ERRATUM NOTICE
Important: There has been an erratum issued for this article. Read more …
Summary
Используя этот протокол, мы смогли изображение 160 мкм срезы толщиной головного мозга мышей, инфицированных паразитом Toxoplasma Gondii, что позволяет визуализации и анализа пространственных отношений между encysting паразита и зараженной нейрона.
Abstract
Токсоплазма является облигатным, внутриклеточным паразитом с широким спектром хозяев, включая человека и грызунов. В обоих людей и грызунов, Toxoplasma устанавливает пожизненную хроническую инфекцию в мозге. В то время как эта инфекция мозга протекает бессимптомно, в большинстве людей с нормальным иммунитетом, в развивающегося плода или ослабленных лиц, таких как синдром приобретенного иммунодефицита (СПИД) больных, в этом пристрастии к и настойчивости в мозге может привести к разрушительным неврологических заболеваний. Таким образом, очевидно, что взаимодействие мозговой Toxoplasma является критическим для симптоматической болезнью производимого Toxoplasma, пока мы имеем слабое представление о клеточном или молекулярном взаимодействии клеток центральной нервной системы (ЦНС) и паразита. В мышиной модели ЦНС Токсоплазмоз было известно на протяжении 30 лет, что нейроны являются клетки, в которых паразит сохраняется, но мало информации о том, какиечасть нейрона обычно заражены (сома, дендритов, аксонов), и если это сотовой отношения меняет между штаммами. В частности, это отсутствие является вторичным по отношению к сложности визуализации и визуализации целые зараженные нейроны от животного. Такие изображения, как правило, требуют последовательного секционирования и сшивание тканей отображаемого с помощью электронной микроскопии или конфокальной микроскопии после иммунной окраски. Объединив несколько методов, способ, описанный здесь, обеспечивает возможность использования толстых секций (160 мкм), чтобы идентифицировать и изображения целых клеток, которые содержат цисты, что позволяет трехмерной визуализации и анализа отдельных, хронически инфицированных нейронов без необходимости иммунным, электронная микроскопия или серийный секционирования и шить. Используя эту технику, мы можем начать понимать сотовой отношения между паразитом и зараженной нейрона.
Introduction
Основная цель данного метода является получение высокого разрешения, трехмерные изображения отдельных нейронов, которые заражены облигатной внутриклеточным паразитом Toxoplasma Gondii.
Toxoplasma часто считается одним из самых успешных паразитов из-за его большой промежуточной области хоста, которое включает в себя людей и грызунов. В обоих людей и грызунов, после острой инфекции при проглатывании зараженной пищи или воды, Toxoplasma может привести к хронической инфекции ЦНС путем преобразования из его форму быстрого дуплицируемый (в tachyzoite) в его медленном тиражирования и encysting форму (bradyzoite ). В иммунокомпетентных лиц, это латентное инфекции ЦНС, как полагают, чтобы быть относительно бессимптомно, но в индивидуумов с ослабленным иммунитетом, таких как больных СПИДом или реципиентов, рецидив паразита может привести к фатальной toxoplasmic энцефалита 1,2. Кроме того, недавние исследования гаве показали, что скрытая инфекция с токсоплазмозом может привести к поведенческим изменениям у грызунов 3,4, хотя механизм остается неизвестным.
Удивительно, но, несмотря на эти данные, подчеркнув важность взаимодействия CNS- Toxoplasma, относительно мало известно об этом отношений, особенно на клеточном и молекулярном уровне. Способность к обучению даже простые аспекты мозговой паразит взаимодействия была затруднена в части технологических ограничений. Например, большинство работы, показывающие, что нейроны клетки, в которой сохраняются кисты было сделано с электронной микроскопии (ЭМ) 5,6. Хотя EM дает высокое разрешение, это занимает много времени, трудоемкий, и дорого. Иммунофлуоресценции (ИФ) анализы недавно были использованы в сочетании с конфокальной микроскопии, чтобы подтвердить проделанную EM 7. Если анализы технически легко выполнить и относительно недороги, но при использовании этих методов, чтобы UndersТ и пространственное соотношение между кистой и инфицированных нейрона требуется серийный реконструкцию, которая занимает много времени, технически сложно, и может привести к потере ценной информации. Таким образом, мы разработали метод, который может быть использован с мышиной модели ЦНС токсоплазмоза и позволяет изображению полноту инфицированных нейронов без их или иммуногистохимии (IHC). Развивая такую технику, мы можем начать изучение клеточного отношения между инфицированной клетки и кисты относительно быстро и недорогим способом.
Метод, который мы разработали сочетает в себе новые технологии для оптически очистки и толстых срезов головного мозга визуализации с помощью конфокальной микроскопии 8 с системой, которая отмечает в естественных условиях клетки, которые были введены с паразитов белков 9,10. В этой системе, мы заражают Cre-репортер мышей, которые экспрессируют зеленый флуоресцентный белок (GFP) только после того, как Cre-опосредованного рекомбинации 11 с Toxoplasma 9. Это сочетание позволяет нам использовать зараженный мозг мыши после инфекции ЦНС установлено, вырезать толстые срезы головного мозга, и быстро идентифицировать соответствующие области, чтобы изображение путем нахождения RFP + кисты. Важно отметить, что, как клетка-хозяин выражение GFP зависит только от инъекции Cre паразитами, а не на инфекции, количество GFP + клеток не содержат паразитов 10. Поскольку целью данного протокола является, чтобы иметь возможность изображения целых инфицированных нейронов, в центре внимания находится только на GFP + нейронов, которые также содержат ППП + кисту, но протокол также может быть использован для изображения GFP + / RFP - нейроны.
После того, как зараженный мозг собирают и срезы, срезы оказываются прозрачным глицерина очистки. Соответствующие регионы разделах затем полученную с конфокальной микроскопии, альмычание беспрецедентный визуализация инфицированных клетках-хозяевах и осумкованный паразитов во всей их полноте. Здесь мы предлагаем полный протокол для выявления оптически клиринга и обработки изображений заражены нейронов.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
ПРИМЕЧАНИЕ: Мыши были выведены и поддерживаются в контролируемой температурой и влажностью комнате с 12 ч вспять светлые / тёмные циклы с пищей и водой, доступными по желанию в университете Аризоны. Эксперименты проводились на основе принципов и утверждения уходу и использованию комитета Институциональная животных из Университета Аризоны. Все усилия были сделаны, чтобы минимизировать страдания. В Cre-репортер мышей на C57BL / 6 фоне 11 и коммерчески доступны.
1. Мышь инфекции
ПРИМЕЧАНИЕ: способ заражения мыши с Токсоплазма описано ниже был использован в исследованиях опубликованных ранее 10 - 12.
- Выращивают штаммов Toxoplasma в фибробласты крайней плоти человека (HFFS) культивировали в Дульбекко с высоким содержанием глюкозы Модифицированный орлов Средний (DMEM), дополненной 10% FBS, 100 ед / мл пенициллина, 100 мг / мл streptomycin, и 2 мМ L-глутамина (cDMEM) в Т-25 колбу внутри 5% CO 2 инкубаторе до паразиты создали большие паразитофорной вакуоли.
- Шприц высвобождением паразиты путем соскабливания клеток со дна колбы и попутные полученного раствора через иглу калибра 25, соединенной с 3 мл шприца 2 раза в колбе затем передать всю раствора в 5 мл случае шприца, соединенного с иглой 27, что был перевернут в 15 мл коническую пробирку. Подключите поршень шприца и передать паразита решение в конической трубе.
- Центрифуга трубки в течение 10 мин при 300 х г. Аспирата супернатант затем ресуспендируют осадок в 4-6 мл стерильной класса USP 1x забуференный фосфатом физиологический раствор (PBS), рН 7,4 (маточный раствор).
- Загрузите гемоцитометр с 10 мкл раствора, подождать 5-10 мин для паразитов урегулировать затем подсчитать количество паразитов в четырех угловых и центральных площадях средней большой площади.
- Развести пунктСайты в соответствующего размера инокул та 100K / 200 мкл 1X PBS затем вводят мышам внутрибрюшинно (IP) при общем объеме 200 мкл.
ПРИМЕЧАНИЕ: Для этой процедуры, мыши были привиты с 100K Тип III (КЭП) 13 тахизоитами в 200 мкл 1x PBS. При заражении мышей с другими штаммами токсоплазм, концентрация инокулята, возможно, потребуется скорректировать с учетом уровня вирулентности.
2. перфузии и мозг Сбор
Примечание: Этот протокол был проведен на 21 день после заражения (точек на дюйм), так как это представляет собой момент времени, в котором пик количество цист, найденный в головном мозге мыши, но можно использовать и другие моменты времени. Размер, количество, расположение, наличие или отсутствие кисты зависит от многих факторов, в том числе линии мышей, паразитов типа деформации, а также размер посевной 7,14 - 17. Исследователи должны будут индивидуально определить соответствующий инокулята для мыши и Toxoplasма деформации он / она использует.
- Настройка все хирургические инструменты сбора урожая (Рисунок 1).
- Для каждой мыши, подготовить и держать на льду: 20ml шприц с 0,9% хлорида натрия (NaCl) + 10 МЕ / мл гепарина в 1x стерильной класса USP PBS (гепарин / солевой раствор); 20 мл шприц, наполненный 4% параформальдегида (PFA); Сцинтилляционный флакон с 15 мл 4% PFA. Для нескольких мышей, подготовить стакан, наполненный всей суммы каждого решения, необходимого для всех мышей, то составить свежий шприц с раствором для каждого перфузии.
- Обезболить IP мыши с 200 мкл / 25 г веса тела кетамина / ксилазина коктейль (24 мг / мл и 4,8 мг / мл соответственно) в день интерес. Монитор мыши для уровня анестезии, проверяя ног щепотку рефлекс. Продолжить с протоколом только один раз мышь не показывает никакого ответа на твердой ног крайнем случае.
Примечание: Другие методы анестезии могут быть использованы при условии, что соответствующий уровень анестезии достигается, преждеприступить к протоколу. - Наведите в положении лежа на спине на крытой площадке пены. Pin все четыре конечности при этом ступни спрей грудь и живот с 70% этанола (этанол) (рис 2а). Добавление нескольких стерильных бумажных полотенец под мышкой могут быть использованы, чтобы помочь поглотить переполнение перфузии жидкости.
- Подтяжка кожи чуть ниже грудины щипцами затем используйте ножницы, чтобы сделать разрез. Потяните кожу обратно, чтобы разоблачить грудной клетки (рис 2б).
- Поднимите мечевидного отростка и сделать брюшной разрез чуть ниже диафрагмы, подвергая печень, которая тупо отсечен от диафрагмы. Сделайте два разреза, один слева и один справа через диафрагму и в нижней части ребер. Продлить слева и справа разрезы примерно 1 / 2-2 / 3 вплоть грудную клетку, которая затем отражается обратно, чтобы открыть сундук полость (рис 2С).
ПРИМЕЧАНИЕ: Соблюдайте осторожность, чтобы не резать любые органы или крупные кровеносные сосуды дюкольцо эту процедуру так как это поставит под угрозу качество перфузии. - Заливать транскардиальную 10-20 мл гепарина / солевом растворе с последующим 10-20 мл 4% PFA.
ПРИМЕЧАНИЕ: Если перфузия сделано должным образом, печень изменит цвет с красного до желто-коричневого (рис 2D). Если это не сделано должным образом, кровеносные сосуды будут видны (рис 2E). - Переверните мышь на его животе, повторно-контактный ступни спрей голову и шею 70% этанола. Лифт кожу от основания шеи и сделать разрез. Удалить кожу, чтобы выставить череп (рис 2F). Обезглавьте голову на уровне плеч. Удалить череп, аккуратно удалите мозг, и поместить его в сцинтилляционный флакон, наполненный 4% PFA (рис 2G-H).
ПРИМЕЧАНИЕ: Если перфузиии, мозг будет казаться белым, без видимых кровеносных сосудов (рис 2i). Если мозг не очень хорошо перфузии, кровеносные сосуды будут видны (рис 2J). - Поместите крупицыции флакона с мозга в 4% PFA при 4 ° С в течение ночи, покрытые от света. Промыть мозг в не USP класса 1x PBS и переход к новой сцинтилляционный флакон, наполненный охлажденной 1x PBS. Хранить в мозг в 1x PBS при 4 ° С, покрытый от света.
ПРИМЕЧАНИЕ: Успешное очистки и томографии было сделано с разделами, хранящихся в 1x PBS в течение одного месяца, но лучше разделе мозг в течение нескольких дней, как длительное хранение в PBS будут восстановлены фиксацию PFA и может привести к менее оптимальных изображений , Автофлуоресцентной и увеличение размытия были отмечены в некоторых разделах отображенных после хранения в 1x PBS в течение одного месяца или дольше.
3. мозга секционирования
- Удалить мозг от 1x PBS и поместите его в матрицу мозга (рис 3а) в целях обеспечения более точной и даже прорезает мозга. Обрезать мозжечка и обонятельных луковиц, если они присутствуют, а затем вырезать мозг коронки в 2 или 3 части.
- Прикрепите каждую секцию головного мозга на образце монтажа блока с цианоакрилату. Прикрепите маленький блок 5% агарозном геле за раздел мозга на поддержку (рис 3б).
ПРИМЕЧАНИЕ: Другие механизмы поддержки могут быть использованы, но без поддержки, Vibratome может подтолкнуть на мозг, вызывая неравномерное секционирования. - Вырезать ткани в 160 мкм (рабочее расстояние объектива, используемого для формирования изображения) толстые секции с Vibratome установленной на скорости 4 и амплитуды 9.
ПРИМЕЧАНИЕ: Настройки скорости и амплитуды можно регулировать в зависимости от конкретной машины используются для того, чтобы получить даже, гладкие участки. Если настройкине правильно, результат может быть неровно, разрыв тканей или зазубрин. - Сбор срезах тканей в сцинтилляционный флакон, наполненный свежие, охлажденные 1x PBS, если они будут очищены в течение одной недели. Если разделы не будут очищены в течение одной недели, место секций в 1,5 мл микропробирок, заполненных криоконсерванта решения и хранить при температуре -20 ° C.
4. Оптическое просветление ткани головного мозга разделах
Примечание: Этот протокол был изменен с ранее опубликованным методом 8.
- Подготовка 25%, 50%, 75% и 90% об / об глицерине в 1x PBS + 2% Твин-20 (GL / PBST).
- Удалить секции из 1x PBS, или, если в криоконсерванта, промыть в 1x PBS и переносят в сцинтилляционный флакон, содержащий 10 мл 25% GL / PBST. Место флакона на качалке при 4 ° С, покрытой от воздействия света, в течение 12 часов.
- Убедитесь, что все разделы канули в боttom флакона. Аспирируйте 25% GL / PBST, оставляя достаточно, чтобы покрыть участки затем заполнить флакон с 10 мл 50% GL / PBST и место на шейкере при 4 ° С, покрытый от воздействия света, в течение 12 часов. Повторите этот процесс для 75% Gl / PBST затем 90% GL / PBST. Оставьте секций в 90% GL / PBST в течение 24 часов, чтобы достичь максимальной клиринга. В течение процесса очистки, соблюдайте постепенное оптического просветления (рисунок 4).
ПРИМЕЧАНИЕ: Этот процесс может быть ускорен, если решения будут изменены сразу после разделы канули на дно флакона. В 75% и 90% растворы, участки не будут погружаться весь путь до дна флакона, но будет плавать в середине.
5. Монтаж мозговой ткани Разделы
- Вырезать No. 1,5 покровное на 5 частей, чтобы создать прокладку. Используйте линейку и алмазный карандаш, чтобы забить и сломать покровное по пунктирным линиям, показанных на рисунке 5А. Отменить тон часть центра, организовать 4 внешних частей на равнине стекло, чтобы создать окно, а затем почистить ясный лак для ногтей на швы придерживаться куски распорки к слайду в правильной конфигурации (рис 5б).
ПРИМЕЧАНИЕ: прокладка будет использоваться для создания необходимого пространства между предметным и покровным для установки очищенные участки. Покровное могут быть сокращены в различных способов создания любого окна размера необходимо. Pre-Cut пены прокладки также имеются в продаже. Чтобы лак полностью высохнет, лучше сделать слайды с прокладками, по крайней мере за один день до монтажа секций. - Передача разделы на слайд с помощью пластиковой передачи пипетки с наконечником отрезаны. Убедитесь в том, чтобы заполнить окружающее пространство 90% GL / PBST. Осторожно опустите покровное над секциях, убедившись, что не вводить пузырьков. Избыток Gl / PBST может быть злой покончить с ворса протрите.
- Изображение GFP + нейроны, содержащие RFP +
ПРИМЕЧАНИЕ: Кроме того, уплотнение скользит полностью вокруг все ребра для хранения и вошедшие в более позднее время. Использование прозрачного лака для ногтей, чтобы запечатать слайд не является обязательным и может сделать его более трудно удалить покровное если кто-то, чтобы удалить разделы из слайда на более поздний срок для дальнейшей обработки.
6. изображений
ПРИМЕЧАНИЕ: Любая микроскоп может быть использован, который имеет возможность получения высокого разрешения Z-стеки.
- После первоначального поиска в фокальной плоскости в 10 раз, изменить к цели 20Х и сканирования через секцию, чтобы определить кисту, расположенный внутри GFP + клетки. Сосредоточьте область интереса (ROI) в поле зрения.
- Изменить к цели в 40 раз. Фокус вверх и вниз по всей ROI, чтобы убедиться, что все клетки и суул видны.
Примечание: Изображения были получены с использованием конфокальной микроскопии с 40X / 1.30 Нефть DIC M27 цели. - Использование установленное программное обеспечение визуализации, получить Z-стек, который включает в себя всю клетку с кистой. Средние параметры, используемые для получения изображения, показаны на рисунке 6.
ПРИМЕЧАНИЕ: Настройки, возможно, потребуется скорректировать в зависимости от каждого следователи срезов ткани и возможностей микроскопа. - Получить максимальную проекцию образа Z-стека, установив число проекций 1. Получить полный вращения вид, установив число проекций до 64.
Примечание: Другие программные пакеты доступны и могут быть использованы для получения максимальной проекции, вращения, а также другие виды изображений Z-стека. - Анализ изображения с программным обеспечением для анализа изображений.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Рисунок 7 включает в себя представительства изображения двух кисты, содержащие GFP + нейроны от двух разных 160 мкм толстых секций, а также представительства измерения расстояния от кисты к клетке тела для фигурного 7b. На рисунках 7 и B показывают, что этот новый Протокол позволяет для визуализации зараженной нейрона во всей своей полноте. 7С показывает, что с этой техникой формирования изображения, теперь можно количественно определить расстояние между кистой и клеточного тела (Imaris 7,7). Рисунок 7D полна вращения вид фиг 7В. Визуализация Z-стека в этой манере позволяет для проверки полного захвата клеткой и кисты. Рис 7E является 3D вращения фильм, показывающий, как изображение с 7D могут быть проанализированы Imaris 7,7 программного обеспечения, чтобы измерить расстояние от кисты Тело клетки либо от середины к средней OR от края до края. Хотя показано измерение было сделано с использованием прямую линию между кисты и клеточного тела, измерение после фактического GFP + процесса в тело клетки также могут быть получены (данные не показаны).
Рисунок 1: Хирургическое оборудование для удаления мозга мыши. () Впитывающей подушечкой. (B) пеноблок. (C) Иглы придавить ноги. (D) 25 G Забор крови множество. (E) 3-полосный переключатель. (F) 20 мл шприц для гепарина / солевом растворе. ( G) 20 мл шприц для 4% PFA. (H) Thumb щипцами. (I) Изобразительное ножницы, угловой в сторону, острые острые. (J) Острые острые ножницы. (K) Kelly кровоостанавливающих. (L) Mayo Ножницы. (М) (N) сцинтилляционный флакон для 4% PFA. Масштабная линейка = 8 см.
Рисунок 2: Сбор мозга мыши. () Мышь скованы и грудь опрыскивают 70% этанола. (B) Открытые грудь. (C) Грудь полость открыта. (D) Печень после надлежащего перфузии. (E) печени после неправильного перфузии. (F) Открытые череп. ( G) Мозг с половиной черепа удалена. (H) Собранные мозг во флаконе, заполненной 4% PFA. (I) головного мозга после надлежащего перфузии. (J) Мозг после неправильного перфузии.
Рисунок 3: Структурирование мозга мыши. () Головного мозга мыши Матри х. (B) головного мозга мыши и в агарозном геле, проставленный на монтажный блок с цианоакрилату внутри Vibratome камере, заполненной охлажденной 1x PBS.
Рисунок 4: процесс очистки Характерные изображения в разделе мозга мыши на каждом этапе процесса очистки..
Рисунок 5: Режущий и фиксации прокладку, чтобы скользить. . Количество 1,5 покровное с представительными знаков для резки покровное на 5 частей. В. Обычная предметное стекло с каждой частью разреза покровного прикрепил в месте с прозрачным лаком для ногтей, чтобы создать окно.
2237 / 52237fig6highres.jpg "/>
Рисунок 6: Снимок экрана общих параметров, используемых для получения изображения.
Рисунок 7:. Токсоплазма кисты могут находиться в пределах отдаленных нервных процессов (AB) максимальной проекцией изображения GFP + нейроны, содержащие RFP + цисты (белые стрелки). Шкала бар = 20 мкм. (СЕ) обеспечивают дополнительную визуализацию и анализ кисты-нейрона, показанное на B. (С) Imaris генерируемые прямая линия измерение расстояния от края кисты к краю тела клетки (149μm ). (D), 3-D вращения ролик . (Е) Imaris генерируемыеwww.jove.com/files/ftp_upload/52237/Animated-Video Рисунок 7E.avi "TARGET =" _ пустое "> 3-D фильм, показывающий измерение киста к клетке тела от обоих среднего и средними (163 мкм) и от края до края (149 мкм).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Учитывая, что клеточные изменения в инфицированных клетках-хозяевах были связаны с результатами болезни при инфекциях с другими внутриклеточными организмами, такими как ВИЧ, бешенство, и Chlamydia 18,19, мы разработали методику, которая позволила бы нам изучать интимные взаимодействия, которые происходят между ЦНС клетки-хозяина, токсоплазма. Метод, описанный здесь достигает этой цели, позволяя эффективно изображений хронически инфицированных нейронов. До разработки такого способа, например изображений был трудоемким, дорогостоящим, и не представляется возможным.
Теперь мы можем использовать эту технику, чтобы ответить на основные вопросы, касающиеся взаимодействия Toxoplasma -neuron, такие как специфичны нейронных областей, определенных паразитом? Разве это отличается от штаммов токсоплазм? У клеточные области, в которых хранятся сведения киста отличается от остальной части клетки (т.е. у инфицированных и неинфицированных дендриты из того же нейрона имеют одинаковое количество шипов)? Каковы сотовые характеристик, присущих инфицированных нейронов? Способность ответить на такие вопросы, необходимо понять, как Toxoplasma инфекция изменяет ЦНС, в том числе на уровне поведения.
Для получения наилучшего качества изображения, что очень важно, чтобы убедиться, ткань нарезать даже разделов. Если секции неровный, покровное не сидит правильно на секции, ведущей к неравномерному контакт с целью, в результате неоптимального изображения. Во время оптимизации этого протокола, были сделаны некоторые изменения. Оригинальный процесс очистки был осуществлен с фруктозой в попытке воспроизвести результаты, показанные на технологии, известной как SeeDB 20. Этот метод был несовместим с этой моделью, как это угасает RFP (в частности mCherry). Еще одним ключевым шагом, и, вероятно, наиболее важным из всех является позволяя максимально очистки тканевых срезов. Если не очищается должным образом, фон дифракция света будет выше, аизображения становятся шумными. Мы обнаружили, что добавление Твин-20 до глицерина дал несколько более четкое изображение, чем только глицерин. Современная технология позволяет получать изображения Z-стека через 160μm срезы толщиной ткани головного мозга, но в будущем, мы хотим, чтобы увеличить эту толщину 500 мкм или более, чтобы обеспечить еще более глубокого анализа.
Это только глядя на всей клетки и ее соединений, которые мы можем приступить к разработке механистической идеи о том, как мозг глобально влияет на токсоплазмоз. Этот новый протокол предлагает возможность изучать взаимодействие Toxoplasma -neuron на уровне одной клетки и делать это в быстром, экономичным образом. У нас есть еще изучить все возможные применения этого протокола и как это может перевести на другие системы, но мы ожидаем, она будет иметь несколько приложений.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы не имеют ничего раскрывать.
Acknowledgments
Мы благодарим весь лабораторию Koshy за полезные обсуждения. Мы благодарим Patty Jansma и Университета Аризоны Neuroscience Департамента за советом и помощью с изображениями. Мы также благодарим лабораторию Porreca для использования их Vibratome. Это исследование было поддержано американским Национальным институтом здоровья (NIH NS065116, АБК).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Vibratome Series 1000 Sectioning System | Technical Products International, Inc. | Other vibratomes are compatible | |
| Glycerol | Fisher Scientific | BP229-1 | |
| Tween-20 | Fisher Scientific | BP337-500 | |
| Premium Slides | Fisher Scientific | 12-544-2 | |
| #1.5 Coverslips | VWR | 48393 251 | |
| Diamond Scriber | VWR | 52865-005 | |
| Zeiss LSM 510 Meta confocal microscope | Zeiss | LSM 510 | |
| Ketaject® Ketamine HCl Inj., USP 100 mg/ml | Western Medical Supply, Inc. | 4165 | |
| AnaSed® Injection Xylazine 20 mg/ml | Lloyd Inc. | ||
| ZsGreen Mice | Jackson Laboratories | 7906 | B6.Cg-Gt(ROSA)26Sortm6(CAG-ZsGreen1)Hze/J |
| Surgical equipment | Thumb forceps; Fine scissors-angled to side, sharp-sharp; Sharp-sharp scissors; Kelly hemostats; Mayo scissors; Micro spatula. | ||
| Human Foreskin Fibroblasts (HFF) cells | These are primary cells from human foreskins. We make these in-house but they may be purchased from outside vendors. | ||
| Dulbecco's High Glucose Modified Eagles Medium (DMEM) | HyClone | SH30081.01 | |
| Penicillin Streptomycin Solution, 100x | Corning | 30-002-Cl | |
| 200 mM L-alanyl-L-glutamine | Corning | 25-015-Cl | |
| 25 cm2 Canted neck flask | Fisher Scientific | 1012639 | |
| Phosphate-Buffered Saline, 1x Without Calcium and Magnesium | VWR | 45000-446 | |
| Phosphate-Buffered Saline, 10x, USP Sterile Ultra Pure Grade | amresco | K813-500ml | |
| Fetal Bovine Serum | Gibco | 26140-079 | |
| Bright-Line Hemocytometer | Sigma-aldrich | Z359629-1EA | |
| Mouse Brain Slicer Matrix | Zivic Instruments | BSMAS005-1 | |
| Sodium Chloride | Fisher Scientific | BP358-1 | |
| Heparin sodium salt from porcine intestinal mucosa | Sigma-aldrich | H3393-100KU | |
| Paraformaldehyde | Fisher Scientific | O4042-500 | |
| 20 ml Disposable Scintillation Vials | Fisher Scientific | FS74500-20 | |
| Alcohol, Ethyl, 95%, 190 Proof | In-house | 17212945 | This product is purchased from an in-house stockroom. Other companies are compatible. |
| Imaris Software | Bitplane | ||
| Clear nail polish | Other brands are compatible | ||
| 10 ml Syringe with Luer-Lok | VWR | BD309604 | Other syringes are compatible |
| Three-way Stopcock | Any brand is compatible | ||
| Hypodermic needle | Any brand is compatible - used to pin down mouse. | ||
| Cell Scraper | Any brand is compatible | ||
| 25 G x 12" Tubing, Safety Blood Collection Set, with Luer Adapter | Greiner Bio-One | 450099 | Other brands are compatible |
References
- Luft, B., Remington, J. Toxoplasmic encephalitis in AIDS. Clin Infect Dis. 15 (2), 211-222 (1992).
- Hill, D., Dubey, J. P. Toxoplasma gondii: transmission, diagnosis and prevention. Clin Microbiol Infect. 8 (10), 634-640 (2002).
- Ingram, W. M., Goodrich, L. M., Robey, E., Eisen, M. B. Mice infected with low-virulence strains of Toxoplasma gondii lose their innate aversion to cat urine, even after extensive parasite clearance. PloS one. 8 (9), 75246 (2013).
- Evans, A. K., Strassmann, P. S., Lee, I. -P., Sapolsky, R. M. Patterns of Toxoplasma gondii cyst distribution in the forebrain associate with individual variation in predator odor avoidance and anxiety-related behavior in male Long-Evans rats. Brain Behav Immun. 37, 122-133 (2013).
- Ferguson, D. J., Hutchison, W. M. The host-parasite relationship of Toxoplasma gondii in the brains of chronically infected mice. Virchows Arch A Pathol Anat Histopathol. 411 (1), 39-43 (1987).
- Ferguson, D. J., Graham, D. I., Hutchison, W. M. Pathological changes in the brains of mice infected with Toxoplasma gondii: a histological, immunocytochemical and ultrastructural study. Int J Exp Pathol. 72 (4), 463-474 (1991).
- Melzer, T. C., Cranston, H. J., Weiss, L. M., Halonen, S. K. Host Cell Preference of Toxoplasma gondii Cysts in Murine Brain: A Confocal Study. J Neuroparasitology. , (2010).
- Selever, J., Kong, J. -Q., Arenkiel, B. R. A rapid approach to high-resolution fluorescence imaging in semi-thick brain slices. J Vis Exp. (53), (2011).
- Koshy, A., Fouts, A., Lodoen, M., Alkan, O. Toxoplasma secreting Cre recombinase for analysis of host-parasite interactions. Nat Methods. 7 (4), 307-309 (2010).
- Koshy, A. a, Dietrich, H. K., et al. Toxoplasma co-opts host cells it does not invade. PLoS pathog. 8 (7), (2012).
- Madisen, L., Zwingman, T. a, et al. A robust and high-throughput Cre reporting and characterization system for the whole mouse brain. Nat Neurosci. 13 (1), 133-140 (2010).
- Caffaro, C. E., Koshy, A. s, Liu, L., Zeiner, G. M., Hirschberg, C. B., Boothroyd, J. C. A nucleotide sugar transporter involved in glycosylation of the Toxoplasma tissue cyst wall is required for efficient persistence of bradyzoites. PLoS pathog. 9 (5), (2013).
- Saeij, J. P. J., Boyle, J. P., Boothroyd, J. C. Differences among the three major strains of Toxoplasma gondii and their specific interactions with the infected host. Trends in parasitology. 21 (10), 476-481 (2005).
- Dubey, J. P., Lindsay, D. S., Speer, C. a Structures of Toxoplasma gondii tachyzoites, bradyzoites, and sporozoites and biology and development of tissue cysts. Clin Microbiol Rev. 11 (2), 267-299 Forthcoming.
- Prandota, J. Possible Link Between Toxoplasma Gondii and the Anosmia Associated With Neurodegenerative Diseases. Am J Alzheimers Dis Other Demen. 29 (3), 205-214 (2014).
- Berenreiterová, M., Flegr, J., Kuběna, A., Němec, P. The distribution of Toxoplasma gondii cysts in the brain of a mouse with latent toxoplasmosis: implications for the behavioral manipulation hypothesis. PloS one. 6 (12), 28925 (2011).
- Ferguson, D. J., Hutchison, W. M. An ultrastructural study of the early development and tissue cyst formation of Toxoplasma gondii in the brains of mice. Parasitol Res. 73 (6), 483-491 (1987).
- De Chiara, G., Marcocci, M. E., et al. Infectious agents and neurodegeneration. Mol Neurobiol. 46 (3), 614-638 (2012).
- Scott, C. a, Rossiter, J. P., Andrew, R. D., Jackson, A. C. Structural abnormalities in neurons are sufficient to explain the clinical disease and fatal outcome of experimental rabies in yellow fluorescent protein-expressing transgenic mice. J Virol. 82 (1), 513-521 (2008).
- Ke, M. -T., Fujimoto, S., Imai, T. SeeDB: a simple and morphology-preserving optical clearing agent for neuronal circuit reconstruction. Nat Neurosci. 16 (8), 1154-1161 (2013).
Tags
Нейробиология выпуск 94 Neuroscience конфокальной микроскопии мышь мозг очистка флуоресцентные белки,Erratum
Formal Correction: Erratum: 3-D Imaging and Analysis of Neurons Infected In Vivo with Toxoplasma gondii
Posted by JoVE Editors on 09/01/2015.
Citeable Link.
A correction was made to "3-D Imaging and Analysis of Neurons Infected In Vivo with Toxoplasma gondii". The ordering of the authors was inverted. The order has been updated from:
Anita A. Koshy, Carla M. Cabral
to:
Carla M. Cabral, Anita A. Koshy
