 1,1-3,6, tal como descrito acima.
- Eutanásia dos animais por injecção intra-arterial de bolus de thiopenthal de sódio (40 mg / kg) (Pentothal, Ospedalia AG, Hünenberg, Suíça). Nos casos em que a histologia e immunohistochemistry for necessário, realizar uma perfusão intracardíaca de fixação à temperatura ambiente a uma pressão de perfusão de 100 cm de H 2 O.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
O modelo de derivação de sangue de coelho de HAS descrito neste relatório produz EBI no hipocampo (Figura 2A, B), córtex basal (Figura 2A, B), e vasculatura cerebral (Figura 2C) tão cedo quanto 24 h depois da lesão e mostra uma característica distribuição de sangue (Figura 2D) 8. Além disso, o modelo provoca graus moderados a graves da DCV são no terceiro dia após a indução da SAH (Figura 3) 10. A taxa de mortalidade é de 20 - 30%, devido à parada respiratória ou bradicardia grave no momento da SAH aguda. Quase todos os coelhos mostram agravamento progressivo de déficits neurológicos dos dias 1 -. 3 10 Naquele instante os animais estão sob anestesia completa. De um ponto de vista técnico, o modelo shunt sangue permite tanto independente de examinador e indução SAH controlável (Figura 4).
re um "fo: Content-width =" 6 pol "width =" 600 "src =" / files / ftp_upload / 52132 / 52132fig1highres.jpg "/>
Figura 1. marcos crânio exteriores para CBF e ICP sondas (Reproduzido com permissão do Journal of Neuroscience Methods 201: 322-326) 9 Desenho esquemático mostra a colocação de intraparenquimatosos CBF e ICP sondas nos lobos frontais e no bulbo olfatório direita. . CBF sondas são colocados 4-5 mm anterior e parassagital ao bregma. Sondas de ICP são colocados na linha midpupillary em direcção caudal-rostral, a uma distância de 1 - 2 mm do plano sagital. Intraparenquimal CBF (Painéis A e B) e ICP (Painéis C e D) sondas são mostrados em planos sagital e coronal de ressonância magnética ponderadas em T2. Observe sua relação com os ventrículos. CBFl = left burrhole frontal para sondas de fluxo sanguíneo cerebral. CBFR = orifício de trepanação frontal direita para sondas de fluxo sanguíneo cerebral. ICP = posição do orifício de trepanação para sondas de pressão intracraniana. * Bregma; ** Lambda.f = "https://www.jove.com/files/ftp_upload/52132/52132fig1highres.jpg" target = "_blank"> Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2 lesão precoce cerebral após hemorragia subaracnóide (Reproduzido com permissão do Journal of Neuroscience Methods 208, 138-145 8 e The Journal of Neuroscience Methods 191: 227-233). 10. TUNEL mostraram apoptose no hipocampo (A) e do córtex basal (B) animais de HSA. Neurodegeneração foi analisado por FJB (Fluoro-Jade mancha) células positivas colocalized com DAPI. Co-localização com DAPI (coluna da esquerda) revelou que a coloração positiva de TUNEL (coluna do meio) foi localizada no núcleo (coluna da direita). Abertas as setas mostram marcação nuclear DAPI. As setas a cheio indicam a TUNEL positivo ou FJB-positivcélulas e. Barra de escala = 50 mm. (C) A apoptose e da neurodegeneração são retratados 24 horas pós HAS em células endoteliais da artéria basilar. Setas cheias indicam TUNEL- apoptótica positivo, inchada e células endoteliais isoladas. Barra de escala = 50 mm. (D) O exame macroscópico do cérebro mostra a distribuição de sangue estendido na superfície ventral e dorsal do cérebro e cisternas basais 24 horas após a indução da HAS, em comparação com os animais sham-operados. * = Cisterna basal; ** = Cisterna pontino; = *** Cisterna magna; lesão córtex frontal direita da ponta do monitor ICP perioperatório (**** = lesão sonda ICP). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3.Angiografias vertebrobasilares antes (A1) e depois (A2) HAS indução. Linha de base angiograma (A1) mostra diâmetro do vaso do artérias vertebrais e basilar. Três dias após a indução SAH (A2), angiografia revela estreitamento difuso da basilar (seta) e artérias vertebrais. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4.-ICP indução controlada de vários graus de HAS. Um elemento chave do modelo de desvio de sangue de coelho, é a capacidade de controlar de vários graus de gravidade HSA, incluindo a quantidade de sangue, um aumento na pressão intracraniana (ICP), ou uma redução na pressão de perfusão cerebral (PPC). Figura 4 ilustra o decurso de tempo da ICP following a indução de HAS (seta = abertura do shunt). A progressão da curva depende da fisiologia do coelho, principalmente o gradiente de pressão entre o ICP ea pressão arterial média. Se PIC atinge um valor próximo da pressão diastólica, o fluxo do shunt pára. Nesse ponto de tempo, quer ICP começa a diminuir ou o valor PIC permanece num planalto. Se o planalto estadias superiores a 10 seg do shunt é fechada. Controlado HAS pode ser realizada em qualquer nível ICP através de fechamento da comunicação antes de trombose espontânea (X = fechamento da comunicação). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
O modelo de derivação produz patologia semelhante ao observado em seres humanos após SAH 3,8,10 aguda. Tem sido sugerido que pode exacerbar EBI, manter e mesmo desencadear DCV são 12, e, como tal, este modelo pode ajudar na investigação de ambas as fases precoce e tardia DCV são, incluindo interacções EBI e DCV são seguintes HAS. Em particular, repetível in vivo as DCV são técnicas de controlo, incluindo DSA 13, angiotomografia 14, e Doppler transcraniano 15 são mais readibly aplicado em coelhos do que em animais de laboratório menores. Além de permitir a HAS espontânea independente de examinador, o modelo permite que o usuário controle para diferentes graus de severidade (quantidade de sangue ou ICP, e consequentes alterações na pressão de perfusão cerebral).
Mais importante ainda, este modelo resulta em um curso muito consistente, reprodutível e patofisiologicamente adaptado de eventos após SAH aguda. Rebleed ing é inexistente e mortalidade é relativamente baixo em comparação com outros modelos de aguda HAS 16,17. A interposição de uma sonda de fluxo no sistema de derivação permite ainda a avaliação em tempo real do volume HAS durante a sangria 10. No entanto, o custo associado com os procedimentos com animais grandes é significativamente maior do que a dos animais de laboratório menores mais vulgarmente utilizados, e a manipulação genética dos coelhos é proibitivamente desafiador, limitando assim estudos de genes específicos em HAS resultados 18-20.
Para assegurar a coerência eo rigor do actual modelo de HAS recomendamos considerar os seguintes critérios gerais e as etapas cirúrgicas críticas:
Realizar experimentos em três a quatro meses de idade, porque os coelhos i) a taxa de mortalidade após a indução HAS é muito reduzida em comparação com os coelhos mais velhos, e ii) o período de vasoespasmo é estendido em coelhos mais velhos (20 a 40 meses) 21.
tenda "> Calibração do angiograma com um dispositivo de dimensionamento externo (pequena esfera) permite a avaliação do diâmetro do vaso de forma cega, com baixa variabilidade e calibração precisa no início do estudo e acompanhamento angiografias. Medir o diâmetro do vaso três vezes (ao longo de um tamanho pré-definido de Recomenda-se a ponta da artéria basilar), utilizando o software de análise automática de medição para determinar os valores médios (Passo 3 do protocolo).Ligaduras segura da artéria subclávia para evitar a torção ou flexão da artéria subclávia durante o reposicionamento da posição supina para a posição prona (Passo 4 do protocolo).
Selar todos os furos da rebarba com um tampão de espessura de cera de osso antes da indução da SAH, a fim de manter o crânio estanque e principal do estado estacionário de ICP, o CPP e MAP (Passo 6 do protocolo).
Mantenha a agulha de acesso da coluna vertebral no lugar até que o ICP retorna aos valores iniciais. Extravio do ne acesso medulaedle pode resultar em morbidade significativa (Passo 7 no protocolo).
EBI e as DCV são, ambos, em grande parte contribuir para o resultado desfavorável e mortalidade após SAH, pode ser estudada usando o modelo de desvio de sangue da HAS. A consciência dos detalhes técnicos individuais garanta a implementação bem sucedida deste modelo e permite a avaliação de HAS sequelas e triagem de modalidades de tratamento em potencial.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Acknowledgments
Os autores agradecem Laurie von Melchner, Hospital Universitário de Berna, Departamento de Neurocirurgia, Berna, Suíça, para revisão e edição do manuscrito e Paskus Jeremias, Hospital Infantil de Boston, Boston, MA pela revisão do projecto inicial. Agradecemos a gestão hábil de cuidados com os animais, anestesia e assistência operacional a partir de Daniel Mettler, DVM, Max Müller, DVM, Daniel Zalokar e Olgica Beslac, Experimental Instituto Cirúrgico, Departamento de Pesquisa Clínica da Universidade de Berna, Berna, Suíça. Agradecemos Michael Lensch, Chefe de Pesquisa Enfermeira do Departamento de Medicina de Terapia Intensiva do Hospital Universitário de Berna e da Universidade de Berna, Berna, Suíça, para o monitoramento de dados em tempo real e pós-processamento dos parâmetros fisiológicos. Agradecemos Edin Nevzati, Carl Muroi, e Salomé Erhardt, por sua excelente laboratório de assistência técnica e operativa.
Este trabalho foi financiado pelo Departamento de Intensive Care Medicine, Hospital Universitário de Berna e da Universidade de Berna, Berna, Suíça, o Departamento de Pesquisa Clínica da Universidade de Berna, Berna, Suíça, e ao Fundo de Investigação do Kantonsspital Aarau, Aarau, Suíça. Agradecemos a Elsevier, a permissão para reimpressão Figuras 1 e 2.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipment | |||
| Operation microscope | Zeiss, Jena, Germany | Zeiss, OPMI-MD surgical microscope | |
| Surgical equipment | B. Braun, Germany | Forceps medical no. 5; vessel scissors 8 cm; microclip 4 mm | |
| Respirator | Hugo Sachs | ||
| Hair clipper | 3M Surgical Clipper | Starter Kit 9667A | |
| Body warm plate | FHC | ||
| Blood gas analyzer | Radiometer, Copenhagen, Denmark | ABL 725 | |
| Cardiac monitoring | Camino Multi-Parameter Monitor, Integra, Plainsboro, NJ, US | AP-05 | |
| Software analysis | BIOPAC Systems, Inc., Goleta, CA, USA | Biopac MP100 and acqKnowledge software,version 3.8.1 | |
| Software analysis | ImagePro Discovery, MediaCybernetics, Silver Spring, MD, USA | Image-Pro Plus version | |
| Angiography apparatus | DFP 2000 A-Toshiba | MIIXR0001EAA | |
| ICP monitor | Camino Laboratories, San Diego, CA, USA | ICP monitor, Model 110-4B | |
| Blood flow monitor | Oxford Optronix Ltd., Oxford, UK | CAL KIT microsphere solution | |
| Laser-Doppler flowmetry fine needle probes | Oxford Optronix Ltd., Oxford, UK | MNP110XP, 0.48 mm diameter | |
| Pressure tube | B. Braun, Germay | PE 1.0 mm × 2.0 mm | |
| Anesthesia monitor | GE Medical Systems, Switzerland | Datex S5 Monitor | |
| Material | |||
| 20 G vascular catheter | Smiths Medical | Jelco i.v. catheter, REF 4057 | |
| 5.5 F three-lumen central venous catheter | Connectors, Tagelswangen, Switzerland | Silicone catheter STH-C040 | |
| 22 G x 40 mm needle | Emergo Group Inc., Netherlands | ||
| High-speed microdrill | Stryker, Solothurn, Switzerland | 5400-15 | |
| Bone wax | Ethicon, Johnson & Johnson,NJ, USA | ETHW31G | |
| Bipolar forceps | Aesculap, Inc., PA, US | US349SP | |
| Ketamin | Any generic product | ||
| Xylazine | Any generic product | ||
| Buprenorphine | Any generic product | ||
| Fentanyl | Any generic product | ||
| Transdermal fentanyl matrix patches | Any generic product | ||
| Lidocaine 1% | Any generic product | ||
| 4% papaverin HCl | Any generic product | ||
| Neomycin sulfate | Research Organics Inc., OH, USA | Any generic product | |
| Povidone-iodine | Any generic product | ||
| 0.9% sodium chloride | Any generic product | ||
| Iopamidol | Abott Laboratories, IL, USA | Any generic product | |
| 3-0 resorbable suture | Ethicon Inc., USA | VCP824G | |
| 5-0 non absorbable suture | Ethicon Inc., USA | 8618G | |
| 4-0 polyfilament sutures | Ethicon Inc., USA | VCP284G |
References
- Taylor, T. N., et al. Lifetime cost of stroke in the United States. Stroke; a journal of cerebral circulation. 27, 1459-1466 (1996).
- Kikkawa, Y., Kameda, K., Hirano, M., Sasaki, T., Hirano, K. Impaired feedback regulation of the receptor activity and the myofilament Ca2+ sensitivity contributes to increased vascular reactiveness after subarachnoid hemorrhage. Journal of cerebral blood flow and metabolism : official journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 30, 1637-1650 (2010).
- Marbacher, S., Fandino, J., Kitchen, N. D. Standard intracranial in vivo animal models of delayed cerebral vasospasm. British journal of neurosurgery. 24, 415-434 (2010).
- Marbacher, S., Neuschmelting, V., Graupner, T., Jakob, S. M., Fandino, J. Prevention of delayed cerebral vasospasm by continuous intrathecal infusion of glyceroltrinitrate and nimodipine in the rabbit model in vivo. Intensive care medicine. 34, 932-938 (2008).
- Zhou, M. L., et al. Comparison between one- and two-hemorrhage models of cerebral vasospasm in rabbits. Journal of neuroscience. 159, 318-324 (2007).
- Vatter, H., et al. Time course in the development of cerebral vasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage: clinical and neuroradiological assessment of the rat double hemorrhage model. Neurosurgery. 58, 1190-1197 (2006).
- Lee, J. Y., Sagher, O., Keep, R., Hua, Y., Xi, G. Comparison of experimental rat models of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 65, 331-343 (2009).
- Marbacher, S., et al. A new rabbit model for the study of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Journal of neuroscience. 208, 138-145 (2012).
- Marbacher, S., et al. Outer skull landmark-based coordinates for measurement of cerebral blood flow and intracranial pressure in rabbits. Journal of neuroscience methods. 201, 322-326 (2011).
- Marbacher, S., et al. Extra-intracranial blood shunt mimicking aneurysm rupture: intracranial-pressure-controlled rabbit subarachnoid hemorrhage model. Journal of neuroscience. 191, 227-233 (2010).
- Sugawara, T., Ayer, R., Jadhav, V., Zhang, J. H. A new grading system evaluating bleeding scale in filament perforation subarachnoid hemorrhage rat model. J Neurosci Methods. 167, 327-334 (2008).
- Macdonald, R. L. Delayed neurological deterioration after subarachnoid haemorrhage. Nature reviews. Neurology. 10, 44-58 (2014).
- Zhang, Z. W., et al. Platelet-derived growth factor-induced severe and chronic vasoconstriction of cerebral arteries: proposed growth factor explanation of cerebral vasospasm. Neurosurgery. 66, 728-735 (2010).
- Laslo, A. M., Eastwood, J. D., Chen, F. X., Lee, T. Y. Dynamic CT perfusion imaging in subarachnoid hemorrhage-related vasospasm. AJNR. American journal of neuroradiology. 27, 624-631 (2006).
- Shao, Z., et al. Effects of tetramethylpyrazine on nitric oxide/cGMP signaling after cerebral vasospasm in rabbits. Brain research. 1361, 67-75 (2010).
- Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat. Stroke; a journal of cerebral circulation. 26, 1086-1091 (1995).
- Veelken, J. A., Laing, R. J., Jakubowski, J. The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats. Stroke; a journal of cerebral circulation. 26, 1279-1283 (1995).
- Zakhartchenko, V., et al. Cell-mediated transgenesis in rabbits: chimeric and nuclear transfer animals. Biology of reproduction. 84, 229-237 (2011).
- Capecchi, M. R. Gene targeting in mice: functional analysis of the mammalian genome for the twenty-first century. Nature reviews. Genetics. 6, 507-512 (2005).
- Flisikowska, T., et al. Efficient immunoglobulin gene disruption and targeted replacement in rabbit using zinc finger nucleases. PloS one. 6, e21045 (2011).
- Nakajima, M., et al. Effects of aging on cerebral vasospasm after subarachnoid hemorrhage in rabbits. Stroke. 32, 620-628 (2001).
