Ratón neumonectomía Modelo de Compensatoria crecimiento pulmonar

Introduction

La función principal del pulmón es proporcionar para el oxígeno y el dióxido de carbono de intercambio entre un organismo y el ambiente. En los seres humanos, una serie de condiciones congénitas y adquiridas conducen a la reducción de la superficie pulmonar que se traduce en la función pulmonar. Aunque una serie de terapias tales como los corticosteroides inhalados, broncodilatadores, oxígeno suplementario, y la ventilación mecánica crónica se utilizan para mitigar las consecuencias de la función pulmonar ^1-3, la terapia ideal para estas condiciones sería promover el recrecimiento del tejido pulmonar funcional - es decir, de pulmón regeneración.

La regeneración de tejidos de mamíferos ha sido bien documentado. El Ratón espinoso africano puede regenerar grandes zonas de piel sin la formación de cicatrices ^4. La falange distal en los seres humanos puede regenerarse después de una lesión o amputación ^5-7. Siguiendo neumonectomía (PNX), el crecimiento pulmonar compensatorio se produce en ratones ^{8, 9} ratas, hacergs ^10, y los seres humanos ^11. Por definición, el crecimiento pulmonar compensatorio implica no sólo la expansión de los espacios aéreos existentes, pero volver a la tabicación de estos espacios aéreos ampliados con la expansión de la microcirculación ¹² asociado. La expresión de genes ha demostrado que este modelo recapitula muchos de los eventos de señalización de desarrollo pulmonar ^13. Cuatro semanas después de ratón PNX, área de la superficie alveolar es equivalente a la de animales operados simulados ^14. En este manuscrito, se describe la PNX ratón y procedimientos simulados PNX.

Protocol

Declaración de uso animal:: NOTA Todos los procedimientos de este estudio se llevaron a cabo con la aprobación y siguiendo las directrices de la Institutional Animal Uso y Comité de Cuidado (IACUC) en el Hospital de Niños de Cincinnati. C57BL / 6J macho de ocho semanas de edad se obtuvieron de Jackson Laboratories (Bar Harbor, ME) y se dejaron aclimatar durante una semana antes de usar. Hasta la cirugía, los animales fueron alojados en un centro de barrera libre de patógenos y siempre pienso en autoclave y se filtra agua ad libdium. Cada jaula ratón se suministra con un aire dedicado y agua, y las habitaciones se mantuvieron en un ciclo día-noche de 12 horas. Después de la recuperación de la cirugía, los ratones fueron mantenidos en jaulas con las tapas filtrados, siempre autoclave comida ad libitum, y siempre que filtran el agua de una botella de agua.

1. Elaboración de Instrumentos

1. Hacer 6 retractores de la piel utilizando clips y pines de papel. Giro enderezó clips de papel en los vástagos de los pines de papel, lalero de un alambre de acero recta 5 cm en un extremo y hacer un solo 0.5 cm "U" en forma de gancho en el extremo del cable.
2. Hacer un poco de 15 x 15 cm paños quirúrgicos cuadrados utilizando una envoltura de plástico. Prepare un aderezo por ratón. Ponga una torre de papel entre cada envoltura.
3. Esterilizar todos los instrumentos quirúrgicos junto con una pila de fichas de 12 x 12 pulgadas de corcho, gasas, y aplicadores de algodón.

2. Preparación del ratón

1. Inducir la anestesia con isoflurano al 2%. Pesar animal.
2. En un área de preparación quirúrgica dedicada afeitarse tórax izquierdo y el cuello con la máquina de afeitar eléctrica.
3. Aplique una gota del ungüento de lágrimas artificiales para los ojos del ratón.
4. Descontaminar el cuello y el tórax izquierdo con clorhexidina y alcohol isopropílico. Repite dos veces más.

3. Ratón Oro-traqueal La intubación y ventilación mecánica

1. Haga que un técnico quirúrgico lugar no estéril la supina ratón en el área quirúrgica pre-calentado.
2. Confirme la profundidad de la anestesia mediante la documentación de la falta de una respuesta a la pizca de la pata.
3. Después de lavarse las manos y ponerse el traje quirúrgico, máscara y sombrero, ponerse guantes quirúrgicos estériles.
4. Después de drapeado y utilizando una técnica aséptica, hacer una incisión vertical de 1 cm en el mediano anterior del cuello para exponer la laringe. Ligeramente retraer los músculos de la correa dentada, con curvas de 10 cm pinzas y exponer la laringe y la tráquea mediante la difusión de los músculos de la correa con la punta de unas tijeras rectas.
5. Por vía oral insertar un 22 G angiocatéter romo-punta en la mitad de la tráquea (Figura 1A) y confirmar visualmente la colocación (Figura 1B). Mantener la anestesia y ventilar utilizando 1-3% isoflurano a través del ventilador de roedores (225 l por golpe; 200 Stokes por minuto). Emplear un límite de presión de 15 cm H ₂ O.

4. Ratón neumonectomía

1. Coloque el ratón en la posición de decúbito lateral derecho con la espalda del ratón haciael operador (a la izquierda hacia arriba). Utilice una envoltura de plástico de cierre automático como un campo estéril. Corte a través de la cortina, utilice contundentes tijeras curvas de punta para hacer un 2 cm de largo corte paralelo a las costillas en el espacio intercostal 4 ^º y 5 ^º. Inserte las tijeras de punta curvada contundentes y diseccionar la piel lejos de las costillas subyacentes y los músculos intercostales.
2. Retraer la piel con cuatro retractores para exponer un cuadrado 1,5 x 1,5 cm de la ventana quirúrgica (Figura 2A). Asegure los retractores al tablero de corcho.
3. Diseccionar a costillas utilizando pinzas curvas, y utilizar una punta de las pinzas curvas para entrar en la cavidad torácica.
4. Usando la punta roma micro-tijeras, utilice la cuchilla inferior para entrar en la cavidad torácica. Hacer una incisión de 0,5 cm entre las costillas y la repetición en la dirección opuesta.
5. Usando los dos retractores restantes, abrir el tórax en el eje antero-posterior y el seguro de los retractores de la placa de corcho (Figura 2B).
<li> Con unas pinzas de punta roma curvas en la mano izquierda, sujete el pulmón izquierdo y desplazar a la parte superior del pulmón izquierdo lateral e inferior a través de la toracotomía hasta la arteria pulmonar izquierda y bronquios están expuestos (Figura 3A, B).
6. Sosteniendo el titanio microclip vascular aplicador cargado en la mano derecha con el cuerpo del aplicador en la palma y punta curva en dirección opuesta a la palma de la mano (Figura 3C), deslice la punta del aplicador en el tórax a lo largo de la curvatura de la cara posterior de la izquierda pulmón y el clip del bronquio izquierdo y la arteria pulmonar (Figura 3D).
7. Retire el aplicador pero mantener el pulmón izquierdo retraída. Sujete las puntas micro-tijeras de punta roma con la mano derecha y cortar el bronquio y distal de la arteria pulmonar para el clip y retire pulmón izquierdo (Figura 3E).
8. Retire los retractores costales.
9. Utilice las pinzas contundentes curvas pellizcar hasta 1 cm de piel de calidad inferior a la incisien pero por encima del nivel del diafragma e insertar un angiocatéter 24 G a través de la piel y en la cavidad torácica izquierda (Figura 4A, B).
10. Utilice 5-0 prolene sutura colocar dos puntos separados alrededor de la 4 ^ª y 5 ^ª costillas para cerrar la cavidad torácica.
11. Retire los retractores de la piel. Utilice dos conjuntos de pinzas para aproximar la piel a lo largo de la longitud de la incisión y pegar la piel cerrada.
12. Conecte una jeringa luer-lock 3 ml al angiocatéter y eliminar el aire residual aplicando succión suave y retirar el angiocatéter.
13. Pegue la incisión en el cuello cerrado usando dos juegos de pinzas como antes.

5. Ratón Sham neumonectomía

1. Exponer el pulmón izquierdo como se señala en el protocolo "Ratón Neumonectomía". Levante la caja torácica con unas pinzas romas curvas para permitir que el aire en la cavidad torácica izquierda (Figura 5 A, B).
2. Coloque una G angiocatéter 24 en el tho izquierdacavidad Racic que arriba con cuidado de no dañar el pulmón izquierdo.
3. Utilizando 5-0 prolene sutura y teniendo cuidado de no perforar el pulmón (Figura 5C), colocar dos trozos de material de sutura en la ^3ª / ^4ª y ^5ª / 6 espacios intermedios ^ª costilla (Figura 5D). Coloque las dos longitudes de material de sutura antes de atar a disminuir los riesgos de hernia pulmón izquierdo. Ate el material de sutura para hacer dos puntos separados (Figura 5E).
4. Pegue la piel sobre la incisión torácica, eliminar el aire residual con el angiocatéter y pegar la incisión en el cuello que el anterior.

6. Reanimación, Analgesia y Recuperación

1. Apague el isoflurano, y administrar 0,1 mg / kg de buprenorfina y 0,5 ml de solución salina normal por vía subcutánea.
2. Cuando la respiración espontánea se reanuden, retire el tubo endotraqueal.
3. Observe ratón hasta que esté de nuevo ambulatorio. Caminar normalmente Resumit varios minutos después de la extracción del tubo endotraqueal.
4. Coloca el ratón en un 27 ° C incubadora (, 25% de oxígeno humidificado) para recuperar O / N.
   NOTA: Nos colocamos varias bolitas de comida humedecida con agua en el suelo de la jaula por primera 24 horas después de la cirugía.
5. Administrar 0,1 mg / kg de buprenorfina por inyección intraperitoneal dos veces al día durante tres días después de la cirugía. Tenga cuidado de no abrir el sitio quirúrgico al manipular animales.

7. Monitoreo Ratón

1. Pesar ratones a 1, 3, 5, y 7 días después de la cirugía.

Representative Results

. Una parcela de PNX y operación simulada pesos de los ratones se proporciona en la figura 6 En nuestras manos, la supervivencia es consistentemente 95-100% tanto para PNX y farsa neumonectomía. Para obtener una descripción de cómo el pulmón derecho re-crece en este modelo y la evolución en el tiempo previsto, nos remite al lector a los manuscritos de Gibney et al. ¹⁵ y Wang et al. ¹⁴

Varios errores comunes se deben evitar para realizar con éxito los procedimientos neumonectomía farsa PNX ratón y el ratón.

La intubación endotraqueal: Muchos investigadores aprenden la técnica PNX ratón tienen dificultades con la intubación endotraqueal. Como la laringe ratón es anterior y el catéter endotraqueal se debe pasar a través de las cuerdas vocales, es fácil para que el catéter pase hacia el esófago. Como se ha demostrado en la figura 1A, el catéter de punta roma debería estar en ángulo como anterior como sea posible después de la curvatura de la lengua a lo largo de la línea media y después se pasa a la tráquea con una suave presión. Posición del catéter de mitad de traqueal debe ser confirmada visualmente (Figura 1B). Colocación endotraqueal se puede confirmar moviendo suavemente el lado del catéter a lado y observando el movimiento de la tráquea. La posición correcta es confirmada por la observación de aumento de pecho bilateral. Una técnica alternativa se describe a continuación.

Creación del campo quirúrgico: Un segundo error común es el fracaso para crear una ventana de toracotomía adecuada. Como se ilustra en la Figura 2A y 2B, la ventana toracotomía debe ser suficientemente grande y posterior para permitir una visualización adecuada de la arteria pulmonar izquierda y bronquio principal izquierdo. El operador sin experiencia comúnmente hacer su toracotomía demasiado pequeña, demasiado anterior, o muy inferior a retractarse fácilmente el pulmón izquierdo y acceder al hilio izquierdo.

Vascular de soli videoclipen: No aplicar correctamente el clip vascular resultará en desangrado. La correcta identificación del hilio es crítico (Figura 3A). Como se demuestra en la Figura 3B y 3C, cuando el clip se retira del soporte por el aplicador de clip, el extremo de la pinza está a nivel con la punta del aplicador de clip y el cuerpo de la pinza está dentro del cuerpo de la punta del aplicador curvada . Cierre suave del mango aplicador cerrará el clip. Cualquier alteración en orientación clip puede resultar en el cierre de clip inadecuada; por lo tanto, un nuevo clip se debe cargar si un clip se sale del aplicador. Asimismo, la tracción en el pulmón izquierdo debe ser suave para no rasgar el hilio proximal al clip. La punta curvada del aplicador debe seguir la curva de la cara superior del pulmón izquierdo para ligar el hilio izquierdo (Figura 3D). Un error común es la ligadura del esófago. Como se demuestra en la Figura 3E

Evitar Izquierda Lesión Pulmonar Durante Sham PNX: Probablemente el escollo más común de los operadores con y sin experiencia se deja lesión pulmonar durante simulacro PNX. Como se demuestra en la Figura 5, el operador debe tener cuidado durante el cierre de la toracotomía de no pinchar el pulmón con la aguja de sutura o para permitir el atrapamiento de pulmón herniado. Es importante para levantar las costillas al colocar el retractor, el G angiocatheter 24 para la evacuación de aire, y la sutura (Figura 5A-D). Durante el cierre toracotomía, la colocación de ambas hebras de sutura antes de atar minimiza el riesgo de atrapamiento de pulmón (Figura 5E). Nuestro laboratorio se suelen realizar cuatro procedimientos simulados seguido por cuatro PNX para que podamos convertir un ratón farsa en un ratón PNX debemos dañar el pulmón izquierdo. Cabe señalar que no todos los grupos realizan la evacuación de aire torácica izquierda residual. A lo mejor de nuestro conocimiento, no existen datos comparando PNX con y sin la evacuación del aire residual.

Con la práctica y la experiencia, ambos procedimientos PNX y simulacro deben llevarse a cabo de 10 min permitiendo hasta dos cirugías docena de ratón para llevar a cabo en una sola sesión.

Figura 1. Ratón intubación endotraqueal. (A) El catéter orotraqueal debe ser la línea media y se usa para deprimir la lengua, ya que es avanzado y en ángulo anteriormente hacia la laringe. (B) La posición correcta del catéter en la mitad de la tráquea debe ser confirmado visualmente."Target =" _ blank "> Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 2. Ratón toracotomía. (A) Después de la incisión y la liberación de la piel de la caja torácica subyacente, se crea una ventana quirúrgica 1,5 x 1,5 cm centrado en el 4 ^° y 5 ^° espacio intercostal. (B) Después de la creación de la toracotomía en el 4 ^º y 5 ^º espacio intercostal costilla, retractores se utilizan para visualizar el pulmón. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 3. La neumonectomía. (A) El l izquierda ung se sujeta con pinzas curvas y levantó a través de la toracotomía para revelar el hilio izquierdo (flecha blanca). (B) El clip vascular debe sentarse a ras con la punta del aplicador del clip vascular y dentro de la punta del aplicador curvada. (C) El aplicador debería celebrarse con el pulgar derecho y ^4º dedo con el cuerpo del aplicador sentado lo largo de la palma de la mano derecha con la punta curva en ángulo opuesto a la palma. (D) Después de la curva del lóbulo superior izquierdo, el clip vascular se aplica al hilio izquierdo. (E) Como se ve siguiente PNX izquierda, el esófago (entre las flechas blancas) se encuentra justo posterior al hilio izquierdo (clip vascular esbozada por caja blanca). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta cifra.

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Figura 4. Colocación de angiocatéter de Evacuación Aérea. (A) La punta angiocatéter perfora la piel. (B) El angiocatéter se inserta por encima del diafragma en la cavidad torácica. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 5. Ratón Sham neumonectomía. (A) Durante el procedimiento simulado, el levantamiento del borde costilla antes de retractor colocación minimiza el riesgo de lesión pulmonar. (B) Los retractores deben dejarse en su lugar, ya que son para el PNX. (C) El borde inferior de la caja torácica debe ser levantado al colocar el G angiocatéter 24 utiliza para aspirar el aire residual tras el cierre del tórax y excesivamenteing piel. (D) La caja torácica también debe levantarse para la colocación de sutura. (E) Al colocar dos hebras de sutura sobre el sitio de la toracotomía antes de atar, el riesgo de atrapamiento de pulmón se reduce al mínimo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta cifra.

Figura 6. Se espera la pérdida de peso. El uso de cinco ratones por grupo, se demostró que 24 horas después de la cirugía, los ratones PNX perderán una media de 1,5 g (7,2%), y los ratones sham perderán una media de 1,1 g (5,2%). Ambos grupos recuperan su peso preoperatoria por el 3º día postoperatorio.

Discussion

Hemos proporcionado la descripción más detallada de los procedimientos PNX PNX ratón y ratón del impostor reportados hasta la fecha. Hemos hecho el lector consciente de varios de los errores comunes que los investigadores están aprendiendo el procedimiento comúnmente se enfrentan, y que hemos descrito varias técnicas desarrolladas por nuestro laboratorio para mitigar estos riesgos. Otros laboratorios que utilizan este modelo pueden haber desarrollado otras modificaciones en la técnica o utilizar diferentes instrumentos. Al evaluar las diferencias en las técnicas, los investigadores individuales tendrán que decidir si estas diferencias impactan significativamente los resultados del experimento.

El modelo de ratón de PNX crecimiento pulmonar compensatorio tiene muchas ventajas sobre otros modelos animales de reparación de pulmón y la regeneración. El gran número de ratones transgénicos libres linaje de rastreo, la sobre expresión génica, y general de genes dirigida experimentos de deleción alcanzables para la mayoría de los laboratorios ^16. En segundo lugar, morphometric técnicas para la cuantificación de re-crecimiento alveolar son bien ^{descritos-17.} En tercer lugar, el costo de la adopción de este modelo es moderado. El único equipo especializado estos procedimientos requieren es aplicadores de clips vasculares y de punta roma tijeras de primavera-Cohan Vannas. Todo el otro equipo será proporcionado comúnmente en un kit quirúrgico ratón o disponible a través de una instalación de núcleo quirúrgica ratón. En cuarto lugar, con la experiencia, la PNX ratón y procedimientos simulados PNX están relativamente rápido que permite muchas cirugías para realizar en el mismo día. Por último, el pequeño tamaño del ratón en comparación con otros modelos animales, los requisitos de vivienda modestas, y la facilidad con la que pueden ser criados también hacen que el modelo de ratón más fácil de mantener que otros modelos animales.

También hay varias desventajas en el modelo de ratón PNX cuando se compara con otros modelos de la regeneración de pulmón. Si bien el crecimiento compensatorio del ratón de pulmón depende en gran medida de estiramiento ^18, crecer pulmón compensatoriaº en mamíferos superiores depende tanto de estiramiento y aumento del flujo sanguíneo pulmonar ^19. Puesto que la regeneración de pulmón humano es probablemente más similar a los mecanismos de regeneración de estos mamíferos superiores, el investigador debe tener cuidado extrapolar hallazgos en el ratón directamente a la humana. Ratón mecánica respiratoria son diferentes de la mecánica respiratoria humanos. En los seres humanos, la exhalación final se acompaña de una pausa en la que no hay flujo de aire. Al final de exhalación en los seres humanos, el reclutamiento pulmonar se mantiene por la tracción radial de una caja torácica bajo cumplimiento. El ciclo respiratorio del ratón carece de esta pausa espiratoria resultando en una pequeña cantidad de atrapamiento de aire debido a la exhalación incompleta. Dado que el ratón tiene una caja torácica cumplimiento mucho mayor, es este el atrapamiento de aire que mantiene el reclutamiento pulmonar ^20. La tercera desventaja del modelo de ratón es su anatomía. Dado que el ratón tiene sólo un único lóbulo pulmonar izquierdo, PNX izquierda parcial no es posible, ya que está en otraespecies.

Varios errores comunes se deben evitar en varios momentos críticos para llevar a cabo con éxito el PNX ratón y procedimientos simulados. Estas coyunturas críticas son la intubación endotraqueal, la creación del campo quirúrgico, aplicación de clips vasculares, y la evitación de la lesión pulmonar izquierda durante la cirugía simulada.

La necropsia de los ratones que no sobreviven estos procedimientos quirúrgicos es esencial para la mejora de las técnicas quirúrgicas en el futuro. A continuación, solucionar problemas de varias dificultades comunes y proporcionamos técnicas alternativas que puedan conducir a un mayor grado de éxito.

La falta de éxito canular la tráquea: Otros laboratorios utilizan suspensión y la iluminación trans-traqueal para la intubación oro-traqueal que obvia la necesidad de visualización directa ^21.

Dificultad Visualizando Hilum: Creación de una ventana toracotomía grande, correctamente colocado es necesario iorden n para visualizar el hilio izquierdo. Si durante el procedimiento de visualización es inadecuada o no hay suficiente espacio para la inserción de los aplicadores de clips vasculares, la toracotomía debe ser alargado y retractores reposicionado. No debe haber acumulación de sangre durante el procedimiento. Si lo hay, el investigador debe determinar si es o no está poniendo demasiada tensión en el pulmón izquierdo y desgarro de la arteria pulmonar izquierda.

Sangrado después de Remoción de Izquierda de pulmón: No debe haber poco de sangrado durante este procedimiento. Un clip vascular incorrectamente cargado o aplicada es la causa más común de sangrado, y un ratón con sangrado de su arteria pulmonar izquierda debe ser sacrificado. Si este tipo de sangrado se produce, la carga correcta del clip vascular y la aplicación de presión firme y uniforme durante la aplicación debe ser confirmado antes de efectuar la operación de nuevo. Del mismo modo, la muerte postoperatoria con el hallazgo de sangre en el pecho izquierdo esprobablemente debido a la aplicación de clips vascular inadecuado. Una alternativa a nuestra técnica de clip vascular es la ligadura con sutura de seda.

Izquierda Lesión Pulmonar Durante la cirugía simulada: En muchos aspectos, el procedimiento simulado requiere un mayor grado de habilidad quirúrgica que el procedimiento PNX. El pulmón izquierdo se puede lesionar durante la toracotomía, durante la inserción del G angiocatheter 24 por debajo de la zona quirúrgica, o durante el cierre de la toracotomía. Dependiendo de la necesidad experimental, los ratones sometidos a cirugía simulada se pueden convertir a PNX. Otra posible causa de la lesión pulmonar izquierda es el encarcelamiento de pulmón izquierdo hernia durante el cierre del sitio toracotomía. Sham ratones con lesión pulmonar izquierda debe o bien ser sacrificados o tienen su procedimiento quirúrgico cambió a PNX.

Dificultad Respiratoria Después de la recuperación: dificultad respiratoria después de la recuperación de la anestesia puede venir de la hinchazón de la glotis debido a la intubación traumática, control inadecuado del dolor, o unrecolesión pulmonar gnized. En general, a menos que el malestar se alivia con la administración de medicamentos para el dolor adicional, los animales deben ser sacrificados y causa determinada. Múltiples intentos de intubación podría resultar en la glotis o subglótica hinchazón con dificultad resultante con inspiración. En la necropsia, la falta de una abertura glótica patente será evidente después de la glotis se separa de la hipofaringe. Los enfoques alternativos a la canulación endotraqueal se han descrito anteriormente. El control inadecuado del dolor puede ser tratado con dosis adicionales de medicamentos para el dolor. Como se señaló anteriormente, la lesión pulmonar izquierda no deseado es común cuando se está aprendiendo el procedimiento quirúrgico simulado, y si no se reconoce, puede conducir a la dificultad respiratoria y la alteración de los resultados experimentales.

Excesiva pérdida de peso y deshidratación: Los ratones que experimentan pérdida de peso excesiva o deshidratación después de la cirugía pueden tener un esófago ligado, control inadecuado del dolor, o una incapacidad para alimentarse o beber. El esófago se encuentra just posterior al hilio izquierdo, y la ligadura del esófago se debe sospechar en cualquier ratón deshidratado. El control inadecuado del dolor se debe sospechar en ratones con piloerección, aumento de la agresividad, o la reducción de la deambulación. La toracotomía puede evitar que los ratones de llegar a la comida y agua suspendida desde el techo jaula en el primer día postoperatorio. Los ratones que no comer y beber después de la recuperación de la anestesia sólo se hará más débil y deshidratado. Se recomienda colocar comida humedecida en el suelo de la jaula durante 24 horas después de la cirugía.

En conclusión, el modelo neumonectomía ratón de crecimiento pulmonar compensatorio es un valioso modelo para elucidar los mecanismos subyacentes de la regeneración de pulmón.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
6 inch Vascular clip applicator	Teleflex Medical (WECK)	137062
Horizon small titanium red clip	Teleflex Medical (WECK)	1201
Narrow pattern 12 cm curved forceps	Fine Science Tools	11003-12
Curved serrated 10 cm Graefe forceps	Fine Science Tools	11052-10
Castroviejo needle holder	Fine Science Tools	12565-14
Straight 9 cm Strabismus scissors (blunt tip)	Fine Science Tools	14075-09
Straight 8.5 cm hardened fine scissors	Fine Science Tools	14090-09
Straight, blunt tip Cohan-Vannas spring scissors	Fine Science Tools	15000-12
Skin glue	Gluture	32046
22 G Angiocatheter
24 G Angiocatheter
3 ml Luer lock syringe
4 Short retractors
2 Long retractors
5-0 Prolene on curved cutting needle	Ethicon	8698G
0.5 ml Syringe on 27 G needle
Normal saline
Buprenorphine
Press-n-Seal wrap	Glad Products Company
12 x 12 inch Cork board stack	Office Depot
70% Ethanol
Betadine
Mouse ventilator	Hugo Sachs Elektronnik	Minivent Type 845
Isoflurane vaporizer	OHMEDA	Excel 210 SE
Artificial tear ointment	Puralube	NDC: 17033-211-38