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Bioengineering

Técnica Cirúrgica para a Implantação de engenharia de tecidos enxertos vasculares e Subsequente doi: 10.3791/52354 Published: April 3, 2015

Summary

Um protocolo de passo-a-passo para a colocação inter-posicional de engenharia de tecidos Vessels (TEVs) na artéria carótida de um carneiro usando anastomose end-to-end e avaliação digital em tempo real, in vivo até o sacrifício animal.

Abstract

O desenvolvimento da engenharia de tecidos de vasos (TEVs) é avançada pela capacidade de TEVs habitual e efectivamente implante (4-5 mm de diâmetro) em um modelo animal de grande porte. Um protocolo de passo a passo para colocação inter-posicional da avaliação digital de TEV e em tempo real de TEV e artérias carótidas nativas é descrito aqui. In vivo, a monitorização é tornada possível pela implantação de sondas de fluxo, cateteres de ultra-sons e cristais (capaz de gravar mudanças dinâmicas diâmetro de TEVs implantados e artérias carótidas nativas) no momento da cirurgia. Uma vez implantado, os pesquisadores podem calcular padrões de fluxo sanguíneo arterial, pressão arterial invasiva e diâmetro da artéria rendendo parâmetros como a velocidade da onda de pulso, índice de aumento, pressão de pulso e conformidade. A aquisição de dados é conseguida utilizando um único programa de computador para análise ao longo da duração da experiência. Tais dados inestimável fornece insights sobre TEV remodelação da matriz, a sua resemblanCE para controles nativos / farsa e desempenho geral TEV in vivo.

Introduction

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O foco principal para o desenvolvimento de TEVs tem sido fornecer um substituto para a substituição de enxerto autólogo quando os vasos autólogos não estão disponíveis e limitar doador vista morbidade. Por exemplo, o número de cirurgias de revascularização do miocárdio por ano ultrapassou 350 mil nos EUA, e a fonte ideal de enxertos adequados continua a ser a artéria mamária interna esquerda, descendente anterior da artéria coronária e uma veia safena. Uma vez que muitos indivíduos que sofrem de doenças vasculares pode não ter artérias e veias adequadas para a substituição de enxerto autólogo, o desenvolvimento de TEVs tornou-se assim um campo de intensa pesquisa por décadas 1-6. Enquanto a engenharia e otimização de novos TEVs passaram por muitos avanços, informando sobre as técnicas cirúrgicas utilizadas para implantar os TEVs si não tem sido um tema de tal discussão intensa. Em vez disso, os protocolos relativos à implantação de TEVs em modelos animais são em grande parte à esquerdaaté investigadores pesquisar.

O seguinte demonstra como manuscrito para implantar TEVs utilizando uma abordagem anastomose extremidade-a-extremidade. Este processo foi optimizado usando um padrão específico de sutura da anastomose, estabilizando técnica de sutura, optimizando a tensão longitudinal e a adição de instrumentação de monitorização in vivo. Este método é contrastado com algumas das muitas variações que têm sido utilizadas anteriormente. Além disso, este procedimento descreve como adquirir parâmetros tais como pressão arterial, TEV diâmetro / compliance e taxa de fluxo através do TEV após cirurgia até explante. Esta recolha de dados proporciona uma análise indispensável do TEV enquanto ele está no processo de remodelação.

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Protocol

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NOTA: Este protocolo foi aprovado pelo Comitê de Cuidados e Uso Animal da Universidade Estadual de Nova York em Buffalo.

Preparação 1. Pré-cirúrgica

  1. Use ovelhas (Dorset cruz, fêmea, cerca de 1-3 anos de idade com um peso de 40-60 kg) para o seguinte estudo. Administrar ciclosporina A (200 mg / dia), aspirina (975 mg / dia), e coumadina (20-30 mg / dia) por via oral, começando 3 dias antes da cirurgia e continuar para a duração de todos os estudos.
  2. Garantir a ovelha jejuou 12 horas antes da cirurgia (alimentação normal = 1,8 kg de feno e 0,4 kg de grãos).
  3. Esterilizar todos os materiais cirúrgicos usando um autoclave a vapor a 121 ° C e 15 psi durante 30 min.
  4. Coloque os seguintes itens em uma hr paraformaldeído secador 48 antes da cirurgia: 4 mm sondas de fluxo Doppler, um milímetro cristais ultra-sônicos, cateteres arteriais residente, extensão de tubos e 42 "Tygon Tubing.
    NOTA: A tabela de equipamentos médicos relevantes necessárias àcirurgia e para a esterilização está listado na Tabela 1. Pré-colocação de instrumentação dentro da tubagem em Tygon neste passo vai ajudar a poupar tempo durante a cirurgia.
    1. Escreva em cada extremidade das sondas, cateteres e cristais como esquerda e direita, se for o caso.

2. Operação Cirúrgica

  1. Ovelhas para induzir anestesia com diazepam (0,5 mg / kg) e cetamina (4 mg / kg) por via intravenosa (IV). Alternativamente, usar Telazol (4 mg / kg) IV.
    1. Realizar intubação orotraqueal com um diâmetro 8,5-10,0 mm interno algemado tubo endotraqueal 7.
    2. Administrar anestesia por inalação através de um circuito de reciclagem do ar com um ventilador de volume corrente (7-10 ml / kg) ou um ventilador de pressão regulada (15-20 cm de H 2 O). Use um vaporizador de precisão para administrar isoflurano ou sevoflurano em uma quantidade adequada (3% -4% inicialmente) para chegar a uma média a profunda fase anestésico cirúrgico. A concentração mínima para alveolarovinos é de 1,4% ou 1,9%, respectivamente 8.
    3. Avaliar a profundidade da anestesia por meio da observação da resposta motora aos estímulos, reflexo palpebral, a posição dos olhos, e freqüência cardíaca. Monitor de saturação de oxigênio no sangue (95% -100%) pela oximetria de pulso, concentração de CO 2 (45-55 mmHg) em gases expiratórios usando capnografia e manter a temperatura corporal durante o procedimento (38,5-39,5 ° C), utilizando um auto regulado manta térmica.
  2. Raspar lã de todo o pescoço do ovino, e sobre uma veia cefálica, utilizando uma lâmina de # 40 na tosquiar padrão. Prepare a pele de ambos os sites para cirurgia, utilizando 70% de álcool isopropílico e 7,5% betadine matagal gaze saturada. Comece com álcool gaze para facilitar a remoção da oleosidade da pele. Alternar entre gaze betadine e álcool gaze três vezes.
  3. Coloque ovelha para a mesa de operação em decúbito dorsal no topo de um cobertor de aquecimento. Passe uma sonda orogástrica de tamanho médio para permitir a expulsão passiva do conteúdo do estômago. Estender apescoço e de ovelha usar amortecimento de apoio conforme necessário para manter a colocação.
    1. Realize uma esfoliação asséptica final usando 7,5% betadine gaze embebida e deixe descansar por 5 minutos antes da cirurgia.
  4. Administrar fluidos IV (solução de lactato de Ringer ou soro fisiológico 0,9%) a 10 ml / kg / h através de um angiocath colocado na veia cefálica. Administrar antibióticos intra-operatórios e analgesia: penicilina G procaína 6.600 U / kg por via intramuscular (IM), gentamicina 1,6 mg / kg IM, e buprenorfina 0,005-,01 mg IV ou IM.
  5. Faça uma incisão ~ 12 cm do comprimento sobre o pescoço ventral com bisturi electro. Isolar as artérias carótidas direita e esquerda (~ 6 cm) por remoção do tecido conjuntivo, utilizando uma técnica de dissecção romba. Empate fora e cauterizar micro-vasos de ramificação das artérias carótidas para minimizar o sangramento.
  6. Manter a esterilidade, utilizando (a não-estéril) enfermeira cirúrgica para ajudar na construção de galerias toda a fiação e tubulação (sonda de fluxo, fios de cristal ultra-sônicose tubo do cateter) na camada subcutânea da pele. Use a trocar embotada, que sai através da incisão preparado cirurgicamente no pescoço dorsolateral.
    1. Alcançar sob o campo estéril e virar a cabeça da ovelha de modo a que a parte lateral do pescoço pode ser visualizada sob a cortina.
    2. Utilize uma pinça hemostática curva 8 cm a túnel através do espaço subcutâneo entre a incisão na linha média ventral do pescoço e a parte lateral do pescoço. Abra e feche a pinça hemostática para dissecar sem rodeios um espaço para a tubulação de cerca de 1,5 cm de largura. As dicas da pinça hemostática deve residir no meio do caminho entre a cabeça e os ombros, aproximadamente 10 cm caudal para o ouvido direito ou esquerdo. Vire a pinça hemostática para que as pontas estão apontando na direção da pele superficial.
    3. Alcance sob a cortina estéril e fazer um 1,5 centímetros incisão através da pele, sobre as pontas da pinça hemostática com um estéril # 11 da lâmina. Visualize as pontas da pinça hemostática para confirmar a saída clara através da pele.
    4. Passe o tubo Tygon contendo umfiação ll e tubos através do túnel subcutâneo. Mantenha os fios e tubos acima do campo estéril.
    5. Alcance sob a cortina para remover o tubo exterior Tygon do pescoço, expondo a fiação da implantado, uma vez que deixa o pescoço do ovino. Puxe linhas individuais de forma a minimizar qualquer folga no espaço subcutâneo. Deixe uma distância suficiente para unir corretamente a instrumentação para a artéria.
  7. Coloque 4 milímetros sondas de fluxo Doppler em ambas as artérias carótidas e atingir uma leitura inicial (Figura 1). Administrar 100 U / kg de heparina IV 30 min antes do pinçamento da artéria.
  8. Continue a administração de heparina a 100 U / kg / h até ao final da cirurgia. Prenda a artéria carótida usando non-esmagamento pinças vasculares e extirpar uma porção (cerca de 4 cm de comprimento). A taxa de fluxo da carótida contralateral aumente em 50% -100%, para manter o fluxo sanguíneo para o cérebro.
    Nota: É possível limitar trecho longitudinal pelo recuo do vaso nativo, removendosegmentos mais curtos do que está sendo substituído e / ou alongamento da artéria nativa com vascular grampos para encurtar lacuna até anastomotic procedimento completo é concluído. Isso vai ajudar a limitar a tensão na sutura exploração individual, tendo o enxerto implantado.
  9. Suturar a TEV no local usando pontos isolados simples com 7-0 prolina ethalloy dupla sutura de monofilamento armado. Se necessário, aplicar relaxantes musculares lisas vasculares, tais como a papaverina (15 mg / ml) ou nicardipina (1,25 mg / ml) por via tópica à vasculatura nativa, a fim de impedir a vasoconstrição, que iria dificultar a sutura da anastomose.
    NOTA: Comece colocando suturas com espaçamento de cerca de 1 mm. Isso pode variar muito de caso para caso. A composição e espessura TEV irá afectar a distância efectiva entre as suturas. À medida que a espessura do tecido nativo ou TEV diminui, pode ser necessário para colocar as suturas mais juntos.
    1. Primeiro âncora de quatro pontos de TEV à artéria nativa, colocando dois s opostastitches em ambas extremidades proximal e distal (Figura 2 -di). Segure cada âncora ensinou usando hemostats.
      NOTA: descrições proximal e distal são em referência a direção do fluxo de sangue por todo o papel.
    2. Adicionar mais 5-6 suturas sobre o lado superficial de ambas as extremidades proximal e distal para iniciar a anastomose. (Figura 2-Pr). Simultaneamente rodar o vascular grampos 180 graus.
    3. Restabelece-se a tensão sobre as suturas de ancoragem. Adicionar adicional (5 a 6) para suturas interrompidas extremidades proximal e distal do lado girado de TEV.
  10. Uma vez que o TEV está devidamente suturado no lugar, gire-a de volta para a posição original e retire a vascular grampos um de cada vez, braçadeira distal primeiro. Ligeiro sangramento nos locais de anastomose é comum. Isso pode resolver naturalmente após vários minutos de liberação grampo e reclamping ou exigir a colocação de pontos adicionais. Coloque a sonda de fluxo Doppler (Figura 3-Fl) De volta em proximal da artéria nativa ao fluxo de sangue que entra no TEV e vazão monitor.
    NOTA: O prazo as taxas de fluxo da carótida esquerda e direita para equilibrar após aproximadamente 15 min. Se a taxa de fluxo na artéria carótida com TEV firmemente implantada gotas, é possível que a TEV é coagulação. Outras alterações possíveis em relação ao fluxo pode ser atribuído à constrição da artéria nativo proximal ou distal ao TEV. Se isto ocorrer, o uso de relaxante do músculo liso vascular adicional pode ser aplicada, e o vaso nativo deve retornar a um tónus basal após 30-60 min após o encerramento do tecido sobre o sítio do enxerto.
    1. Se desejar, extirpar a artéria carótida contralateral e sutura-lo de volta no lugar, como um controle "Sham". Isto é mais clinicamente relevante do que deixar a artéria carótida direita e sozinho só prender a sonda de fluxo, os cristais ultra-sons, e o cateter. Se um controle sham é querido, faça isso antes de prosseguir para a etapa 2.11.
  11. Suturar um milímetro cristais ultra-sônicas (Figura 3 CR1 CR2) para lados opostos do TEV usando 7-0 prolina. Fio de sutura através da cabeça de cristal ultra-som e pontos apenas na camada superficial da TEV.
  12. Cateterize artéria utilizando uma versão modificada 18 G cateter com uma abertura Teflon tecido (Figura 3- Ca & Figura 4A). Coloque a distal do cateter para o TEV em tecido arterial nativo.
    1. Sutura do bolso para a parede arterial com 5/0 Ethibond para controlar qualquer hemorragia. Use ciclohexanona a aderir o tubo de orifício micrométrico para o cateter que foi lavada com solução salina. Use a tubulação, como uma linha de extensão.
    2. Usar um adaptador Luer 20 L curtas com um plug Injection Surflo para vedar a extremidade do tubo exteriorizado (Figura 4B). Para manter a permeabilidade do cateter, se obter o volume de escorvamento da linha e lavá-la com 10 ml de solução salina e, em seguida, 5.000 U / ml de heparina de sódio injecção a cada 2-3 dias.
  13. Grave a distância entre a sonda de fluxo ultra-sons e os cristais, bem como a distância entre a sonda de fluxo e o cateter. Esta velocidade de onda de pulso permitirá a ser calculado em conjunto com o software. Se tais cálculos não são necessários, não implante de um cateter.
  14. Obter uma leitura intra-operatória, se desejar para garantir todo o hardware implantado é funcional (ver secção 3).
  15. Fixe linhas implantadas e fios para musculatura próxima usando 2/0 de seda e uma agulha cônica (Figura 3).
    1. Posicione o fluxo vascular sonda fio paralelo ao navio, com o caudal da sonda e o fio que se estende no sentido cranial, e, em seguida, fazendo um "U-Turn" em direção a musculatura lateral. Fixar o cabo de musculatura adjacente, utilizando seda 2-0 em uma agulha conicidade em dois locais, de modo que o fio ou sonda de fluxo não é capaz de colocar qualquer pressão sobre o recipiente. Certifique-se suturas são confortável, mas não aperte demasiado e estrangular musculatura (Figura 3).
    2. Sutura da linha de fios de cristal e cateter arterial para a musculatura lateral, permitindo a ~ 1,5 centímetros de folga, semelhantes aos passos anteriores para fixar sonda de fluxo (Figura 3).
    3. Grupo todos os fios e linhas juntas e ancorá-las a musculatura pouco antes de sair para fora através de túnel subcutâneo, similar às etapas anteriores.
  16. Feche o local da cirurgia com um 2-0 Vicryl sutura em camadas usando um padrão de sutura em execução no tablier e subdérmico, correndo colchão pontos na pele (tablier, agulha não cortante; pele, agulha cortante). Feche a 1,5 centímetros incisão no pescoço dorsal ao redor dos fios e linhas exteriorizados usando 2/0 Vicryl e uma agulha de corte.
  17. Coloque fios da sonda de fluxo, linhas e fios, cateteres de ultra-sons de cristal em uma bolsa (10 cm x 10 cm) que está firmemente suturadas na pele das ovelhas (Figura 5 - depois de recuperação).
  18. Gradualmente desmamar as ovelhas off anestesiaeo ventilador volume corrente, em seguida, extubação as ovelhas quando a respiração espontânea é retomada. Remover o angiocath inserido na veia cefálica e curativo, se necessário.
  19. Enfaixar o pescoço usando pomada antibiótica tripla sobre as incisões, uma almofada de Telfa, gaze rolo estiramento, e elasticon.
  20. Administrar analgesia pós-operatória: meglumina flunixin 2,2 mg / kg IM uma vez durante a recuperação, em seguida, 1,1 mg / kg IM, uma vez por dia durante dois dias, a buprenorfina 0,005-,01 mg IV ou IM, duas vezes por dia, durante um dia.

3. Monitorização In Vivo

  1. Coloque ovelhas no carrinho móvel para assegurar a contenção adequada. Isso permite que as ovelhas para manter a calma e consciente, sem comprometer o hardware. Pode ser necessário aclimatar ovelhas ao carrinho 2 ou 3 vezes por 30 minutos antes de obter gravações de instrumentação.
  2. Remova todos os fios e linhas de bolsa e conectar-se aos dispositivos de monitoramento. Conecte-sonda de fluxo a um medidor de vazão, cristais um milímetro de ultra-som ligado a TRB-USB Caixa, e do cateter linhas para transdutores de pressão. Um fluxograma desta instalação é fornecida (Figura 6).
  3. Calibrar sondas de fluxo e transdutores de pressão antes de aquisição de dados.
    NOTA: Devido à variabilidade de potencial entre as versões de software e as diferenças de equipamento utilizado, calibrações e ajustes irão variar de caso para caso.
  4. Utilize um osciloscópio para afinar a medição de cristal Sonometrics, de acordo com o protocolo do fabricante.
  5. Gravar dados usando o software de computador (Figura 7). Traços na metade superior da Figura 7 em cor branca corresponde ao TEV implantado, enquanto os traços na metade inferior da cor vermelha corresponde ao engodo / nativo. Para tanto a TEV e Sham o caudal (ml / min), a pressão sanguínea arterial (mm Hg) e do diâmetro (mm) são registadas ao vivo.
  6. Record para, pelo menos, 1 min sem perturbações. Exportar esses dados para uma análise mais detalhada. Depois da gravação, DISCONNect todos os fios e lugar de volta para bolsa suturado no pescoço das ovelhas.

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Representative Results

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Mais de 30 ovelhas foram submetidas a técnica cirúrgica descrita neste relatório para a implantação de TEVs (no prelo) 9. Uma tabela que resume as operações mais recentes ovelhas após a otimização de protocolo são apresentados na Tabela 2. Todos os animais recuperaram após a implantação TEV sem complicações fatais. Em alguns animais, fibrose foi observada em artéria nativa perto da ponta do cateter arterial. Não foi observado um aumento significativo de inflamação com a presença de instrumentação adicionada. Raramente (1 de 18 cateteres), o cateter causou obstrução ao fluxo de sangue através do TEV. Esta obstrução ocorreu após um mês. As complicações menores do cateter incluem amortecimento do sinal arterial e incapacidade de sangue aspirado. Os dados relatados com maior frequência quando exerçam actividades de investigação em desenvolvimento de TEV são tipicamente taxas de permeabilidade, caudais e compliance. Este protocolo demonstra que é possvel para obter esses dados valiosos durante toda a duração da experiência. Embora este relatório se concentra na aquisição de vazão, diâmetro e pressão arterial; compliance, índice de aumento e velocidade da onda de pulso também pode ser calculado.

Figura 1
Figura 1. artéria carótida isolado. Artéria carótida Isolado é mostrado com sonda de fluxo conectado. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 2
Figura 2. Implantação de TEV. A Figura 2 ilustra-Di do lado distal do TEV com dois dos quatro pontos de ancoragem originais utilizados para ancorar a TEV no lugar. Uma vez que o TEV é ancorado, adicione addit ional costura, como mostrado na Figura 2-Pr, o que denota o lado proximal da TEV. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 3
Figura 3. Instrumentação de TEV. 1 milimetro cristais ultra-sônicos são costurados em cada lado do TEV implantado (CR1 e CR2). Di indica o lado distal do TEV enquanto Pr indica proximal. O fluxômetro (Fl) é colocada próxima do TEV enquanto o cateter (Ca) é colocado distal. Sonda de fluxo e cateter são costurados a musculatura nas proximidades (oval pontilhada). Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Figura 4A. Cateter utilizado para instrumentação de TEV. Cateter acoplado com um PLAQUET Teflon antes de serem colocados distal para TEV em tecido nativo. Figura 4B. A montagem final do cateter antes da implantação. Cateter estendido com tubos Tygon (indicado por quadrado), juntamente com 20 G Luer Adapter Stub com Surflo plugue injeção (indicado por oval). Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 5
Figura 5. bolsa presa à pele de ovelha. Pouch é presa ao pescoço de ovelhas para proteger a fiação de um milímetro cristais ultra-som, o fluxo sonda e cateter quando não estiver em uso. Por favor, click aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 6
Figura 6. Fluxograma de equipamentos eletrônicos usados ​​para a gravação de distâncias de cristal ultra-som, o fluxo sanguíneo e pressão arterial. Fluxograma de instalação usado para gravar as distâncias entre cristais ultra-som, o fluxo de sangue arterial e da pressão arterial. * Usando um osciloscópio pode ajudar na clareza dos sinais recebidos a partir dos cristais de um milímetro de ultra-som. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 7
Figura 7. A gravação de tempo real distâncias de cristal ultra-som, o fluxo de sangue e pressão arterial em software de computador. Vestígios de cor branca indgravações cado de TEV. R02 T01, T02 e R01 indicam comunicação entre cr1 cristal ultra-sónico para CR2 CR2 e para CR1, respectivamente. ARP indica gravado pressão arterial enquanto ABF indica o fluxo de sangue arterial. A mesma notação é usada por traços de cor vermelha, que é a artéria carótida nativo / farsa. A distância registrada entre os cristais de ultra-sons durante a pressão de pulso registrado de pressão arterial indicam a porcentagem cumprimento de TEV / Sham. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Equipamento Médico
Equipamento Fabricante Serial / Catalog # Quantidade Notas
Transd Pressãoucer Becton Dickinson P23XL-1 1+
(1 para cada artéria)
Usado com cúpulas de diafragma cheias de água
Amplificador e transdutor de caixa Gould 5900 Signal Conditioner Gaiola 1 Dois amplificadores de transdutores e deve ser incluído na gaiola. Enquanto esta unidade específica pode ser interrompido, outros transdutores de pressão disponíveis no mercado, com uma produção / analógica BNC irá se comunicar com o equipamento Sonometrics.
T403 Console com TS420 módulo fluxômetro perivascular (x2) Transonic Systems Módulo T403 e TS420 (x2) 1 Sondas de medição de fluxo de fluxo através de cada uma das artérias carótidas irá se conectar a cada uma das unidades TS420.
Unidade de medição de ultra-som Digital Sonometrics TR-USB
Fluxo Probe Precision S-Series 4 milímetros Transonic Systems Inc. MC4PSS-LS-WC100-CM4B-GA 2
1 milímetro Sonometrics Crystals Sistemas Sonometrics 1R-38S-20-NC-SH 2-4
(2 para cada artéria)
Cateter para o implante BD
(Becton Dickinson)
381447 1+
(1 para cada artéria)
O cateter é cortada e fixada ao orifício micrométrico tubagem, estilete é utilizado para a inserção.
Tygon Microbore Tubing Norton Performance Plastics (AAQ04127)
Formulação S-54-HL
N / D
(Cortados no comprimento de um conjunto de extensão)
Luer Adapter Stub BD
(Becton Dickinson)
427564
(20 L)
1+
(1 para cada cateter arterial)
Surflo Injection plug Terumo SR-IP2 1+
(1 para cada cateter arterial)
Meadox PTFE (teflon) Felt 019306 N / D
(Corte ao tamanho)
O PTFE se sentiu usada em nossos estudos foi interrompido. No entanto, as empresas comparáveis, como "malha cirúrgica" oferecer produtos que são equivalentes.

Tabela 1. Tabela de todo o equipamento de referência utilizado para o procedimento cirúrgico.

Cirúrgicos procedimento resulta
Instrumentação TEV Impostura Número de Sheep Procedimento Tempo (horas)
Nao Kk Sim: D Nao Kk 8 2,61 ± 0,25
Nao Kk Sim: D Sim: D 3 4,17 ± 0,28
Sim: D Sim: D Sim: D 10 6,26 ± 0,75

Tabela 2. Quadro de síntese das ovelhas mais recentes, que tenham sido submetidos a TEV e / ou implantação Sham. A tabela a seguir resume os nossos implantes TEV mais recentes. Todas as ovelhas vivido operação cirúrgica e não teve complicações pós recuperação.

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Discussion

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O objetivo deste relatório é fornecer um procedimento confiável e reprodutível para TEVs implante de interesse na artéria carótida ovinos. As artérias carótidas nativas dos animais utilizados neste modelo foram 0,5-0,75 mm de espessura e 4,5-5 mm de diâmetro externo. A técnica cirúrgica descrita aqui tem sido bem sucedida para a implantação TEVs de diferentes geometrias de medição 0,25-1 mm de espessura, de 4-5 mm de diâmetro externo e 4 cm de comprimento, com grande sucesso provando eficaz até duração de 3 meses, o ponto final pretendido. A utilização desta técnica cirúrgica permitiu a aquisição de dados para ser mais fácil de recolher e mais consistente.

Além disso, a capacidade de medir os parâmetros de tempo real in vivo remodelação foi descrito. Diâmetros variáveis ​​podem ser utilizadas com sucesso neste modelo dependendo intervalo desejado de emparelhamento incorrecto e design de TEV implantado, bem como, a duração do implante pode ser estendido para além ou 1 anr.

Um dos maiores avanços na otimização deste protocolo é o uso de end-to-end anastomosadas de sutura interrompida. O projeto TEV corrente utilizada na preparação deste relatório inicialmente utilizado end-to-end anastomoses utilizando uma técnica de sutura contínua que resultou em uma alta taxa de falha (n = 3). A razão exata para esta permanece desconhecida, no entanto, poderia ter sido potencialmente devido ao ligeiro efeito stenotic ou não conforme de uma sutura em execução no local da anastomose. Na procura de métodos alternativos para otimizar o procedimento cirúrgico foi constatado que as técnicas cirúrgicas reportados anteriormente descritos na literatura são um tanto vaga. Isto é principalmente devido às limitações impostas pela palavra revistas forçando pesquisadores a relatar as suas técnicas cirúrgicas em uma breve e obscuro moda. Alguns relatórios simplesmente afirmar que os animais foram submetidos a implante de TEV 10-12. Outros relatam o uso de extremidade-a-lado 3,5,13,14, ouend-to-end 4,6 anastomose. Por fim, outros afirmam especificamente a utilização de interrupção 4, ou contínuo funcionamento sutura 15. Esta falta de detalhes torna difícil reproduzir ou melhorar a pesquisa vascular necessitam de cirurgia, especificamente em grandes modelos animais. Enquanto não existe uma diferença significativa entre a patência relatado em ponta-a-extremidade e extremidade-a-lado técnica 16, no grande modelo animal aqui relatado, de ponta a ponta é vantajosa quando se opera sobre a artéria carótida devido à anatomia e comprimento das TEVs comumente avaliado. No entanto, se uma grande disparidade entre a artéria natural e TEV está presente, ela pode ser ideal para adoptar uma técnica ponta-a-lado, que se mostrou promissor em ratos 17.

A garantia de que a técnica cirúrgica não é uma causa para o fracasso TEV permite que os pesquisadores para se concentrar em outras possíveis explicações para oclusão. Se patência de curto prazo e exposição às condições fisiológicas, tais como sanguee pressão é o único interesse, um manuscrito relatado anteriormente está disponível. Aqui, a utilização de um modelo ex vivo ovina shunt arteriovenoso concebido para avaliar TEV implantabilidade foi optimizado para 18. Este modelo tem provado ser muito eficaz em testar rapidamente vários TEVs com um animal antes de cometer a implantação de um TEV para estudos de longo prazo.

Se a avaliação da integridade de uma TEV implantado é desejada, infelizmente técnicas convencionais têm inconvenientes. Atualmente ultra-sonografia a imagem ou angiografia são os únicos métodos utilizados para avaliar a integridade do TEV in vivo 3,5,6,10-14. A ultra-sonografia não costuma fornecer a resolução necessária para observar as mudanças de conformidade do TEV. A angiografia é invasiva, dispendioso e requer anestesia do animal. No entanto, através da implantação de sondas de fluxo, cateteres arteriais e cristais ultra-som muito destes dados pode ser adquirido de uma forma mais simplificada. Isto eminstrumentação do TEV implantado também permite a parâmetros como a velocidade da onda de pulso e índice de aumento deve ser calculado.

A vantagem de usar ovelhas para implantação TEV também empresta força para a tradução de TEVs em um ambiente clínico. Modelos animais pequenos, tais como ratinhos, ratos e coelhos não oferecem uma realista paralelo às de uma situação clínica e, portanto, grandes modelos animais devem ser explorados 19. No entanto, enquanto um modelo animal de grande porte é um modelo mais confiável e clinicamente relevante, existem preocupações sobre as espécies utilizadas para implantes TEV. Os cães e os porcos, por exemplo, embora muitas vezes usados ​​em pesquisas vascular, endothelialize muito rapidamente. Sheep por outro lado só endothelialize perto dos locais de anastomose, e não de forma espontânea dentro do TEV. Isto assemelha-se mais de perto a cura de seres humanos 14,19-22.

Para entender melhor o que ocorreu com relação a sediar a remodelação, oTEV deve ser explantados e examinados, a fim de descrever a migração de células, diferenciação e imobilização. Trabalhos anteriores mostraram que a adição de corante lipofílico tal como Dil, bem como a utilização de células endoteliais GFP + são métodos fiáveis ​​para avaliar o destino das células implantadas no TEV 5,6. O nosso grupo também mostrou que a coloração SRY (região da proteína Y-determinação Sex) contra cromossomo masculino Y é um método eficaz para rastrear células implantadas sexo masculino em uma série do sexo feminino (no prelo). Colágeno e elastina conteúdo também pode ser medida após o tecido é explantada, derramando mais luz sobre a extensão da in vivo remodelação. É também possível determinar se é ou não pré-implante, bem como tecidos explantados pode responder a vasoconstritores e vasodilatadores, quando colocado num banho de tecido de órgãos. Por último, TEVs também podem ser testados para determinar as suas propriedades mecânicas tais como o módulo de elasticidade, resistência à tração final, e tensão elástica 6,9,23,24.

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Acknowledgments

Este trabalho foi financiado por doações do Instituto Nacional do Coração e Pulmão (R01 HL086582) e do Fundo de Ciência Stem Cell New York (NYSTEM, Contrato #   C024316) para STA e DDS ilustrações utilizadas vídeo JoVE foram preenchidos por John Nyquist; Illustrator Medicina da Universidade Estadual de Nova York em Buffalo.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Pressure Transducer Becton Dickinson P23XL-1 Quantity: 1+ (1 for each artery).
Used with water-filled diaphragm domes.
Amplifier and transducer box Gould 5900 Signal Conditioner Cage Quantity: 1.
Two transducers and amplifiers should be included in cage. While this specific unit may be discontinued, other commercially available pressure transducers with a BNC/analog output will communicate with the Sonometrics equipment.
T403 Console with TS420 perivascular flowmeter module (x2) Transonic Systems T403 module and TS420 (x2) Quantity: 1.
Flow probes measuring flow through each of the carotid arteries will connect to each of the TS420 units.
Digital ultrasonic measurement unit Sonometrics TR-USB Quantity: 1
Flow Probe Precision S-Series 4 mm Transonic Systems Inc. MC4PSS-LS-WC100-CM4B-GA Quantity: 2
1 mm Sonometrics Crystals Sonometrics Systems 1R-38S-20-NC-SH Quantity: 2-4 (2 for each artery)
Catheter for implantation BD (Becton Dickinson)  381447 Quantity: 1+ (1 for each artery).
Catheter is cut and secured to microbore tubing, stylette is utilized for insertion.
Tygon Microbore Tubing Norton Performance Plastics (AAQ04127) Formulation S-54-HL Cut to length for an extension set
Luer Stub Adapter BD (Becton Dickinson) 427564 (20 gauge) Quantity: 1+ (1 for each arterial catheter)
Surflo Injection Plug Terumo SR-IP2 Quantity: 1+ (1 for each arterial catheter)
Meadox PTFE (Teflon) Felt 19306 Cut to size.
The PTFE felt used in our studies was discontinued. However, comparable companies such as “Surgical Mesh” offer products which are equivalent.

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References

  1. Goldman, S., et al. Long-term patency of saphenous vein and left internal mammary artery grafts after coronary artery bypass surgery: Results from a Department of Veterans Affairs Cooperative Study. Journal of the American College of Cardiology. 44, 2149-2156 (2004).
  2. Achouh, P., et al. Long-term (5- to 20-year) patency of the radial artery for coronary bypass grafting. The Journal of Thoracic And Cardiovascular Surgery. 140, 73-79 (2010).
  3. Conklin, B. S., Richter, E. R., Kreutziger, K. L., Zhong, D. S., Chen, C. Development and evaluation of a novel decellularized vascular xenograft. Medical Engineering & Physics. 24, 173-183 (2002).
  4. Zhu, C., et al. Development of anti-atherosclerotic tissue-engineered blood vessel by A20-regulated endothelial progenitor cells seeding decellularized vascular matrix. Biomaterials. 29, 2628-2636 (2008).
  5. Quint, C., et al. Decellularized tissue-engineered blood vessel as an arterial conduit. Proceedings of the National Academy of Sciences. 108, 9214-9219 (2011).
  6. Kaushal, S., et al. Functional small-diameter neovessels created using endothelial progenitor cells expanded ex vivo. Nat Med. 7, 1035-1040 (2001).
  7. Galatos, A. D. Anesthesia and Analgesia in Sheep and Goats. Veterinary Clinics of North America: Food Animal Practice. 27, 47-59 (2011).
  8. Okutomi, T., Whittington, R. A., Stein, D. J., Morishima, H. O. Comparison of the effects of sevoflurane and isoflurane anesthesia on the maternal-fetal unit in sheep. J Anesth. 23, 392-398 (2009).
  9. Swartz, D. D., Russell, J. A., Andreadis, S. T. Engineering of fibrin-based functional and implantable small-diameter blood vessels. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 288, H1451-H1460 (2005).
  10. Niklason, L. E., et al. Functional arteries grown in vitro. Science. 284, 489-493 (1999).
  11. Dahl, S. L. M., et al. Readily Available Tissue-Engineered Vascular Grafts. Science Translational Medicine. 3, 68ra69 (2011).
  12. Wu, W., Allen, R. A., Wang, Y. Fast-degrading elastomer enables rapid remodeling of a cell-free synthetic graft into a neoartery. Nature Medicine. 18, 1148-1153 (2012).
  13. Saami, K. Y., Bryan, W. T., Joel, L. B., Shay, S., Randolph, L. G. The fate of an endothelium layer after preconditioning. Journal of vascular surgery : Official Publication, the Society for Vascular Surgery [and] International Society for Cardiovascular Surgery, North American Chapter. 51, 174-183 (2010).
  14. Ueberrueck, T., et al. Comparison of the ovine and porcine animal models for biocompatibility testing of vascular prostheses. Journal of Surgical Research. 124, 305-311 (2005).
  15. Labbé, R., Germain, L., Auger, F. A. A completely biological tissue-engineered human blood vessel. The FASEB Journal. 12, 47-56 (1998).
  16. Samaha, F. J., Oliva, A., Buncke, G. M., Buncke, H. J., Siko, P. P. A clinical study of end-to-end versus end-to-side techniques for microvascular anastomosis. Plastic and Reconstructive Surgery. 99, 1109-1111 (1997).
  17. Huang, H., et al. A novel end-to-side anastomosis technique for hepatic rearterialization in rat orthotopic liver transplantation to accommodate size mismatches between vessels. European Surgical Research. 47, 53-62 (2011).
  18. Peng, H., Schlaich, E. M., Row, S., Andreadis, S. T., Swartz, D. D. A Novel Ovine ex vivo Arteriovenous Shunt Model to Test Vascular Implantability. Cells, Tissues, Organs. 195, 108 (2011).
  19. Zilla, P., Bezuidenhout, D., Human, P. Prosthetic vascular grafts: Wrong models, wrong questions and no healing. Biomaterials. 28, 5009-5027 (2007).
  20. Berger, K., Sauvage, L. R., Rao, A. M., Wood, S. J. Healing of Arterial Prostheses in Man: Its Incompleteness. Annals of Surgery. 175, 118-127 (1972).
  21. Byrom, M. J., Bannon, P. G., White, G. H., Ng, M. K. C. Animal models for the assessment of novel vascular conduits. Journal of Vascular Surgery : Official Publication, the Society for Vascular Surgery [and] International Society for Cardiovascular Surgery, North American Chapter. 52, 176-195 (2010).
  22. Swartz, D. D., Andreadis, S. T. Animal models for vascular tissue-engineering. Current Opinion in Biotechnology. 24, 916-925 (2013).
  23. Liang, M. -S., Andreadis, S. T. Engineering fibrin-binding TGF-β1 for sustained signaling and contractile function of MSC based vascular constructs. Biomaterials. 32, 8684-8693 (2011).
  24. Han, J., Liu, J. Y., Swartz, D. D., Andreadis, S. T. Molecular and functional effects of organismal ageing on smooth muscle cells derived from bone marrow mesenchymal stem cells. Cardiovascular Research. 87, 147-155 (2010).
Técnica Cirúrgica para a Implantação de engenharia de tecidos enxertos vasculares e Subsequente<em&gt; In Vivo</em&gt; Monitoring
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Koobatian, M. T., Koenigsknecht, C., Row, S., Andreadis, S., Swartz, D. Surgical Technique for the Implantation of Tissue Engineered Vascular Grafts and Subsequent In Vivo Monitoring. J. Vis. Exp. (98), e52354, doi:10.3791/52354 (2015).More

Koobatian, M. T., Koenigsknecht, C., Row, S., Andreadis, S., Swartz, D. Surgical Technique for the Implantation of Tissue Engineered Vascular Grafts and Subsequent In Vivo Monitoring. J. Vis. Exp. (98), e52354, doi:10.3791/52354 (2015).

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