Abstract
Nous présentons un protocole de mesure de la rigidité aortique vivo chez la souris au moyen d'ultrasons imagerie à haute résolution. Diamètre de l'aorte est mesurée par échographie et la pression sanguine aortique est mesurée avec une pression invasive cathéter à l'état solide. La pression artérielle est élevée ensuite abaissée progressivement par perfusion intraveineuse de drogues vaso-actif phényléphrine et nitroprussiate de sodium. Diamètre aortique est mesurée pour chaque pas de pression pour caractériser la relation pression-diamètre de l'aorte ascendante. indices de rigidité dérivés de la relation pression-diamètre peuvent être calculées à partir des données collectées. Calcul de la compliance artérielle est décrite dans ce protocole.
Cette technique peut être utilisée pour étudier les mécanismes sous-jacents a augmenté la rigidité aortique associé aux maladies cardiovasculaires et le vieillissement. La technique produit une mesure physiologiquement pertinente de la rigidité par rapport à des approches ex vivo parce physiological influences sur la rigidité aortique sont incorporés dans la mesure. La principale limitation de cette technique est l'erreur de mesure introduit à partir du mouvement de l'aorte au cours du cycle cardiaque. Ce mouvement peut être compensée en ajustant l'emplacement de la sonde par le mouvement de l'aorte ainsi que de faire des mesures multiples de la relation pression-diamètre de l'aorte et l'expansion de la taille du groupe expérimental.
Introduction
Augmentation de la rigidité aortique est une caractéristique de la maladie cardiovasculaire. Vieillissement 1, 2 fumeurs, le diabète 3, 4 hyperlipidémie, et ont été montrés d'autres facteurs de risque de maladie cardio-vasculaire pour augmenter la rigidité aortique. Des études épidémiologiques ont en outre démontré la rigidité aortique comme un puissant facteur prédictif indépendant de l'apparition de la maladie coronarienne et d'AVC, ainsi que la survenue d'événements cardiovasculaires et de mortalité 5-8. En raison de l'importance de l'augmentation de la rigidité aortique clinique et en santé publique, la recherche actuelle est axée sur la compréhension des mécanismes qui sous-tendent le développement et la progression de la rigidité vasculaire. Grand intérêt existe donc à élaborer des mesures précises de la rigidité vasculaire dans des modèles expérimentaux de maladies cardiovasculaires.
La rigidité d'un matériau peut être caractérisé par sa relation contrainte-déformation et quantifiée comme mod élastiqueUlus. Un matériau élastique linéaire déforme réversible et son stress augmente proportionnellement à la déformation. L'aorte et les artères sont grands corps élastiques non-linéaires: une fois étirée, la rigidité de l'artère ne est pas constante mais augmente avec le degré de distension. Cette non-linéarité dans les propriétés mécaniques des grosses artères est dû aux différentes propriétés de rigidité des éléments de support de charge, à savoir le collagène et l'élastine qui constituent la paroi des vaisseaux. L'élastine est hautement extensible avec un module d'élasticité de 0,6 MPa. En comparaison, le collagène est très rigide avec un module d'élasticité de 1 GPa 9. La rigidité initiale présentée par l'aorte à des valeurs de contrainte inférieurs est attribuée à l'élastine tandis que la grande rigidité exposé à des valeurs élevées de contrainte est due au collagène. La charge est transférée à partir d'élastine au collagène que le navire se distend et cette région de transfert de charge est là que le système vasculaire fonctionne. Par conséquent, à des pressions physiologiques, la rigidité artérielledépend de la contribution des deux élastine et de collagène 10.
La répartition et l'orientation de l'élastine et du collagène varient en couche à l'intérieur de la paroi artérielle. Dans les médias, l'élastine, le collagène et les cellules musculaires lisses sont regroupés dans hélices serrés qui se superposent de manière concentrique. Cet agencement permet l'artère pour résister aux charges élevées dans la direction circonférentielle. L'adventice est principalement collagène avec peu d'élastine et les fibres de collagène sont organisés d'une manière analogue à un filet. Ces fibres de collagène sont ondulées dans un état de repos et se redressent que la charge augmente. Augmente la rigidité que les fibres de collagène se redressent, empêchant ainsi l'artère de la rupture et allongement excessif. En raison de l'organisation structurelle et de faire varier l'orientation des fibres de collagène, les artères sont anisotropes: la rigidité exposé dépend de si le récipient est étiré longitudinalement de manière circonférentielle ou 11 in vivo stiffnes.s est donc un composite de rigidité longitudinale et circonférentielle de l'aorte.
La rigidité artérielle est généralement quantifiée in vivo que la vitesse conformité ou impulsion vague (VOP). la compliance artérielle est défini comme C = Dd / AP où Dd est le changement de diamètre et AP est la variation correspondante de la pression. Des valeurs plus faibles de conformité indiquent navires plus sévères. La conformité est calculée à partir de la relation pression dimension de l'artère et est donc une mesure directe de la rigidité. Comme la rigidité est diffusée non uniforme dans le système vasculaire 12, la conformité doit être mesuré au même endroit / similaire dans chaque objet de faire des comparaisons significatives entre les groupes expérimentaux.
La différence entre la conformité et de module d'élasticité, ce est que le module d'élasticité est normalisé à des dimensions du matériau. Conformité reflète donc rigidité structurelle, tandis que le module d'élasticité reflectes rigidité du matériau. Avec le vieillissement, l'augmentation d'épaisseur de paroi artérielle et d'élastine / rapport de collagène diminue, de sorte que à la fois la rigidité structurelle et la rigidité du matériau sont plus grandes.
Par rapport à la conformité, la VOP est une mesure indirecte de la rigidité artérielle. VOP est la vitesse à laquelle une impulsion de pression se déplace le long d'une longueur de l'artère et est influencée par les propriétés de la paroi du vaisseau. L'équation Moens-Korteweg est utilisé pour modéliser la relation entre la VOP et le module élastique: PWV 2 = E h / (2 ρ r) où E est le module d'élasticité progressive, h est l'épaisseur de la paroi, ρ est la viscosité du sang, et r est le rayon de la cuve . Une valeur de VOP supérieur suggère donc un navire plus rigide.
Conformité et module d'élasticité peuvent être mesurées expérimentalement ex vivo sur un segment excisé du navire. Pour déterminer la conformité, le segment de récipient est monté sur un myographe de pression 13,14. La pression dans le récipient est augmentée par étapes et ee changement de diamètre résultant est suivi en utilisant la microscopie vidéo. La conformité est déterminée à partir des données de pression diamètre. Module élastique incrémental peut être mesurée par un essai de traction. Données par étapes et force-déplacement dans ces expériences, le navire est tiré à part est collecté jusqu'à la rupture de l'anneau de la cuve. valeurs de contrainte et de déformation peuvent être calculés et tracés pour déterminer module élastique incrémental. Ces approches ex vivo peuvent être utilisés pour évaluer les changements dans les propriétés passives qui influent sur la raideur.
In vivo, en plus de la teneur mur, une raideur dynamique vasculaire est influencée par tonus des muscles lisses et 13,15,16 de la pression artérielle. VOP est la méthode la plus largement utilisée pour mesurer la rigidité aortique vivo dans des modèles expérimentaux. VOP peut être déterminée de façon non invasive par ultrasons Doppler ou aplanation 17. impulsion de pression est mesurée en deux endroits différents et le temps nécessaire pourl'impulsion pour parcourir la distance est la vitesse d'onde impulsionnelle. Parce que la VOP est mesurée sur une longueur de l'aorte, ce est une valeur moyenne de la rigidité. Les grandes artères sont non-linéaire élastique, de sorte que la rigidité et donc la VOP variera avec la pression artérielle. Une valeur de VOP élevée pourrait donc découler de la rigidité accrue ou sous pression élevée. Valeurs VOP doivent donc être normalisées à la pression artérielle de tirer des conclusions sur la rigidité du navire. Les méthodes de mesure qui intègrent l'influence de la pression artérielle avec les propriétés passives de la paroi vasculaire et les effets de médiateurs vaso-actifs qui modifient la tonalité donnerait un indice physiologiquement pertinente de la rigidité artérielle. Cette approche est mise en œuvre en mesurant PWV invasive en utilisant un cathéter à deux capteurs de pression séparés à une distance fixe 13. Ce cathéter à double pression est inséré dans l'aorte et les vasoactifs médicaments, tels que la phényléphrine ou de nitroprussiate de sodium, sont par perfusion intraveineuseun cathéter veineux à augmenter la pression artérielle et inférieure.
Ce protocole décrit un procédé pour déterminer la rigidité aortique in vivo à partir de sa relation pression-dimension dans un modèle de souris. Cette approche offre plusieurs avantages par rapport à la mesure de la VOP invasive. Indices de rigidité, tels que le respect, peuvent être calculées à partir des données de pression dimension recueillies par cette procédure. En outre, cette technique permet de mesurer la rigidité aortique locale parce rigidité est mesurée à partir d'un seul endroit. Cette approche est particulièrement utile pour mesurer la rigidité aortique ascendant que la courte durée de cette région rend une mesure de la VOP difficile à obtenir. intérêt de recherche existe en particulier dans l'aorte ascendante parce que ses propriétés mécaniques influencent la perfusion de la circulation coronaire et de la réponse cardiaque à un dysfonctionnement vasculaire.
Pour mesurer la relation pression-diamètre de l'aorte in vivo
Protocol
Ce protocole a été approuvé par le soin et l'utilisation des animaux Commission institutionnelle à l'Université Johns Hopkins.
1. Préparation des solutions, matériaux et animaux
- Préparer une / ml solution 300 ug de phenylephrine (PE) et 300 ug / ml, solution de nitroprussiate de sodium (SNP) dans 0,9% de solution saline. Préparer une solution d'héparine-solution saline séparé en mélangeant 1 ml de 1 000 U / ml d'héparine dans 10 ml de solution saline à 0,9%.
REMARQUE: Les médicaments doivent être à température ambiante avant utilisation. - Faire le cathéter pour perfusion intraveineuse de drogue à partir de deux 30 G x ½ "des aiguilles hypodermiques et PE 10 tuyaux en polyéthylène. Pour rendre le cathéter, à insérer une aiguille dans une extrémité du tube. Retirer la partie d'aiguille de l'autre aiguille hypodermique et insérer l'extrémité émoussée à l'autre extrémité de la tubulure. Fixer le cathéter à une seringue de 1 ml et remplir le cathéter avec la solution d'héparine-solution saline.
- Placez la souris dans la chambre c induction de l'anesthésieontenant 2-2,5% d'isoflurane dans 100% d'oxygène. Laisser la souris dans la chambre d'aspiration jusqu'à ce qu'il soit insensible à des stimuli externes.
- Débranchez la souris de la chambre d'induction et le placer sur le pavé électrocardiogramme chauffée (ECG). Maintenir l'animal à 2% d'isoflurane.
- Appliquer une pommade vétérinaire ou une solution saline aux yeux de l'animal pour prévenir la sécheresse durant la procédure.
2. Insertion du cathéter dans la veine caudale
- Etant donné que les veines de la queue sont situés latéralement sur les deux côtés de la queue, placer l'animal sur le côté pour un meilleur accès. Fixez la souris sur le bloc de l'ECG avec du ruban adhésif. Assurez-vous que l'animal est gardé au chaud pour promouvoir la vasodilatation des veines de la queue.
- L'utilisation d'un morceau de tube silastic comme un garrot, attacher le garrot autour de la base de la queue. Attachez le garrot assez serré pour se effondrer les veines mais pas assez pour couper la circulation artérielle. Après 2-3 min, la veine devrait gonfler et devenir plus visible.
- Tirez doucement la queue tendue. Pliez la queue à un angle d'une main et tenir l'aiguille parallèlement à la queue avec l'autre. Pierce l'aiguille où la queue est courbé à travers la peau dans la veine. Sang se rétracte dans le cathéter si l'aiguille est insérée dans la veine.
- Déposer une goutte de colle pour tissus où l'aiguille est insérée pour fixer le cathéter. Retirez le garrot et confirmer la perméabilité en injectant une solution saline avec peu de résistance.
3. Insertion de cathéter de la pression artérielle par l'artère fémorale
- Placer le cathéter de pression dans une seringue de 30 ml rempli d'eau distillée et la connexion du cathéter à l'unité de commande de pression. Faire tremper le cathéter dans l'eau, branché, pendant 30-45 min pendant les procédures d'installation et de chirurgie.
- Placez le décubitus dorsal des animaux et la bande de ses pattes sur le tampon de l'ECG. Appliquer la crème dépilatoire sur la poitrine et sur l'artère fémorale.
- Attendre 3-5 min et retirez la crème et les cheveux. Thoroughly retirer les poils de la poitrine pour éviter des artefacts lors de l'échographie. Essuyez la poitrine et les régions des membres postérieurs avec un tampon humide pour enlever l'excès de crème dépilatoire.
- Avec des ciseaux fins, faire une incision dans la peau au-dessus de l'emplacement de l'artère fémorale. Disséquer à travers le tissu adipeux sous-cutané pour révéler l'artère fémorale. L'artère fémorale est partiellement recouvert par l'abdomen. Utilisez des pinces hémostatiques pour déplacer l'abdomen suite. Gardez les tissus humides en le couvrant avec de la gaze humide ou encore dégoulinant solution saline dessus périodiquement pour éviter les tissus de se dessécher.
- En utilisant des pinces fines, séparer le nerf de distance du faisceau de l'artère veineuse. Percer doucement à travers la gaine autour du faisceau artère veine pour séparer l'artère de la veine. Passer une suture autour de l'artère à l'extrémité proximale et placer deux sutures à l'extrémité distale.
- Solidement nouer la suture plus distale pour arrêter l'écoulement du sang distale. Utilisez des pinces hémostatiques pour tirer le proximal suture pour arrêter temporairement le flux sanguin dans l'artère fémorale. Utilisez microciseaux de faire une petite incision dans l'artère fémorale. Faire l'incision près du nœud distale.
- Calibrer le logiciel d'acquisition de données au cathéter en utilisant les paramètres de calibrage de l'unité de commande de pression. Mettre l'appareil de contrôle de la pression à la lecture du transducteur et équilibrer le cathéter de pression pour que les sorties de cathéter 0 mm Hg dans la seringue remplie d'eau.
- Insérer le cathéter dans l'artère fémorale. Ouvrez l'incision avec une pince fine avec une main et insérez la tête de cathéter dans l'artère avec l'autre main.
- Nouer le milieu suture autour du fil de cathéter pour fixer le cathéter dans l'artère. Détendez-vous la suture proximale et avancer le cathéter de l'avant dans l'aorte abdominale. Knot la suture proximale de sécuriser davantage le cathéter et à prévenir les saignements.
- Déplacez doucement le pad ECG avec la souris, le cathéter de pression et une solution saline syringe à l'étape d'imagerie par ultrasons. Connecter le cathéter de pression sanguine à l'unité de commande de pression. Placer la seringue de solution saline dans la pompe à seringue. Permettre à l'animal et le cathéter se équilibrer pendant 20 min.
4. Mesurer diamètre aortique sur une plage de Blood Pressures
- Réduire l'isoflurane à 1,5%. Visualisez l'aorte ascendante longitudinalement sur B-mode en utilisant une vision à long axe. Monter le transducteur sur le système de rail de sorte que le même point de vue est maintenue pendant la durée de l'expérience.
- Sur l'ordinateur central de l'échographie, placez le curseur en mode M sur la section de l'aorte pour être suivis. Suivre le changement de diamètre de l'aorte au cours du cycle cardiaque en utilisant M-mode.
- Changer la solution saline dans la seringue à la solution de PE et placer la seringue dans la pompe à seringue.
- Enregistrez en mode M à la pression aortique base. Commencez perfusion à 360 mg / kg / min et laisser infuser pendant 1 min pour la pression aortique pour atteindre un plateau. Pour une souris de 25 g, ce doSE correspond à 30 ul / min.
- Notez le mode M, puis arrêter la perfusion, et attendre 2 min pour la pression artérielle pour revenir à l'état initial.
- Vitesse de perfusion réduite à 240 mg / kg / min. Pour une souris de 25 g, ce qui équivaut à la dose de 20 ul / min. Débuter la perfusion, infuser pendant 1 min sur la pression artérielle au plateau, et enregistrer en mode M. Arrêter la perfusion, et attendre 2 min pour la pression artérielle pour revenir à l'état initial.
- Répétez l'étape 120 pour 4,4 ug / kg / min PE (10 ul / min pour 25 g de souris).
- Remplacer PE avec une solution saline et laisser infuser la solution saline au taux utilisé pour la perfusion de 360 mg / kg / min (30 pl / min pour un 25 g souris). Laisser infuser pendant 2-3 min, jusqu'à nouvel perfusion ne produit pas une augmentation de la pression aortique et la pression est de retour à la ligne de base. Attendre 5 minutes pour que la pression sanguine se stabiliser à la ligne de base.
- Remplacer saline SNP.
- Enregistrez en mode M à la pression aortique base. Commencer perfusion à 240 ug / kg / min (20 ul / min pour 25 g de souris)et laisser infuser pendant 1 min. Lorsque la pression aortique atteint un plateau, enregistrer le mode M. Arrêter la perfusion et attendre 2 min pour la pression artérielle pour revenir à l'état initial.
- Débit de perfusion plus faible à 120 ug / kg / min (10 ul / min pour 25 g de souris). Débuter la perfusion, infuser pendant 1 min sur la pression artérielle au plateau, et enregistrer en mode M. Arrêtez perfusion et attendre 2 min pour la pression artérielle pour revenir à l'état initial.
- Répétez l'étape 60 pour 4,8 ug / kg / min SNP (5 ul / min pour 25 g de souris).
5. Mettre fin à l'expérience
- Pour euthanasier l'animal, l'isoflurane augmenter à 4%. Lorsque la respiration a ralenti, habituellement en 1-2 min, couper à travers le sternum avec des ciseaux pour ouvrir la cavité thoracique et exposer le coeur.
- Saisissez le cœur avec une pince à moyen et exciser du corps en coupant à l'aorte ascendante avec des ciseaux.
Representative Results
Une image longitudinal du ventricule gauche et l'aorte ascendante est capturée sur B-mode, comme représenté sur la Figure 1. En variante, une image longitudinale de l'aorte ne peut être obtenue, comme dans la figure 2. Le mouvement de la paroi cardiaque aortique pendant le le cycle apparaît comme deux lignes blanches sur le mode M, comme représenté sur la Figure 3. Les lumière aortique est dans la zone entre les lignes. Pression aortique est modulée par perfusion de médicaments vasoactifs. PE augmente la pression de l'aorte, comme représenté sur la figure 4A, et abaisse la pression SNP, comme représenté sur la figure 4B. En mode M est constatée lorsque les plateaux de pression artérielle, une minute après le début de la perfusion. Pression aortique est modifiée de manière incrémentielle en modifiant la dose du médicament administré, comme représenté sur la Figure 5. La dose de médicament est contrôlée par la vitesse de perfusion. Toutes les doses de médicaments sont en ug / kg / min. Diamètres maximum et minimum sont mesurées à partir de til en mode M, représentée sur la figure 3. Ces diamètres correspondent à la tension artérielle systolique et diastolique aortiques pressions enregistrées par la sonde de pression.
Systolique et diastolique et de pression diamètre valeurs de trois cycles cardiaques sont mesurés au départ et pour chaque dose PE et le SNP. L'écart-type entre les trois mesures de diamètre à une dose de médicament est comprise entre 0,01 mm et 0,04 mm. Diamètre de l'aorte peut être tracée en fonction de sa pression aortique correspondant à illustrer la relation pression-diamètre, comme représenté sur la figure 6A.
Ces valeurs pression-diamètre sont utilisés pour calculer la compliance aortique. La compliance artérielle est calculé en
C = (D - D sys dia) / (P - P sys dia) (1)
sys où D et D dia sont diamètres systolique et diastolique et P sys et P diades pressions systolique et diastolique. Conformité et moyenne pression aortique (MAP) sont calculés au départ et pour chaque dose PE et le SNP. La conformité est comploté contre MAP pour démontrer la pression dépendance de rigidité. En raison du comportement élastique non linéaire de l'aorte, la conformité diminue avec l'augmentation MAP, comme on le voit sur la figure 6B.
Figure 1:. Mesures Diamètre vue longitudinale de l'aorte ascendante sur mode B sont prises à partir d'une image longitudinale de l'aorte ascendante laissant le ventricule gauche. LV: ventricule gauche; PA: artère pulmonaire; AA: aorte ascendante. La visualisation de l'artère pulmonaire dépend de la mise en place de la sonde. Diamètre aortique est mesurée en aval de la valve aortique. Fréquence de la sonde utilisée pour capturer cette image est de 40 MHz.
Figure 2:. Autre vue de l'aorte ascendante sur mode B de l'aorte ascendante est de manière plus explicite et le ventricule gauche et cardiaques murs sont moins distinctes. AA: aorte ascendante; LV: ventricule gauche. Fréquence de sonde utilisée pour enregistrer cette image est de 40 MHz.
Figure 3:. Aorte visualisés en mode M sur diamètre aortique est mesurée à partir de l'image en mode M. Le mouvement de la paroi aortique se présente comme deux lignes ondulées. L'espace entre les deux lignes est la lumière aortique. Diamètres aortiques systolique et diastolique de trois cycles cardiaques sont mesurés à partir du mode M. Dans cette image, la pression aortique enregistrée par le cathéter de pression, le signal ECG et cycle respiratoire sont affichés en rouge, vert et jaune sur le mode M. Probe frequency utilisé pour enregistrer cette image est de 40 MHz et la vitesse de balayage d'acquisition est 1200 Hz.
Figure 4:. Modification de la pression aortique progressivement la pression aortique est modifié progressivement par la dose de médicament perfusé. la dose de médicament est modulée par la vitesse de perfusion. Toutes les doses sont en mg / kg / min.
Figure 5:. Modulant la pression aortique avec des médicaments vasoactifs aortique pression est augmentée avec une perfusion de vasoconstricteur phényléphrine (PE) et une diminution de la perfusion de nitroprussiate vasodilatateur de sodium (SNP). Aortique plateaux de pression 1 min après le début de la perfusion de médicament. M-mode du diamètre de l'aorte est enregistrée sur le plateau. (A) montre la montée en pression aortiqueavec 360 ug de perfusion / kg / min de PE. (B) montre la diminution de la pression aortique à 240 ug / kg / min de perfusion de SNP. Le temps de la perfusion est commencée et le temps le mode M est enregistrée sont étiquetés sur les traces. Pression aortique est modifiée de manière incrémentielle par la dose de médicament perfusé. la dose de médicament est modulée par la vitesse de perfusion. Toutes les doses sont en mg / kg / min.
Figure 6: Diamètre fonction de la pression et la conformité par rapport signifient parcelles de pression aortique diamètre aortique peut être relevée en sa pression aortique correspondant pour montrer la relation pression-diamètre (A).. La conformité peut être calculé pour chaque incrément de pression et comploté contre la pression aortique moyenne (PAM) pour montrer la dépendance de la pression de la rigidité aortique (B).
Discussion
Prise de mesure de diamètre à plusieurs incréments de pression sur une large plage de valeurs de pression est nécessaire pour la caractérisation précise de la relation pression-diamètre. Les limites de pression supérieure et inférieure qui peuvent être induits pharmacologiquement peuvent varier par le groupe expérimental, mais la plage idéale se situe autour de 25 mm Hg à 125 mm Hg diastolique et 50 mm Hg à 200 mm Hg systolique. Des doses de 360 ug / kg / min PE et 240 ug / kg / min SNP susciter généralement les limites de la plage de pression. Toutefois, des doses de PE peut être augmenté à 480 ug / kg / min et à 360 SNP ug / kg / min pour vérifier que les limites ont été atteintes. Concentrations de travail du PE et le SNP peut être diminué pour atteindre incréments de pression plus fines. Lorsque le diamètre va changer avec la pression aortique, en induisant les mêmes valeurs de pression entre les animaux et les groupes expérimentaux ne est pas important.
Cathétérisme veineux et artériel peuvent être effectuées à d'autres endroits avec le même oustcomes. Veine de la queue canule peut être difficile en raison de la petite taille de la veine de la queue. En outre, la veine de la queue ne est pas facilement visible chez les souris de couleur foncée. La veine fémorale peut être pourvue d'une canule comme une alternative. Cet itinéraire peut être plus facile depuis la veine fémorale est plus accessible. Pour l'insertion de cathéter de pression, en plus de l'artère fémorale, le cathéter peut être inséré à travers l'artère carotide. L'artère fémorale est préférable à l'artère carotide, cependant, parce que la région de la poitrine reste intacte pour l'imagerie ultrasonore. Canulation de l'artère fémorale peut être plus difficile parce que l'artère fémorale est plus petit. L'utilisation d'un cathéter 1,2 F et l'introduction du cathéter dans l'artère fémorale proximale au-dessous de la cavité abdominale à faciliter le processus d'insertion de canule. Plaçant quelques gouttes d'un agent vasodilatateur comme la lidocaïne sur l'artère fémorale ou l'aide d'un introducteur de cathéter peut également aider à agrandir la cuve pour faciliter l'insertion du cathéter. Le cathéter de pression doit être manipulé et utiliséselon les instructions du fabricant.
Localisation du cathéter dans l'aorte n'a pas besoin d'être cohérente entre les animaux comme la chute de pression dans l'aorte ne est pas significative. Cependant, en plaçant le cathéter dans l'aorte abdominale peut être préférable de minimiser les interférences avec l'imagerie par ultrasons de l'aorte thoracique. Certains mainframes ultrasons peuvent enregistrer la pression en temps réel avec la trace en mode M, donnant ainsi une mesure de pression pour chaque diamètre mesuré sur le mode M. Malheureusement, en raison de l'endroit où le diamètre est mesuré ne est pas au même endroit que là où la pression est enregistrée, un décalage existe entre la pression enregistrée au cathéter et la pression réelle dans l'aorte ascendante. Par conséquent, seulement des mesures maximum et minimum de diamètre peuvent être utilisés pour l'analyse des données.
La principale limitation de cette méthode est l'incertitude de mesure introduit par l'aorte se déplaçant dans et hors of le plan d'ultrasons au cours du cycle cardiaque. erreur de Motion-introduit est commun à toutes les études d'imagerie à base, notamment l'IRM et CT. stratégies de rémunération comprennent l'utilisation de caractéristiques anatomiques de changer le cadre de référence avec le mouvement 18 et sont mises en œuvre au cours du traitement des données. En tant que logiciel de compensation de mouvement ne est pas disponible, l'enquêteur doit être vigilant sur le réglage de l'emplacement de la sonde pour suivre le changement d'emplacement dans l'aorte avec l'augmentation de la pression artérielle et diminue. Diamètre mesures doivent aussi être prises par le centre de l'aorte. Toutefois, pour déterminer si l'emplacement d'enregistrement en mode M passe par le centre peut être difficile de juger sur l'image ultrasonore, en particulier aux positions de décalage aorte. L'incertitude introduite par ces limites manifestes dans le degré de dispersion des données, comme le montre la figure 6. L'obtention d'une image de la section transversale à la place de l'axe longitudinal de la Ascending aorte pourrait être une solution. Cependant, l'obtention de cette vue peut parfois être plus difficile et la trace en mode M résultant peut être moins claire. La circonférence de section transversale de l'image en mode B peut être mesurée à la place du diamètre de l'image en mode M. Cependant, lors de la détermination de circonférence maximale et minimale ont été réalisés sera limitée par la fréquence d'images en mode B et peut être plus difficile de juger que sur le mode M.
Faire plusieurs mesures de l'intrigue pression diamètre et augmenter la taille du groupe expérimental peut améliorer la précision des données. Les données de pression de diamètre peuvent être collectées à partir de plusieurs endroits le long de la poitrine. Ce protocole doit d'abord être effectuée avec la sonde placée sur une position sur la poitrine. L'aorte alors être visualisé avec la sonde placée sur un autre emplacement et le protocole répété.
Agents vasoactifs utilisés pour moduler la pression artérielle pourraient potentiellement affecter musc lisse aortiquele ton, qui à son tour aurait une incidence sur la rigidité. Toutefois, la manipulation de la pression aortique en retour veineux a été montré pour produire des changements similaires dans PWV invasive mesurée comme la manipulation pharmacologique chez le rat. Ces résultats démontrent que la perfusion de médicaments vasoactifs agir principalement sur les artères de résistance périphériques et ne affecte pas significativement aortique tonus musculaire lisse 19.
Ce protocole peut être effectuée chez des rats avec quelques modifications mineures. La poitrine est rasée avant d'appliquer la crème dépilatoire. A disponible dans le commerce 27 G x ½ "cathéter est utilisé pour la perfusion de médicaments. Les doses de médicaments utilisées pour moduler la pression aortique sont 40, 80, et 120 ug / kg / min de PE et 40, 80 et 120 ug / kg / min de SNP.
Outre l'aorte ascendante, les différences régionales dans la rigidité aortique peuvent être déterminées avec ce protocole. Raideur régional mesuré par cette approche serait plus précis que par VOP que des mesures are prise d'un endroit que se opposer à deux emplacements pour VOP. Toutefois, les régions le long de l'aorte qui peut être mesurée par cette technique sont limités à ceux qui peuvent être visualisées par ultrasons.
Le module d'élasticité peut également être calculé à partir des données collectées par cette méthode si une mesure d'épaisseur de paroi peut être obtenue. Précis dans la mesure in vivo de l'aorte de la souris est limitée par les limites de résolution de la technologie des ultrasons actuelle. L'amélioration future de la technologie des ultrasons pourrait faire in vivo mesure plus possible de l'épaisseur du mur. En variante, des mesures d'épaisseur peuvent être effectuées ex vivo. myographie de pression serait de fournir des mesures les plus précises parce épaisseur peut être mesurée à chaque incrément de pression.
Disclosures
Les auteurs ne ont rien à divulguer.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipment | |||
| High-resolution ultrasound machine | Visual Sonics | Vevo2100 | |
| 13-24 MHz transducer | Visual Sonics | MS250 | Used for imaging rats |
| 22-55 MHz transducer | Visual Sonics | MS550D | Used for imaging mice |
| Imaging Station | Visual Sonics | Imagine Station 1 | |
| 1.2F Pressure catheter | Transonic | FTH-1211B-0018 | |
| SP200 pressure control unit | Transonic | FFS-095-DP01 | |
| Standard Infusion Only Harvard Pump 11 Plus syringe pump | Harvard Apparatus | 702208 | |
| Isoflurane vaporizer | VetEquip | 911103 | |
| Induction chamber | VetEquip | 941443 | |
| 100% O2 | Airgas | OX USP200 | |
| Single Stage Brass 0-50 psi General Purpose Cylinder Regulator CGA540 | Airgas | Y11215B540 | |
| Stereo Boom Stand Microscope | National Optical | 420-BMSQ | |
| Fiber optic illuminator & light pipe | Cole Palmer | EW-41500-50 | |
| Supplies | |||
| 30G x 1/2" BD PrecisionGlide Needle | BD | 305106 | For tail vein cannulation in mice |
| Polyethylene Tubing PE10 | Becton Dickinson | 427401 | For tail vein cannulation in mice |
| 27G x 1/2" Surfloe winged infusion set | Terumo | SV*27EL | For tail vein cannulation in rats |
| Signa Gel Electrode Gel | Parker | 15-25 | Use for ECG recording |
| Aquasonic Clear Ultrasound Gel | Parker | 03-08 | Use for ultrasound |
| 1ml Sub-Q Syringes, 26G x 5/8" | BD | 309597 | |
| Nair | Nair | Depilatory cream | |
| Histoacryl | TissueSeal | TS1050071FP | Tissue glue |
| Braided Silk Suture 6-0 | Teleflex | 104-S | |
| Dumostar P55 fine forceps | Roboz | RS-4984 | |
| Microscissors | WPI | 501839 | |
| Fine scissors | FST | 14060-11 | |
| Medium forceps | Ted Pella | 5665 | |
| Hemostatic forceps | Roboz | RS-7131 | |
| Non-sterile cotton gauze sponge | Fisherbrand | 22-362-178 | |
| Cotton tipped applicators | Oritan | 803-WC | |
| Label tape | Fisherbrand | 15-901-20 | |
| Drugs | |||
| Sodium chloride | Sigma Aldrich | S7653 | |
| R-Phenylephrine hydrochloride | Sigma Aldrich | P6126 | |
| Sodium nitroprusside dihydrate | Sigma Aldrich | 71778 | |
| Software | |||
| Prism | GraphPad | ||
| Excel | Microsoft |
References
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