Introduction
La fonction principale du poumon est de fournir de l'oxygène et du dioxyde de carbone échange entre un organisme et l'atmosphère. Chez l'homme, une multitude de conditions congénitales et acquises entraîner une diminution de la surface des poumons qui résulte de la fonction pulmonaire réduite. Bien que de nombreuses thérapies tels que les corticostéroïdes inhalés, les bronchodilatateurs, l'oxygène supplémentaire, et la ventilation mécanique chronique sont utilisés pour atténuer les conséquences de la fonction pulmonaire 1-3, la thérapie idéale pour ces conditions serait favoriser la repousse du tissu pulmonaire fonctionnelle - ce est à dire, du poumon régénération.
La régénération de tissu de mammifère a été bien documentée. La tortue-souris africaine peut se régénérer de vastes zones de la peau sans la formation de cicatrices 4. La phalange distale chez l'homme peut se régénérer après une lésion ou une amputation 5-7. Suite pneumonectomies (PNX), la croissance du poumon compensatoire se produit chez des souris 8, 9 rats, doGS 10, 11 et les humains. Par définition, la croissance du poumon compensatoire implique non seulement l'expansion des espaces aériens existants, mais re-cloisonnement de ces espaces aériens élargis avec l'expansion de la microcirculation associée 12. analyse de l'expression génique a montré que ce modèle récapitule plusieurs des événements de signalisation du développement pulmonaire 13. Quatre semaines après PNX souris, la surface alvéolaire est équivalente à celle des animaux opérés factices 14. Dans ce manuscrit, nous décrivons la PNX de la souris et les procédures PNX faux.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
utilisation déclaration animale:: NOTE Toutes les procédures dans cette étude ont été menées avec l'approbation et en suivant les lignes directrices du Comité des soins (IACUC) Institutionnel utilisation des animaux et à l'Hôpital pour enfants de Cincinnati. Huit semaines C57BL / 6J mâles ont été obtenus auprès de Jackson Laboratories (Bar Harbor, ME) et on les laisse se acclimater pendant une semaine avant utilisation. Jusqu'à la chirurgie, les animaux ont été logés dans un établissement de barrière exempts d'agents pathogènes et à condition chow autoclave et filtré de l'eau ad libdium. Chaque cage de la souris a été fournie avec un air dédié et de l'eau, et les chambres ont été maintenus sur un cycle jour-nuit de 12 heures. Après récupération de la chirurgie, les souris ont été maintenues dans des cages avec des sommets filtrées, à condition autoclave chow ad libitum, et à condition que l'eau filtrée à partir d'une bouteille d'eau.
1. Préparation des Instruments
- Faire six rétracteurs de peau en utilisant trombones et des broches. Twist redressa trombones sur les tiges des broches de papier, ll'avant-toit d'un fil d'acier droite 5 cm à une extrémité et faire un seul 0,5 cm "U" en forme de crochet à l'extrémité du fil.
- Faire quelques 15 x 15 cm draps chirurgicaux carrés en utilisant une pellicule de plastique. Préparer une vinaigrette par souris. Mettez un tour de papier entre chaque wrap.
- Stériliser tous les instruments chirurgicaux avec une pile de tuiles 12 x 12 pouces de liège, de la gaze et tampons de coton-tige.
2. Préparation de la souris
- Induire une anesthésie avec 2% d'isoflurane. Peser animal.
- Dans une zone de préparation chirurgicale dédiée raser thorax gauche et le cou avec le rasoir électrique.
- Appliquez une goutte de la déchirure pommade artificielle aux yeux de la souris.
- Décontaminer cou et du thorax gauche avec de la chlorhexidine et d'alcool isopropylique. Répéter deux fois plus.
3. Souris Oro-intubation trachéale et la ventilation mécanique
- Avoir une place de technicien chirurgicale non stérile décubitus dorsal de la souris dans la zone chirurgicale préchauffé.
- Confirmez profondeur de l'anesthésie en documentant l'absence d'une réponse à la patte pincée.
- Après le lavage des mains et enfiler vêtements chirurgicaux, masque et chapeau, enfiler des gants chirurgicaux stériles.
- Après le drapage et utilisant une technique aseptique, faire une incision verticale de 1 cm sur la mi-partie antérieure du cou pour exposer le larynx. Rétracter légèrement les muscles de la sangle avec courbes dentelée, 10 cm pince et exposer le larynx et la trachée en écartant les muscles de la sangle avec la pointe d'une paire de ciseaux droites.
- Insérez oralement un 22 G émoussée pointe angiocathéter dans la mi-trachée (figure 1A) et de confirmer visuellement placement (figure 1B). Maintenir l'anesthésie et ventiler en utilisant 1-3% d'isoflurane travers rongeurs ventilateur (225 pi par course; 200 Stokes par min). Employer une limite de pression de 15 cm H 2 O.
4. Souris Pneumonectomie
- Placez la souris dans la position latérale droite de décubitus avec le dos de la souris facel'opérateur (à gauche vers le haut). Utilisez un emballage de plastique auto-obturant comme un champ stérile. Coupe à travers le drap, utiliser contondants ciseaux courbes pressenti pour faire un 2 cm de long coupe parallèle aux côtes lors de la 4 ème et 5 ème espace intercostal. Insérez l'extrémité incurvée ciseaux émoussés et disséquer la peau loin des côtes sous-jacents et muscles intercostaux.
- Rentrer la peau avec quatre écarteurs pour exposer un carré 1,5 x 1,5 cm de la fenêtre chirurgicale (figure 2A). Fixez les écarteurs au conseil de liège.
- Disséquer vers les côtes en utilisant des pinces courbes, et d'utiliser une pointe de la pince courbes d'entrer dans la cavité thoracique.
- Avec la pointe émoussée micro-ciseaux, utiliser la lame inférieure pour entrer dans la cavité thoracique. Faire une incision de 0,5 cm entre les côtes et la répétition dans la direction opposée.
- En utilisant les deux écarteurs restants, ouvrir le thorax dans l'axe antéro-postérieur et sécurisé les rétracteurs à le panneau de liège (figure 2B). <li> En utilisant des pinces atraumatiques de courbes dans la main gauche, saisir le poumon gauche et de déplacer la partie supérieure du poumon gauche et en bas latéralement à travers la thoracotomie jusqu'à l'artère pulmonaire gauche et des bronches sont exposés (figure 3A, B).
- Tenir le titane vasculaire microclip applicateur chargé dans la main droite avec le corps de l'applicateur dans la paume et pointe recourbée pointant loin de la paume (figure 3C), faites glisser le bout de l'applicateur dans le thorax le long de la courbure de la face postérieure de la gauche poumon et clip la bronche gauche et l'artère pulmonaire (Figure 3D).
- Retirez l'applicateur mais garder le poumon gauche rétractée. Saisir la pointe micro-ciseaux émoussés avec la main droite et couper la bronche et distale de l'artère pulmonaire au clip et retirer poumon gauche (figure 3E).
- Retirez les rétracteurs de côtes.
- Utilisez la pince contondants courbes pour pincer la peau de 1 cm inférieurs au incisisur mais au-dessus du niveau de la membrane et insérer un angiocathéter G 24 à travers la peau et dans la cavité thoracique gauche (figure 4A, B).
- Utilisez 5-0 prolène suture de placer deux points séparés dans le 4 ème et 5 ème nervures pour fermer la cavité thoracique.
- Retirez les rétracteurs de la peau. Utiliser deux ensembles de pince pour rapprocher la peau le long de la longueur de l'incision et de la colle la peau fermée.
- Connectez un 3 ml luer-lock seringue à la angiocathéter et retirer l'air résiduel en appliquant une aspiration douce et le retrait de la angiocathéter.
- Coller l'incision du cou fermée à l'aide de deux ensembles de pinces comme avant.
5. Souris Sham Pneumonectomie
- Exposer le poumon gauche comme indiqué dans le protocole "Souris Pneumonectomie". Soulevez la cage thoracique avec le forceps émoussé courbes pour permettre à l'air dans la cavité de la poitrine gauche (figure 5A, B).
- Placez un G angiocathéter 24 dans le tho gauchecavité Racic comme ci-dessus en faisant attention de ne pas blesser le poumon gauche.
- Utilisation 5-0 prolène suture et en faisant attention à ne pas percer le poumon (Figure 5C), placez deux longueurs de matériau de suture dans le 3 e / 4 e et 5 e / 6 e interstices de nervure (Figure 5D). Placer les deux longueurs de matériau de suture avant de l'attacher à réduire les risques de hernie du poumon gauche. Attachez le matériel de suture pour faire deux points de suture interrompue (figure 5E).
- Collez la peau sur l'incision thoracique, retirer l'air résiduel avec le angiocathéter, et collez l'incision du cou comme ci-dessus.
6. réanimation, analgésie, et récupération
- Éteignez l'isoflurane, et administrer 0,1 mg / kg de buprénorphine et 0,5 ml de solution saline normale voie sous-cutanée.
- Lorsque la respiration spontanée reprendre, retirer la sonde d'intubation.
- Observez la souris jusqu'à ce qu'il soit à nouveau ambulatoire. Marcher RESUM généralementes plusieurs minutes après le retrait de la sonde endotrachéale.
- Placez la souris dans un 27 ° C incubateur (humidifié, 25% d'oxygène) pour récupérer O / N.
NOTE: Nous mettons plusieurs pastilles de chow mouillée avec de l'eau sur le sol de la cage pour les 24 premières heures après la chirurgie. - Administrer 0,1 mg / kg de buprénorphine par injection intraperitoneale deux fois par jour pendant trois jours après la chirurgie. Prenez soin de ne pas ouvrir le site chirurgical lors de la manipulation des animaux.
7. Suivi de la souris
- Peser les souris à 1, 3, 5, et 7 jours après la chirurgie.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
. Une parcelle de PNX et le poids de souris subi une opération fictive est fourni à la figure 6 Dans nos mains, la survie est toujours de 95 à 100% pour les deux PNX et imposture pneumonectomie. Pour une description de la façon dont le poumon droit re-pousse dans ce modèle et l'évolution dans le temps prévu, nous renvoyons le lecteur aux manuscrits de Gibney et al. 15 et Wang et al. 14
Plusieurs écueils les plus courants doivent être évités pour réaliser avec succès les procédures simulacre de pneumonectomie PNX de la souris et de la souris.
Intubation endotrachéale: De nombreux chercheurs l'apprentissage de la technique de PNX de la souris ont de la difficulté avec intubation endotrachéale. Comme le larynx de la souris est antérieure et le cathéter endotracheal doit être passé à travers les cordes vocales, il est facile pour le cathéter de passer dans l'œsophage. Comme le montre la figure 1A, le cathéter à pointe arrondie doit être incliné comme antérieur que possible après la curvature de la langue le long de la ligne médiane et ensuite passer dans la trachée avec légère pression. Position du cathéter mi-trachéale doit être confirmé visuellement (figure 1B). placement de endotrachéale peut être confirmée en déplaçant doucement le côté du cathéter à l'autre et en observant le mouvement de la trachée. Le positionnement correct est confirmée en observant la poitrine se soulève bilatérale. Une autre technique est décrite ci-dessous.
Chirurgical Création de champ: Un deuxième écueil commun est l'échec de créer une fenêtre de thoracotomie adéquate. Comme illustré sur la figure 2A et 2B, la fenêtre de thoracotomie doit être suffisamment grand et postérieure pour permettre la visualisation adéquate de l'artère pulmonaire gauche et bronche principale gauche. L'opérateur inexpérimenté couramment faire son thoracotomie trop petit, trop antérieure, ou trop inférieur à retirer facilement le poumon gauche et accéder à l'hile gauche.
Vasculaire clip Applicatisur: Défaut d'appliquer correctement le clip vasculaire se traduira par exsanguination. Une bonne identification du hile est critique (figure 3A). Comme le montre la figure 3B et 3C, lorsque la pince est retirée du support par l'élément applicateur, l'extrémité de l'agrafe est en affleurement avec l'extrémité de la pose d'agrafes et le corps de la pince est à l'intérieur du corps de l'embout d'applicateur incurvé . Fermeture en douceur de la poignée de l'applicateur va fermer le clip. Toute modification de l'orientation pince peut entraîner fermeture clip inadéquate; par conséquent, un nouveau clip devrait être chargé si un clip se détachait de l'applicateur. De même, la traction sur le poumon gauche doit être doux afin de ne pas déchirer le hile proximale au clip. La pointe incurvée de l'applicateur doit suivre la courbe de la face supérieure du poumon gauche pour ligaturer le hile gauche (Figure 3D). Une erreur commune est de ligature de l'oesophage. Comme le montre la figure 3E
Éviter Gauche lésion pulmonaire Pendant Sham PNX: Probablement le piège le plus commun des opérateurs expérimentés et inexpérimentés est laissé lésions pulmonaires au cours imposture PNX. Comme le montre la figure 5, l'opérateur doit faire attention lors de la fermeture de la thoracotomie ne pas perforer le poumon avec l'aiguille de suture ou de permettre le piégeage du poumon hernie. Il est important de soulever les nervures lors du placement du rétracteur, le G angiocathéter 24 pour l'évacuation de l'air, et le fil de suture (Figure 5A-D). Lors de la fermeture de thoracotomie, plaçant les deux brins de suture avant d'attacher minimise le risque de piégeage du poumon (figure 5E). Notre laboratoire sera généralement effectuer quatre procédures fictives suivie par quatre PNX afin que nous puissions convertir une souris imposture dans une souris PNX devrions-nous blesser le poumon gauche. Il convient de noter que tous les groupes effectuent évacuation de l'air résiduel thoracique gauche. Au meilleur de notre connaissance, aucune donnée ne existe comparer PNX avec et sans évacuation d'air résiduel.
Avec la pratique et l'expérience, les deux procédures de PNX et fictives devraient être accomplies en 10 min permettant jusqu'à deux chirurgies douzaine de souris doit être effectuée en une seule séance.
Figure 1. Souris intubation endotrachéale. (A) Le cathéter orale-trachéale doit être utilisé ligne médiane et à déprimer la langue comme il est avancé et incliné en avant vers le larynx. (B) Le positionnement correct du cathéter dans la mi-trachée doit être confirmé visuellement."Target =" _ blank "> Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2. Souris thoracotomie. (A) Après incision et la libération de la peau de la cage thoracique sous-jacente, une fenêtre chirurgicale 1,5 x 1,5 cm est créé centrée sur le 4 ème et 5 ème espace intercostal. (B) Après la création de la thoracotomie dans le 4 e et 5 e espace intercostal thoracique, enrouleurs sont utilisés pour visualiser le poumon. Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 3. La pneumonectomie. (A) Le l quitté ung est saisi avec une pince courbes et levée par la thoracotomie pour révéler le hile gauche (flèche blanche). (B) Le clip vasculaire doit affleurer avec la pointe du clip applicateur vasculaire et dans le bout de l'applicateur courbe. (C) L'applicateur doit être tenue avec le pouce droit et 4 ème doigt avec le corps de l'applicateur assis le long de la paume de la main droite avec la pointe incurvée inclinée loin de la paume. (D) suivant la courbe du lobe supérieur gauche, le clip vasculaire est appliqué à l'hile gauche. (E) Comme on le voit ci-dessous à gauche PNX, l'œsophage (entre les flèches blanches) est situé juste derrière le hile gauche (clip vasculaire décrite par boîte blanche). Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
es / ftp_upload / 52294 / 52294fig4highres.jpg "/>
Figure 4. Placement des angiocathéter pour l'évacuation de l'air. (A) La pointe de angiocathéter perce la peau. (B) Le angiocathéter est insérée au-dessus du diaphragme dans la cavité thoracique. Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 5. Souris Sham pneumonectomie. (A) Pendant la procédure d'imposture, la levée de l'arête de la nervure avant rétracteurs placement réduit le risque de blessure du poumon. (B) Les rétracteurs doivent être laissés en place car ils sont pour la PNX. (C) Le bord inférieur de la cage thoracique devrait être levé lors de la passation du G angiocathéter 24 utilisé pour aspirer l'air résiduel après la fermeture du thorax et troping peau. (D) La cage thoracique doit également être levée pour le placement de suture. (E) En plaçant deux brins de suture sur le site de thoracotomie avant de l'attacher, le risque de piégeage du poumon est réduit au minimum. Se il vous plaît, cliquez ici pour afficher une version plus grande de ce chiffre.
Figure 6. prévue de perte de poids. Utilisation de cinq souris par groupe, nous a démontré que 24 heures après la chirurgie, les souris PNX perdront une moyenne de 1,5 g (7,2%), et les souris factices vont perdre une moyenne de 1,1 g (5,2%). Les deux groupes retrouver leur poids préopératoire par jour postopératoire 3.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Nous avons fourni la description la plus détaillée des procédures de PNX de PNX de la souris et de la souris faux rapportés à ce jour. Nous avons fait le lecteur au courant de plusieurs des écueils les plus courants que les enquêteurs de la procédure d'apprentissage rencontrent couramment, et nous avons présenté plusieurs techniques développées par notre laboratoire pour atténuer ces écueils. D'autres laboratoires qui utilisent ce modèle peuvent avoir développé d'autres modifications de technique ou d'utiliser différents instruments. Lors de l'évaluation des différences dans les techniques, les enquêteurs individuels devront décider si oui ou non ces différences ont un impact significatif résultats de l'expérience.
Le modèle de souris PNX de croissance pulmonaire compensation présente de nombreux avantages par rapport à d'autres modèles animaux de la réparation et de la régénération du poumon. Le grand nombre de souris transgéniques disponibles make lignée traçage, le gène sur-expression, et général de gène ciblé suppression expériences réalisables pour la plupart des laboratoires 16. Deuxièmement, morphometric techniques pour quantifier repousse alvéolaire sont bien décrits 17. Troisièmement, le coût de l'adoption de ce modèle est modérée. Le seul équipement spécialisé ces procédures exigent est applicateurs de clips vasculaires et pointe émoussée Cohan-Vannas ciseaux à ressort. Tous les autres équipements seront généralement fournie dans un kit chirurgical de la souris ou disponible à travers une installation de base chirurgicale de la souris. Quatrièmement, avec l'expérience, le PNX de la souris et les procédures PNX fictives sont relativement rapide permettent de chirurgies à effectuer le même jour. Enfin, la petite taille de la souris par rapport à d'autres modèles animaux, les exigences en matière de logement modestes, et la facilité avec laquelle ils peuvent être élevés font également le modèle de souris plus facile à entretenir que d'autres modèles animaux.
Il existe aussi plusieurs inconvénients pour le modèle de la souris PNX par rapport à d'autres modèles de régénération du poumon. Alors que la croissance du poumon compensatoire de la souris dépend largement tronçon 18, le poumon compensatoire grandire chez les mammifères supérieurs dépend à la fois étirement et une augmentation du débit sanguin pulmonaire 19. Depuis la régénération de poumon humain est probablement plus semblables aux mécanismes de régénération de ces mammifères supérieurs, l'enquêteur doit être prudent en extrapolant les résultats chez la souris directement à l'humain. Mécanique respiratoire souris sont différents que la mécanique respiratoire humain. Chez l'homme, l'expiration d'extrémité se accompagne d'une pause dans lequel il ne existe aucune circulation d'air. A l'expiration d'extrémité chez l'homme, le recrutement du poumon est maintenue par la traction radiale d'une cage thoracique bas de la conformité. Le cycle respiratoire de la souris manque cette pause expiratoire résultant en une petite quantité de piégeage de l'air en raison de l'expiration incomplète. Depuis la souris a une beaucoup plus élevé cage thoracique de la conformité, ce est ce piégeage de l'air qui maintient le recrutement du poumon 20. Le troisième inconvénient du modèle de la souris est son anatomie. Depuis la souris n'a qu'un seul lobe de poumon gauche, partielle PNX gauche ne est pas possible, car il est dans d'autresespèces.
Plusieurs écueils les plus courants doivent être évités à plusieurs moments critiques exécuter avec succès le PNX de la souris et des procédures fictives. Ces moments critiques sont intubation endotrachéale, la création du champ opératoire, l'application clip vasculaire, et d'éviter des lésions pulmonaires gauche pendant une intervention chirurgicale fictive.
L'autopsie de toute souris qui ne parviennent pas à survivre à ces interventions chirurgicales est essentielle pour améliorer les techniques chirurgicales à l'avenir. Ci-dessous, nous dépanner plusieurs difficultés communes et fournir des techniques alternatives qui peuvent donner un plus grand degré de succès.
Défaut de Cathétériser succès la trachée: D'autres laboratoires utilisent la suspension et l'illumination trans-trachéale pour l'intubation oro-trachéale, ce qui évite la nécessité d'une visualisation directe 21.
La difficulté à visualiser Hile: Création d'une grande fenêtre de thoracotomie, bien placé i est nécessairen afin de visualiser le hile gauche. Si lors de la procédure de visualisation est insuffisante ou l'espace est insuffisant pour l'insertion des applicateurs de clips vasculaires, le thoracotomie doit être prolongé et rétracteurs repositionné. Il devrait y avoir aucune accumulation de sang au cours de cette procédure. Se il est, l'enquêteur doit déterminer si oui ou non il met trop de tension sur le poumon gauche et à la déchirure de l'artère pulmonaire gauche.
Saignement après le retrait de gauche du poumon: Il devrait y avoir peu de saignement pendant cette procédure. Un clip vasculaire mal chargé ou appliquée est la cause la plus fréquente de saignement et une souris avec des saignements de son artère pulmonaire gauche devrait être euthanasié. Si ce type de saignement, chargement correct du clip vasculaire et l'application de la pression ferme et uniforme pendant l'application doit être confirmée avant de tenter à nouveau la procédure. De même, décès postopératoire avec la découverte de sang dans la poitrine gauche estprobablement en raison de l'application incorrecte du clip vasculaire. Une alternative à notre technique clip vasculaire est ligature avec une suture de soie.
Gauche lésion pulmonaire pendant la chirurgie Sham: À bien des égards, le simulacre de procédure exige un degré plus élevé de compétences chirurgicales de la procédure PNX. Le poumon gauche peut être blessé lors de la thoracotomie, pendant l'insertion du G angiocathéter 24 au-dessous du site chirurgical, ou lors de la fermeture de la thoracotomie. Selon les besoins expérimentale, les souris subissant une chirurgie simulée peuvent être convertis en PNX. Une autre cause potentielle de dommage de poumon gauche est incarcération de hernie poumon gauche lors de la fermeture du site de thoracotomie. Sham souris avec une lésion pulmonaire gauche doit être soit euthanasiés ou ont leur intervention chirurgicale changé pour PNX.
Détresse respiratoire Après récupération: détresse respiratoire après la récupération de l'anesthésie peut provenir de l'enflure de la glotte en raison de l'intubation traumatique, le contrôle inadéquat de la douleur, ou unrecotement des lésions pulmonaires. En général, à moins que la détresse soulagé par l'administration de médicaments analgésiques, les animaux doivent être euthanasiés et la cause déterminés. Plusieurs tentatives d'intubation pourraient entraîner glottique ou sous-glottique gonflement avec difficulté résultant avec inspiration. Sur l'autopsie, le manque d'un glottique ouverture de brevet sera évident après la glotte est séparée de l'hypopharynx. Des approches alternatives à endotrachéale canule sont décrits ci-dessus. Le contrôle insuffisant de la douleur peut être traitée avec des doses supplémentaires de médicaments contre la douleur. Comme indiqué ci-dessus, des lésions pulmonaires gauche involontaire est commune lors de l'apprentissage de la procédure chirurgicale imposture, et si méconnue, peut conduire à une détresse respiratoire et une altération des résultats expérimentaux.
Perte de poids excessive et de la déshydratation: Les souris qui subissent une perte de poids excessive ou de déshydratation après la chirurgie peuvent avoir un oesophage ligaturé, le contrôle inadéquat de la douleur, ou une incapacité à nourrir ou de boire. L'oesophage est jUst postérieure au hile gauche, et la ligature de l'oesophage doivent être suspectées dans ne importe quelle souris déshydraté. Le contrôle inadéquat de la douleur doit être suspectée chez les souris avec horripilation, une agressivité accrue, ou la marche réduite. La thoracotomie peut empêcher les souris d'atteindre la nourriture et de l'eau en suspension à partir du toit de la cage sur le premier jour post-opératoire. Les souris qui ne pas manger ni boire après la récupération de l'anesthésie ne deviendra plus faible et déshydraté. Nous vous recommandons de placer nourriture humide sur le plancher de la cage pendant 24 heures après la chirurgie.
En conclusion, le modèle de la souris pneumonectomies de croissance pulmonaire compensatoire est un modèle utile pour élucider les mécanismes sous-jacents de la régénération du poumon.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 6 inch Vascular clip applicator | Teleflex Medical (WECK) | 137062 | |
| Horizon small titanium red clip | Teleflex Medical (WECK) | 1201 | |
| Narrow pattern 12 cm curved forceps | Fine Science Tools | 11003-12 | |
| Curved serrated 10 cm Graefe forceps | Fine Science Tools | 11052-10 | |
| Castroviejo needle holder | Fine Science Tools | 12565-14 | |
| Straight 9 cm Strabismus scissors (blunt tip) | Fine Science Tools | 14075-09 | |
| Straight 8.5 cm hardened fine scissors | Fine Science Tools | 14090-09 | |
| Straight, blunt tip Cohan-Vannas spring scissors | Fine Science Tools | 15000-12 | |
| Skin glue | Gluture | 32046 | |
| 22 G Angiocatheter | |||
| 24 G Angiocatheter | |||
| 3 ml Luer lock syringe | |||
| 4 Short retractors | |||
| 2 Long retractors | |||
| 5-0 Prolene on curved cutting needle | Ethicon | 8698G | |
| 0.5 ml Syringe on 27 G needle | |||
| Normal saline | |||
| Buprenorphine | |||
| Press-n-Seal wrap | Glad Products Company | ||
| 12 x 12 inch Cork board stack | Office Depot | ||
| 70% Ethanol | |||
| Betadine | |||
| Mouse ventilator | Hugo Sachs Elektronnik | Minivent Type 845 | |
| Isoflurane vaporizer | OHMEDA | Excel 210 SE | |
| Artificial tear ointment | Puralube | NDC: 17033-211-38 |
References
- Strueby, L., Thebaud, B. Advances in bronchopulmonary dysplasia. Expert review of respiratory medicine. , (2014).
- Donn, S. M., Sinha, S. K. Recent advances in the understanding and management of bronchopulmonary dysplasia. Seminars in fetal & neonatal medicine. 14, 332 (2009).
- Molen, T., Miravitlles, M., Kocks, J. W. COPD management: role of symptom assessment in routine clinical practice. International journal of chronic obstructive pulmonary disease. 8, 461-471 (2013).
- Seifert, A. W., et al. Skin shedding and tissue regeneration in African spiny mice (Acomys). Nature. 489, 561-565 (2012).
- Vidal, P., Dickson, M. G. Regeneration of the distal phalanx. A case report. Journal of hand surgery. 18, 230-233 (1993).
- Potter, P. C., Levine, M. H. Bone Regeneration Following Chronic Suppurative Osteitis of the Distal Phalanx. Annals of surgery. 80, 728-729 (1924).
- McKim, L. H. Regeneration of the Distal Phalanx. Canadian Medical Association journal. 26, 549-550 (1932).
- Brown, L. M., Rannels, S. R., Rannels, D. E. Implications of post-pneumonectomy compensatory lung growth in pulmonary physiology and disease. Respir Res. 2, 340-347 (2001).
- Holder, N. Regeneration and compensatory growth. British medical bulletin. 37, 227-232 (1981).
- Hsia, C. C. Lessons from a canine model of compensatory lung growth. Curr Top Dev Biol. 64, 17-32 (2004).
- Butler, J. P., et al. Evidence for adult lung growth in humans. N Engl J Med. 367, 244-247 (2012).
- Konerding, M. A., et al. Spatial dependence of alveolar angiogenesis in post-pneumonectomy lung growth. Angiogenesis. 15, 23-32 (2012).
- Kho, A. T., Liu, K., Visner, G., Martin, T., Boudreault, F. Identification of dedifferentiation and redevelopment phases during postpneumonectomy lung growth. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305, 542-554 (2013).
- Wang, W., Nguyen, N. M., Guo, J., Longitudinal Woods, J. C. Noninvasive Monitoring of Compensatory Lung Growth in Mice after Pneumonectomy via (3)He and (1)H Magnetic Resonance Imaging. Am J Respir Cell Mol Biol. 49, 697-703 (2013).
- Gibney, B. C., et al. Detection of murine post-pneumonectomy lung regeneration by 18FDG PET imaging. EJNMMI research. 2, 48 (2012).
- Rawlins, E. L., Perl, A. K. The a'MAZE'ing world of lung-specific transgenic mice. Am J Respir Cell Mol Biol. 46, 269-282 (2012).
- Ochs, M., Muhlfeld, C. Quantitative microscopy of the lung: a problem-based approach. Part 1: basic principles of lung stereology. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305, L15-22 (2013).
- Ysasi, A. B., et al. Effect of unilateral diaphragmatic paralysis on postpneumonectomy lung growth. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305, L439-445 (2013).
- Dane, D. M., Yilmaz, C., Estrera, A. S., Hsia, C. C. Separating in vivo mechanical stimuli for postpneumonectomy compensation: physiological assessment. Journal of applied physiology. 114, 99-106 (2013).
- Mortola, J. P., Magnante, D., Saetta, M. Expiratory pattern of newborn mammals. Journal of applied physiology. 58, 528-533 (1985).
- MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. An improved simple method of mouse lung intubation. Journal of applied physiology. 106, 984-987 (2009).
