Summary
intratracheal החדרת תיווך אינטובציה (IMIT) של חומרים כימיים היא שיטה מצוינת, לא פולשנית ללימוד מחלות בדרכי הנשימה, כמו גם שיטה להחדרת חומרים כימיים טיפוליים ישירות לתוך הריאות. זוהי שיטה מהירה ושחזור ביותר אשר מתאימה לניסויים פרה-קליניים.
Abstract
מחקרי מחלות בדרכי הנשימה בדרך כלל כרוכים בשימוש במודלים עכבריים מערכות פונדקאיות. ואולם, יש הבדלים משמעותיים פיסיולוגיים בין העכברי ומערכות נשימה של אדם, ובמיוחד בשטחים שלהם בדרכי הנשימה העליונות (אגדו,). בחלק מהדגמים, הבדלים אלה בחלל האף העכברי יכולים להיות השפעה משמעותית על התקדמות מחלה ולהצגה בדרכי הנשימה התחתונה (LRT) בעת שימוש בטכניקות החדרת אינטרה, שעלול להגביל את התועלת של מודל העכבר ללמוד במחלות אלה. מסיבות אלה, זה יהיה יתרון לפתח טכניקה להחדיר חיידקים ישירות לתוך ריאות העכבר כדי ללמוד מחלה LRT בהיעדר המעורבות של אגד. יש לנו מכונים החדרת intratracheal תיווך אינטובציה טכניקת מסירה (IMIT,) ייחודית זה ריאות. טכניקה לא פולשנית זו מקטינה את הפוטנציאל להחדרה לזרם הדם, אשר יכול להתרחש במהלך traditi פולשניים יותרגישות onal כירורגית intratracheal זיהום, ומגביל את האפשרות של משלוח מערכת עיכול מקרי. IMIT הוא תהליך בן שני שלבים שבעכברים מונשמים ראשון, עם שלב ביניים כדי להבטיח מיקום קטטר נכון לתוך קנה הנשימה, ואחריו החדרת מחט בוטה לקטטר לתווך משלוח ישיר של חיידקים לריאות. גישה זו מאפשרת יעילות> 98% מאספקה לריאות עם הפצה מעולה של מגיב בכל הריאה. כך, IMIT מייצג גישה חדשנית ללימוד מחלה LRT ומשלוח טיפולי ישירות לתוך הריאות, שיפור על היכולת להשתמש בעכברים כממלאי מקום לחוות דעה על מחלת נשימה של אדם. יתר על כן, את הדיוק ואת שחזור של מערכת מסירה זה גם עושה את זה נוח לטוב תקני מעבדה עיסוק (GLPS), כמו גם אספקה של מגוון רחב של חומרים כימיים הדורשים משלוח יעילות גבוה לריאות.
Introduction
עכברים כבר משמשים מודל ביטויים רבים אדם מחלה, כוללים מספר עצום של מחלות בדרכי הנשימה. מודלים של מחלות פונדקאיות הם לעתים קרובות מסוגלים לשחזר את כל ההיבטים של מחלת מודל, בדרך כלל עקב פיסיולוגי חשוב או הבדלים חיסוניים בשני דגמי המארח. כך, במטרה לשפר את מערכות מודל היא לפתח גישות שתאפשרנה תחליפים לשקף באופן הדוק יותר תהליך מחלה או לארח תגובה כפי שנצפו במערכת המארח המקורית. ישנם מספר הבדלים עיקריים פיסיולוגיים בין עכברים ובני האדם במנגנון שבאמצעותו הם השראה לאוויר. כלולים בהבדלים אלה הבדלי ratiometric משמעותיים בגודל בין אגד ורכבת הקלה. הערכה הוא שעכברים בעלי> 100 לקפל את שטח הפנים אגדו לא ביחס לבני אדם, מנורמל נגד כולל 1,2 קיבולת ריאות. כך, turbinates האף של העכבר מאפשר סינון נרחב יותר של אוויר השראה כדי להקל על שיעור גדול בהרבה של breathing, אשר עשוי להשפיע באופן משמעותי על מחקרים של דלקת ריאות אם זיהום של חלל האף משחק תפקיד משמעותי בהתקדמות מחלה.
מספר גישות שונות נוצלו כדי להחדיר חיידקים לריאות של עכברים ללמוד מחלות בדרכי הנשימה כמו בני-. הנפוץ ביותר של גישות אלו הוא חיסון אינטרה, שבו השעיה נוזלית מיושמת בnares אחד או שניהם של עכבר. בעוד פשוט יחסית, אזהרות כגון החדרת כמות וסוג של הרדמה המשמשת יכול להשפיע על היעילות של החדרה לרכבת הקלה באמצעות חיסון אינטרה-3-5. באופן ספציפי, מילר et al. הראה שהחדרת אינטרה של tularensis Francisella בכמויות פחות מ -50 μl לא הביא להחדרה של החיידקים לרכבת הקלה 6. הם התבוננו נוספים החדרת LRT טובה יותר בעת שימוש isoflurane בשאיפה לעומת הזריק קטמין / xylazine להרדמה. עם זאת, experienc שלנודואר עם חיסון intranasal Yersinia pestis מציין חיסון עקבי יותר יכול להיות מושגים באמצעות קטמין / xylazine לעומת isoflurane (MBL, נתונים שלא פורסמו). הבדלים אלו ניתן לייחס לפתוגן בשימוש או לשינוי בנהלי מעבדה, אבל חשוב להדגיש את השונות הפוטנציאליות בטכניקה זו. יתר על כן, ריאות שנקטפו זמן קצר לאחר תכנית החדרת אינטרה כי אחוז נמוך יחסי של הבידוד החיידקים הראשוני מגיע הריאות (במקרה של י 'pestis, רק 10% נמצאו 1 שעה לאחר החדרת 7), המצביעה על כך מספר רב של חיידקים יכול להישמר באגדתי (או נבלע בתוך מערכת העיכול). במודלים של מחלות מסוימות, בתצהיר משמעותי זו של חיידקים ברירית אגד לא יכול לבלבל את ההבנה של התקדמות המחלה שלנו, אם האורגניזם מסוגל מיישב את חלל האף העכברי באופן עקבי עם המחלות של בני האדם. לדוגמא, באמצעות in vivo </ Em> הדמיה, היא נצפתה כי Burkholderia pseudomallei, שאינו ליישב אגדו לא האנושי, גורם לזיהום אופורטוניסטי מכריע של חלל האף העכברי כאשר נמסר על ידי שיטת החדרת אינטרה 8.
שיטות אחרות לצורך הקניית חיידקים לריאות של עכברים גם להיות מועסקת במחקר מחלות מדבקות. עם זאת, בהשוואה להחדרת אינטרה שיטות אלה נוטים לדרוש מומחיות טכנית יותר ו / או ציוד יקר מבלי לבטל את הפוטנציאל לייזום זיהום במספר רב של אתרים (לדוגמא, בתרסיס [אגדתי ורכבת הקלה]; [מערכת עיכול ורכבת הקלה] transoral; וintratracheal כירורגית [רכבת קלה וזרם דם]). בהתחשב בסיבוכים האפשריים שיכול להיות קשורים לאתרים משניים לזיהום, שבקשנו לפתח גישת intratracheal שעוקף את אגד ומספקת הפתוגן ישירות לתוך הריאות של עכברים מורדמים, אבל גם מגביל inoculat בשוגגיון לתוך זרם הדם או במערכת עיכול. לצורך זה, intratracheal החדרת תיווך אינטובציה (IMIT) פותחה כהליך ניתוחי אשר מבטיח החדרת LRT של הבידוד על ידי הכללת שלב ביניים כדי לוודא מיקום צנתר נכון לפני החדרה. שיטה זו מתוארת באמצעות החדרת צבע להפגין חזותי הפצה רחבה של הבידוד לאורך כל הריאה, ופ החדרת aeruginosa כדי להדגים את האספקה יעילה מאוד (> 98% מהבידוד) של שיטה זו לריאות. חשוב לציין, בזמן שפותח במקור למסירה בקטריאלי, IMIT מציע גם כלי יעיל ל: i) החדרה של מולקולות שונות לחקר מודלים אחרים בדרכי הנשימה מחלה, ii) אספקה טיפולית ריאות ספציפיות, וiii) את הלימודים בתפקוד ריאות בסיסיות, לרבות ממוקד משלוח siRNA לריאות.
Protocol
הערה: כל הנהלים שתוארו כאן היו נבדקו ואושרה על ידי האוניברסיטה לואיוויל הוועדה מוסדית בטיחות ביולוגית (פרוטוקול # 13-056) ומוסדי טיפול בבעלי חיים ושימוש הוועדה (פרוטוקול # 13-064).
1. הכנת צבע
- לדלל 0.1% (w / v) הצבעים קומסי בPBS ולסנן לעקר באמצעות מסנן מזרק 0.45 מיקרומטר.
2. הכנת Pseudomonas aeruginosa התרבות
- 15 שעות לפני החדרה, לחסן 3 מיליליטר של תרבות מרק עם מושבת חיידקים בודדת.
- לגדול hr תרבות 15 על 37 מעלות צלזיוס על שייקר (200 סל"ד).
- צנטריפוגה מיליליטר 1 של התרבות בXG -1.5 מיליליטר צינור microfuge 12,000 למשך 30 שניות.
- הסר את המדיום וresuspend את הכדור ב1ml של PBS.
- לדלל aliquot של ההשעיה מניית חיידקי 1:10 ב PBS ולמדוד את OD 600 של ההשעיה חיידקים המדולל כדי לקבוע אתריכוז חיידקים.
- לדלל את ההשעיה מניית החיידקים בPBS לריכוז הרצוי של הבידוד חיידקים, באמצעות משלוח נפח של 50 μl חיסון IMIT.
3. IMIT החדרה
- הנח קבוצה של עכברים לחדר אינדוקציה ההרדמה isoflurane ולהרדים באמצעות 2 - 3% תערובת isoflurane / חמצן.
- בתחילה הראשונית של הרגעה, עורף העכבר, מחזיק את העכבר זקוף, ולנהל 10 μl של פתרון לידוקאין 2% על ידי מחט gavage לחלק האחורי של הגרון ולאפשר הפתרון לניקוז עד למכסה הקנה. החזר את העכבר לתא ההרדמה.
- לאפשר מינימום של 5 דקות על מנת לאפשר לידוקאין ייכנס לתוקף מלא כחומר הרדמה מקומית.
- כאשר עכברים השיגו את הרמה רצויה של הרגעה (קצב נשימה של ~ 60 פעימות לדקה), להפחית את isoflurane עד 2% כדי לשמור על הרגעה.
- צבע Preload או הבידוד חיידקים לתוך μl 250 גז חזקכושר מזרק דיוק עם מחט קהה ארוכה 22 G.
- ראשון לצייר עד 150 μl של אוויר, הנמדד על ידי בוכנת הטפלון של המזרק. בשלב הבא, להכין 50 μl של הבידוד על ידי קידום בוכנת הטפלון מסימן 150 μl לציון 200 μl על גוף המזרק.
הערה: כאשר המדגם ייפלט לעכבר מחובר לצינורות, ההשעיה 50 μl תימסר ראשונה, ואחריו 150 על כרית אוויר של μl אשר תפיץ הבידוד לאורך כל הריאה.
- ראשון לצייר עד 150 μl של אוויר, הנמדד על ידי בוכנת הטפלון של המזרק. בשלב הבא, להכין 50 μl של הבידוד על ידי קידום בוכנת הטפלון מסימן 150 μl לציון 200 μl על גוף המזרק.
- הסר עכבר אחד מחדר האינדוקציה ושכב פרקדן על פלטפורמת אינטובציה. לאבטח את העכבר לפלטפורמה ידי משדלת החותכות שלה עם טבעת O מחוברת לרצועה ולקרו, והאבטחה וולקרו לפלטפורמה. הרם את העכבר לשיפוע של 45 °.
- באמצעות המוליך כותנה מיקרו, לחזור בו מהלשון בתנועת גלגול, באמצעות היד הדומיננטית.
- עם nondominant היד, להשתמש בכושר Otoscope פועל עם מצפה אינטובציה לשני maintain הכחשה לשון ולדמיין את מייתרי הקול.
- עם היד הדומיננטית, להשתמש חוט מדריך מושחל דרך 20 קטטר G לצנרר העכבר, ישיבה הצנתר עד לעומק 10 מ"מ לתוך קנה הנשימה של העכבר (קטטר הוא בכושר עם שרוול סיליקון עם 10 מ"מ של קטטר החשוף). הסר את otoscope / המצפה.
- ודא שהעכבר כבר מחובר לצינורות בצורה נכונה על ידי הבטחת קטטר עם nondominant היד בזמן מצרף אורך מחובר Luer של 1/16 "צינורות שקופים המכילים צבע בצבע בקצרה.
הערה: הצבע יהיה במהירות יעבור הלוך ושוב בתגובה לנשימה. - אל תמשיך בצעדים הבאים אם אישור של אינטובציה לא הוקם בשלב זה. אם אינטובציה ניסתה לכפות נכשלה, לאפס את חוט קטטר ומדריך לניסיון נוסף אחד באינטובציה.
הערה: זה unadvisable לנסות יותר משני intubations של עכבר בפגישה אחת מבלי לגרום לטראומה לעכבר. - המשךלאבטח את הצנתר עם nondominant היד תוך שהוא מחדיר את מזרק דיוק / מחט קהה המכילה את כרית השעיה / אוויר הנוזלית.
- לוותר נוזל / האוויר ישירות לתוך הריאות בתנועה חלקה אחת ולהסיר באופן מיידי את המחט / קטטר מהעכבר.
- החזר את העכבר לכלוב ולאפשר התאוששות מן ההרדמה.
4. אפיון של משלוח IMT
- לאחר החדרת IMIT, להרדים את העכבר על ידי CO 2 חנק בלאחר חיסון זמן מתאים.
- אבטח את העכבר מורדמים על קרש חיתוך ולהשרות את החזה והבטן עם 70% EtOH באמצעות בקבוק להשפריץ.
- אם הערכת הפצת סוכן הדמיה של ברחבי הריאות, להסיר את הריאות מבעלי החיים באמצעות טכניקה סטרילית ולהציג את הריאות כמתאימות להדמיה.
הערה:. ריאות יכולות להיות מוכנות לטכניקות צביעה היסטולוגית נוספות באמצעות קיבוע או הקפאה מתאים </ Li> - אם הערכת נטל החיידקים של רקמת ריאה נגועה, להסיר את הריאות מבעלי החיים באמצעות טכניקה סטרילית. ריאות מקום לסטרילי, preweighed תיק מדגם 1 גר '. לשקול ולהקליט את המשקל של תיק המדגם + ריאות.
- הוסף 1 מיליליטר סטרילי 1X PBS על כל תיק מדגם + רקמות. יש לחתום מחדש תיק מדגם.
- Homogenize רקמות על ידי עדין מתגלגלות פיפטה סרולוגית 25 מיליליטר מעל לכריות הדגימה + הרקמה.
- צור דילולים סידוריים של homogenate הריאות בPBS סטרילי וצלחת על צלחת אגר (LB, או כפי שמתאימים למיני חיידקים הנלמדים):
- לנהל דילול סדרתי של פי שש בצלחת גם 96 U-תחתונה על ידי pipettor רבת ערוצים ואז צלחת דגימות בשלושה עותקים על ידי רב-ערוצית בצלחת אגר.
- דגירה צלחות אגר לילה בשעה 37 ° C ולמנות יוצרי יחידות מושבה למחרת.
Representative Results
כדי להמחיש את הפצתו של חומר החדיר באמצעות שיטת IMIT, 50 μl של 0.1% לצבוע צבעי קומסי הוחדר לריאות של עכבר בהרדמה. העכבר היה מורדמים באופן מיידי והריאות הוסרו על ידי נתיחה לאחר מות סטרילי. איור 1 מציג שהצבע נמסר לכל אונות הריאה.
כדי לקבוע את כמות החיידקים מועברת אל הריאות באמצעות שיטת IMIT, שלוש קבוצות של עכברים (N = 3) היו החדיר עם שלושה ריכוזים שונים של פ aeruginosa (x 1.21 x 10 8, 1.21x10 7, ו1.21 10 6 יחידות מושבה להרכיב [CFU] לכל 50 μl). מייד לאחר החדרת IMIT, עכברים מורדמים, ריאות הוסרו, ומספרי חיידקים נפקדו ובהשוואה לinoculums (איור 2). משלוח של הבידוד הוא יעיל ביותר באמצעות שיטה זו, עם> 98% מהבידוד התאושש מהריאות של החדירבעלי חיים. יתר על כן, החדרת IMIT הייתה מאוד לשחזור, ללא קשר לריכוז של הבידוד (R 2 = 0.9951).
איור 1: החדרת IMIT מפיצה הבידוד לאורך כל ריאות ריאות מעכברים החדירו עם 50 μl של 0.1% צבע כחול תכנית הכחולה Coomassie מבריק מופץ בכל האונות..
איור 2:. החדרת IMIT של חיידקים לריאות עכברים החדירו עם פ aeruginosa ואת מספר החיידקים החדירו לתוך הריאות (התחבר 10 CFU - התאושש) הושוו להערכת הבידוד (התחבר 10 CFU - נמסר). כל עיגול מייצג את CFU / הריאות של עכבר בודד (n = 3 עבור כלמינון חיידקים).
Discussion
החדרת IMIT מציעה שיפורי מפתח למודלים של מחלות בדרכי הנשימה קיימות ביכולת להחדיר חומרים כימיים reproducibly ישירות לתוך הריאות. זוהי גישה מהירה הממוקמת באופן אידיאלי לצוות של שני חוקרים, שאחד מהם מנהל את הלוגיסטיקה של הרדמה וכליאה, ואחרת שמבצעת את טכניקת IMIT. מחקרים גדולים שיכולים להתבצע באמצעות IMIT עם מחויבות זמן ממוצעת של 3 - 2 דקות לכל עכבר. בגלל שהגישה עושה שימוש בisoflurane כחומר הרדמה, עכברים להתאושש במהירות מההרדמה, צמצום הזמן בעלי מעקב בעלי חיים באמצעות התאוששות.
האספקט הכי המאתגר מבחינה טכנית של שיטת IMIT הוא השלב הראשוני של intubating עכברים. אנשים לומדים לבצע IMIT יכולים להתמקד בשלב זה ראשון של מיקום קטטר והבטחת אינטובציה שהושג באמצעות האישור החזותי של תנועת צבע. היתרון של הגישה הוא שריאות המפרטהחדרת ific מובטחת באמצעות שימוש באישור לאינטובציה, מה שמגביר את אמונן של החוקר החדש, כמו גם המומחה מנסה צנרר חיה קשה. המרכיבים העיקריים של אופטימיזציה של הסבירות לאינטובציה מוצלחת הם: א) השיג הרגעה עמוקה כדי לאפשר זמן עבודה מספק, ii) מיקום נכון של המצפה בפה כדי לאפשר הדמיה טובה של מכסה הקנה, iii) מיקום עומק טוב של מצפה כך שהלשון נשארה חזרה לאורך כל ההליך, וiv) שימוש בפלטפורמת ההטיה לתמוך ידיו של החוקר, כך שההליך מתנהל רגוע ועם גישה קבועה.
אחת המגבלות של הליך IMIT קשור לשכיחות של אירועי החדרת IMIT. בשל הטראומה הפוטנציאלית הקשורים עם אינטובציה החמיצה, זה לא מומלץ שיותר משני ניסיונות אינטובציה ייערכו בפגישה אחת (עד שתי החטאות). IMITיש פוטנציאל מצוין ביכולתה לשמש כדי לספק תרופות לריאות העכבריות, משטרי טיפול זאת אשר עושים שימוש במשלוח תכוף מאוד של מגיב לריאות לא יכול להיות מתאים לIMIT. זה יכול להיות אפשרי, כי IMIT יכול לשמש יומי כדי לספק חומרים כימיים לתוך ריאות עכבריות מבלי לגרום לטראומה משמעותית, אבל הוא חשב רק כאשר שנערך על ידי חוקר מיומן, כמו רוב הטראומה יחד עם אינטובציה להיות מזוהה עם אירוע אינטובציה החמיץ . IMIT בתדר גבוה כזה יש לדון עם וטרינרים מקומיים וIACUC.
מגבלה פוטנציאלית נוספת של IMIT היא בגודל של העכבר אשר נמצאת בתהליך מונשם. הליך IMIT שתואר לעיל פותח באמצעות עכברים של כ 17-22 g, שבו קטטר 20 G נמצא בגודל מתאים לקנה הנשימה של עכברים בטווח גדלים זה. צנתרים גדולים יותר היו בשימוש בהצלחה בעכברים מבוגרים; הפיתוח הראשוני של מטר IMITשימוש ADE של קטטר G 18 בעכברים / ג BALB שהם> 20 גרמו. חשוב לציין, אם גדלי צנתר חלופיים משמשים, צריכים להיות שמקורו מחטים קהות אשר מתאימה לומן של הצנתר והם גזומים לאורך המשתרע רק 1 מ"מ מעבר לקצה הצנתר. אינטובציה של עכברים קטנים יותר מ -17 גר 'עשויה להיות אפשרית אבל לא מומלצת בשל המומחיות הנדרשת, ותדרוש שימוש בצנתרים ומצפה מאשר תוארו לעיל קטנים יותר.
יש לנו להשתמש IMIT למסירה של כמה פתוגנים נשימה בנוסף לפ aeruginosa, כולל ב ' pseudomallei 9 וקלבסיאלה pneumoniae 10. מודל IMIT עשה התקדמות חשובה למחקריהם של ב 'שלנו מחלות בדרכי הנשימה pseudomallei, לאחר שזיהו כי חיסון intranasal גורם תחלואה מוקדמת, אגדתי-קשורה של עכברים ולא נקודת סיום המחלה המערכתית שנצפתה במחלות של בני אדם 9. ב pseudomallei היא אין תמיכה בבחירה Tier 1סוכן לא של השפעת ההגנה מפני טרור ביולוגי, וכפי שמודלים כאלה, נשימה מחלה מפותחים עבור חשיפת תרסיס שמודלי מסלול הגנה מפני טרור ביולוגי הקשורים פוטנציאל של כניסה לפתוגנים מעובדים לנשק. מכיוון שמודלי תרסיס הנוכחיים לגרום לזיהום של שתי אגד וLRT, אותו פנוטיפים תחלואה מוקדמת הפוטנציאל זיהינו למודל אינטרה-ב ' מחלות בדרכי הנשימה pseudomallei עשויות לחול על מודל התרסיס. הסתגלות עתידית של מודל IMIT יכולה להיות משלוח בתיווך אינטובציה תרסיס (עימאד), שבו עכברים מחוברים לצינורות לאספקת תרסיס היעד רק לריאות. מאווררים מכאניים זמינים כעת כדי לשמור על ההרדמה isoflurane, אשר יכול להיות מותאמת כדי לספק ולא מבוסס נוזל אתגר תרסיס,, מחולל מחלה.
IMIT פותח בתחילה כגישה כדי לייעל את המשלוח של חיידקים לריאות, אבל יש גם בקשה למשלוח של חומרים כימיים אחרים לריאות העכבר. כדיסקלל מעל, משלוח אינטרה של תרכובות לתוצאות עכברים ביעילות נמוכה, משלוח משתנה מאוד של חומרים כימיים לאיבר המטרה של הריאה. משלוח אינטרה של חומרים כימיים הדמיה Positron פליטת טומוגרפיה (PET) לריאות העכבריות הניב 40% יעילות משלוח 11, בעוד שאנחנו הוכחנו כי IMIT מציע אלטרנטיבה מצוינת למסירת ריאה אחרת מתקרבת עם 98% יעילותה> משלוח והפצת multilobar. שיפור באספקה ממוקדת לריאה זו יש הפוטנציאל להגדיל את שחזור של מסירה טיפולית לטיפול במחלת ריאות. IMIT דומה אפשר להציע הטבות ללימודים של: א) ההשפעה של חומרים מגרים ריאות סביבתיות, מחקרים פנוטיפי ii) סרטן ריאות, iii) siRNA ריאות ספציפיות לדפוק למטה.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Rodent, Tilting WorkStand | Hallowell EMC | 000A3467 | Base should be detached when working in a BSC |
| Operating Otoscope Head | Welch Allyn | 21700 | |
| Otoscope 3.5 V Li Battery | Welch Allyn | 71900 | |
| Mouse Intubation Specula short, Autoclaveable | Hallowell EMC | 200A3589S | |
| Incisor Loops | Hallowell EMC | 210A3490A | |
| Cotton fine tip applicator | Puritan | 871-PC DBL | Used for tongue retraction |
| I.V. Catheter, 20 G | Exel Int | 26741 | Optional: fit a silicon sleeve with 10 mm exposed catheter surface |
| Gas tight syringe, 250 ul | Hamilton | 81120 | Used for delivery of liquid inoculum by IMIT |
| Blunt Needle, 22 G | Hamilton | 91022 | Trim to length to protrude 1 mm from 20 G catheter |
| Guide wire (Fiber optic wire, 0.5 mm) | TheFiberOpticStore.com | FOF .50 | Cut to 6" length: used as guide wire for intubation |
| Tuberculin syringe, 1 ml | Becton Dickinson | 309659 | Assemble with fiber optic wire as guide wire |
| Brilliant Blue R (Coomassie) | Sigma | B0149 | |
| Tygon tubing, 1/16" | Saint Gobain | ALC00002 | |
| Male Luer 1/16" barb | Cole Parmer | 45503-22 | |
| Female Luer 1/16" barb | Cole Parmer | 45500-00 | |
| Lidocaine, USP | Spectrum | LI102 | pH lidocaine into solution at 2%(w/v) pH7.0 |
| Sample bag, 1 oz | Whirl-Pak | B01067 | |
| U-bottom 96 well plate, sterile | Greiner | 650161 |
References
- Reznik, G. K. Comparative anatomy, physiology, and function of the upper respiratory tract. Environ Health Perspect. 85, 171-176 (1990).
- Hoyt, R. F. J., Hawkins, J. V., St. Clair, M. B., Kennet, M. B., et al. Chapter 2. The Mouse in Biomedical Research, Volume 2, Second Edition: Diseases (American College of Laboratory Animal Medicine). Fox, J. G. 2, Academic Press. 23-90 (2007).
- Visweswaraiah, A., Novotny, L. A., Hjemdahl-Monsen, E. J., Bakaletz, L. O., Thanavala, Y. Tracking the tissue distribution of marker dye following intranasal delivery in mice and chinchillas: a multifactorial analysis of parameters affecting nasal retention. Vaccine. 20, 3209-3220 (2002).
- Eyles, J. E., Spiers, I. D., Williamson, E. D., Alpar, H. O. Tissue distribution of radioactivity following intranasal administration of radioactive microspheres. J Pharm Pharmacol. 53, 601-607 (2001).
- Southam, D. S., Dolovich, M., O'Byrne, P. M., Inman, M. D. Distribution of intranasal instillations in mice: effects of volume, time, body position, and anesthesia. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 282, 833-839 (2002).
- Miller, M. A., et al. Visualization of murine intranasal dosing efficiency using luminescent Francisella tularensis: effect of instillation volume and form of anesthesia. PLoS ONE. 7, (2012).
- Lathem, W. W., Crosby, S. D., Miller, V. L., Goldman, W. E. Progression of primary pneumonic plague: a mouse model of infection, pathology, and bacterial transcriptional activity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102, 17786-17791 (2005).
- Warawa, J. M., Long, D., Rosenke, R., Gardner, D., Gherardini, F. C. Bioluminescent diagnostic imaging to characterize altered respiratory tract colonization by the Burkholderia pseudomallei capsule mutant. Front Microbiol. 2, 133 (2011).
- Gutierrez, M., Pfeffer, T. L., Warawa, J. M. Type 3 Secretion System cluster 3 is a critical virulence determinant for lung-specific melioidosis. Submitted. , (2014).
- Fodah, R. A., et al. Correlation of Klebsiella pneumoniae comparative genetic analyses with virulence profiles in a murine respiratory disease model. PLoS ONE. In revision, (2014).
- Soto-Montenegro, M. L., et al. Assessment of airway distribution of transnasal solutions in mice by PET/CT imaging. Mol Imaging Biol. 11, 263-268 (2009).
