Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

الوجه Axotomy العصب في الفئران: نموذج لدراسة الاستجابة العصبون الحركي للإصابة

doi: 10.3791/52382 Published: February 23, 2015

Abstract

والهدف من هذا البروتوكول الجراحي هو لفضح العصب الوجهي، والتي يعصب عضلات الوجه، في خروجها من الثقبة الإبرية الخشائية وإما قطع أو التضييق عليه للحث على إصابة الأعصاب الطرفية. مزايا هذه الجراحة هي بساطته، استنساخ عالية، وعدم وجود تأثير على الوظائف الحيوية أو التنقل من شلل في الوجه لاحقة، مما أدى إلى نتائج جراحية خفيفة نسبيا بالمقارنة مع غيرها من نماذج إصابة العصب. والميزة الرئيسية لاستخدام نموذج إصابة العصب القحفي هي أن العصبونات الحركية يقيمون في السكان متجانسة نسبيا في نواة المحرك الوجه في بونس، وتبسيط دراسة أجسام الخلايا العصبون الحركي. بسبب طبيعة متناظرة من الوجه تعصيب العصبية وعدم الحديث المتبادل بين نواة المحرك الوجه، وهذه العملية لا يمكن أن يؤديها من جانب واحد مع الجانب unaxotomized أصبحت بمثابة الرقابة الداخلية المقترنة. مجموعة متنوعة من التحليلات يمكن أن يؤديها بعد العمل الجراحي لتقويمليالي الاستجابة الفسيولوجية وتفاصيل منها خارج نطاق هذا المقال. على سبيل المثال، يمكن استعادة وظيفة العضلات بمثابة علامة السلوكية للعودة التعصيب، أو العصبونات الحركية يمكن كميا لقياس بقاء الخلية. بالإضافة إلى ذلك، العصبونات الحركية يمكن التقاط بدقة باستخدام تسليخ مجهري ليزر لتحليل الجزيئي. لأن axotomy العصب الوجهي هو الغازية الحد الأدنى وجيد التحمل، ويمكن استخدامها على مجموعة واسعة من الفئران المعدلة وراثيا. أيضا، وهذا النموذج الجراحة يمكن استخدامها لتحليل فعالية من العلاجات الطرفية إصابة العصب. تقدم إصابة العصب الوجهي وسيلة للتحقيق في العصبونات الحركية فحسب، ولكن أيضا ردود المكروية المركزية والطرفية الدبقية، والجهاز المناعي، والجهاز العضلي الهدف. نموذج إصابة العصب الوجهي هو الأعصاب الطرفية نموذج إصابة مقبولة على نطاق واسع التي هي بمثابة أداة قوية لدراسة إصابة العصب والتجدد.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

العديد من النماذج إصابة الأعصاب الطرفية موجودة، ولكن واحدة أن تبرز لدراسة العصبونات الحركية هو الوجه نموذج axotomy العصبية. العصب الوجهي، والمعروف أيضا باسم العصب القحفي السابع، ينشأ في بونس ويعصب عضلات تعبيرات الوجه 1،2. في هذا البروتوكول الجراحي، يتعرض العصب الوجهي في خروجها من الثقبة الإبرية الخشائية وإما خفض أو سحقهم. شدة إصابة العصب يمكن تصنيفها في أعقاب التصنيفات سندرلاند والذي يميز الإصابة على أساس intactness من محاور عصبية، endoneurium، perineurium، وغلاف، والتي هي طبقات النسيج الضام الذي التفاف بالتتابع حول حزم محور عصبي. في إصابة سحق (انهتاك المحوار)، وقطعت محاور عصبية، ولكن يتم الاحتفاظ perineurium وغلاف. الانتعاش وظيفية كاملة من الوجه سحق العصب يحدث في حوالي 11 يوما لأن غمد العصب سليما يخدم كقناة ضمن المحاور التي تنمو 4،5. علىومن ناحية أخرى، إلى إصابة قطع (تهتك العصب)، وقطعت محاور وجميع 3 طبقات النسيج الضام، والعصب القاصي بأكمله يجب أن تنمو لاستعادة الجهاز العضلي تعصيب. وغالبا ما تتم إعادة الاتصال الجراحي للغلاف في المرضى من البشر يعانون من إصابات transection العصب، ولكن النتائج الانتعاش ونادرا ما تكون مثالية. مطلوب مزيد من الدراسة أن نفهم لماذا فشل العصب لتنمو إلى هدفه ويمكن استخدام ما العلاجات لتحسين وتسريع عملية التجدد.

هناك العديد من المزايا لدراسة إصابة العصب باستخدام الوجه نموذج axotomy العصبية. أولا، إجراء axotomy العصب الوجهي هو سريعة وسهلة، وتكرار للغاية. والشلل الناتج من عضلات الوجه لا يؤثر الوظائف الحيوية وجيد التحمل من قبل الحيوان. لأن هذا هو نموذج إصابة العصب القحفي، ودراسة أجسام الخلايا العصبون الحركي هو تبسيط لأن العصبونات الحركية يقيمون في السكان متجانسة نسبيا في عشرالبريد نواة المحرك الوجه في بونس. لا تختلف السكان استنادا إلى نمط النووية الدقيقة داخل النواة الحركية الوجه، كما أن هناك سبع subnuclei كل محددة لالتعصيب مجموعة معينة من العضلات، لذلك الخلافات النووية الدقيقة ردا على axotomy قد تؤثر النتائج 2،6،7.

وهناك فائدة كبرى من الوجه نموذج إصابة العصب هو أن الجانب unaxotomized يمكن أن تكون بمثابة الرقابة الداخلية يقترن لأن تعصيب العصبية هو متناظرة للغاية وليس هناك أي الحديث المتبادل بين نواة المحرك الوجه 8. ميزة أخرى لاستخدام هذا الأسلوب الجراحي هو عدم وجود صدمة مباشرة إلى الجهاز العصبي المركزي أو تعطيل حاجز الدم في الدماغ 9. مضاعفات مثل النزيف والعدوى نادرة مع هذا الإجراء.

مجموعة متنوعة من التحليلات يمكن القيام بها لتقييم الاستجابة الفسيولوجية للإصابة العصب. استعادة منعكس طرفة عين والنشاط الطولي يمكن أن تستخدم السلوكيةمقياس وظيفي الانتعاش 10،11. تسجيل الفيديو من النشاط vibrissae هو حاليا أقوى وسيلة للكشف عن انتعاش العصب الوجهي تعصيب 12،13. بعد القتل الرحيم، التحليل النسيجي من الدماغ يمكن أن يؤديها على أجسام الخلايا العصبون الحركي داخل النواة الحركية الوجه. تنقسم نواة المحرك الوجه إلى سبعة subnuclei، كل محددة لبعض عضلات الوجه، مما يسمح للفحص التفاضلي للردود على إصابة 2،6. العصبونات الحركية الوجه يمكن عدها لتحديد بقاء الخلية، أو يمكن أن تستخدم المناعية لتحديد المؤشرات الحيوية والسكان خلية معينة 14. نواة المحرك الوجه يمكن microdissected بدقة باستخدام القبض على الليزر لتحليل الجزيئي للاستجابة الخلوية لإصابة العصب 15،16. ويمكن تحليل آثار axotomy العصب الوجهي في القشرة الحركية 17،18. أيضا، العصب يمكن تشريح لدراسة ولري انحطاط 19 أومحور عصبي تجديد 20، والعضلات يمكن إزالتها لدراسة التقاطعات العصبية والعضلية 21. ويمكن أيضا أن axotomy العصب الوجهي أن تستخدم لدراسة الخلايا المركزية والطرفية المرفقة الدبقية 22، استهداف الجهاز العضلي 21، والجهاز المناعي استجابة 23. على الرغم من أن الكثير قد تم إنجازه في دراسة نموذج axotomy العصب الوجهي 24، مطلوب مزيد من الدراسة من إصابة الأعصاب الطرفية بسبب تلف الأعصاب هي مشكلة كبيرة للمرضى وتفشل العلاجات الحالية لإنتاج أفضل النتائج. هذا النموذج هو أداة قوية لفحص الاستجابة الفسيولوجية للإصابة الأعصاب وتحليل فعالية من العلاجات تجديد الأعصاب.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

تمت الموافقة على جميع الإجراءات التي تنفذها مدرسة جامعة إنديانا للطب المؤسسي رعاية الحيوان واستخدام اللجنة ومتابعة المعهد الوطني للصحة المبادئ التوجيهية.

1. تقنية جراحية

  1. الحفاظ على تقنية العقيم أثناء هذا الإجراء باستخدام القفازات المعقمة، والصكوك، وحقل جراحي معقم وفقا للمبادئ التوجيهية NIH 25. تعقيم الأدوات قبل البدء في عملية جراحية قبل التعقيم لهم (انظر الجدول من الكواشف محددة / معدات لائحة كاملة). استخدام التعقيم الزجاج حبة لتعقيم الأدوات خلال العملية.

2. التخدير والتحضير

  1. تخدير الماوس في مربع التخدير مع خليط من 0.9 لتر / دقيقة الأكسجين و 2.5٪ الأيزوفلورين باستخدام نظام المرذاذ isoflurane البيطرية. تأكد من أن الماوس لا يستجيب للتغيرات في وضع الجسم قبل إزالته من مربع.
  2. تطبيق مرهم للعين لمذكرة التفاهمعيون حد ذاتها لحمايتها من الجفاف.
  3. التبديل تدفق الغاز من مربع إلى مخروط الأنف. ضع الماوس بشكل مباشر على جانبها الأيسر على وسادة ساخنة مغطاة سادة الجراحية ورقة ماصة مقاعد البدلاء مع أنفها والفم داخل مخروط. باستمرار مراقبة التنفس إيقاع الماوس، ومعدل وضبط مستويات الأيزوفلورين حسب الحاجة (مابين 2.5 - 3٪ الأيزوفلورين) للحفاظ على مستوى كاف من التخدير، واستخدام إصبع القدم قرصة رد الفعل لتأكيد الكلي التخدير.

3. المنهج الجراحي

  1. محاذاة والتركيز على المجسام مع الجراحي الميداني. ضبط مخروط الأنف والشريط عليه بحيث يتم وضعه على طول حافة المجال البصري.
  2. مع الماوس ملقاة على جانبها الأيسر، والشريط حافة الأذن اليمنى إلى مخروط الأنف، وتعريض منطقة خلف الأذن حيث سيتم إجراء شق. ضمان الوريد الأذني الخلفي يسافر أفقيا عبر الأذن. لاحظ أن الموضع الصحيح للرانه حيوان وتسجيل اللقطات من الأذن حاسمة من أجل العثور بسرعة على العصب الوجهي.
  3. الرطب الفراء على وخلف الأذن مع 70٪ من الإيثانول ويحلق موقع الجراحية باستخدام شفرة حلاقة أو مشرط شفرة. قبل ترطيب الفراء يجعل حلق أسهل في هذا الموقع التشريحي.
  4. تنظيف البشرة مع محلول اليود، مثل بتدين فرك الجراحية (7.5٪ بوفيدون اليود)، تليها 70٪ من الإيثانول. كرر هذه التنظيف مرتين أخريين لتطهير شاملة للمنطقة.
  5. لتحديد مكان لجعل شق، وتتبع الوريد الأذني الخلفي من الأذن نحو caudally إلى المنطقة الخلفية للالناشزة الأذن. باستخدام مقص الربيع، وجعل شق 4 مم 2-3 ملم الخلفي إلى الناشزة.
  6. تشريح من خلال الدهون تحت الجلد واللفافة باستخدام تشريح حادة. تجنب القطع المباشر مع مقص لأن الأوعية الدموية أو الأنسجة العضلية يمكن أن تتلف بسهولة.
  7. إذا كان النزيف يحدث، والضغط لموقع الجراحية مع مسحة القطن المعقمةلا يقل عن 30 ثانية. إذا كان يحدث فقدان السوائل كبيرة، وضخ الماوس البريتونى مع ما يصل إلى 0.5 مل من معقم 0.9٪ محلول ملحي باستخدام 25 أو 27 G الإبرة.
  8. استخدام العديد من المعالم الرئيسية، العصب الشوكي التبعي، قناة الأذن، والأمامي عضلة ذات البطنين (موضح أدناه)، لتحديد موقع العصب الوجهي. تشريح حول هذه المعالم حتى يتم تصور فروع العصب الوجهي. ستظهر العصب كهيكل الأبيض الصلبة كبير عندما تبين وطبقة من اللفافة تلتزم إلى الهياكل الأساسية.
    1. البحث عن العصب الشوكي التبعي، الذي يسافر من الجزء الذيلية من الجمجمة إلى يعصب العضلة شبه المنحرفة، مرة واحدة وقد تم تشريح الدهون تحت الجلد واللفافة. العصب الوجهي هو عميق في العصب الشوكي الإكسسوارات.
    2. البحث عن قناة الأذن الغضروفية التي تبدو بيضاء لؤلؤية ويمكن أن ينظر إليه منقاري إلى العصب الوجهي.
    3. العثور على بطن عضلة عضلة ذات البطنين الأمامية التي تقع على رأس وجaudal إلى العصب الوجهي.
  9. عندما يتم تصور الفروع الرئيسية من العصب الوجهي، وتتبع لهم ظهريا للعثور على أصلهم من الثقبة الإبرية الخشائية. باستخدام يميل غرامة دومون ملقط # 5/45 لعقد موقع الجراحية المفتوحة، تقدم النصائح الربيع مقص التالية مسار العصب، ثم نقل ملقط ظهريا للحفاظ على المنطقة المتقدمة حديثا مفتوحة.
  10. تصور جذع العصب الوجهي مع الوجني، الشدق، وفروع الفك السفلي هامشية في هذه المرحلة.
    ملاحظة: سيتم العثور فرع الزمني أقرب إلى الثقبة. فروع العصب الفك السفلي الهامشية إلى أجزائه العلوية والسفلية أقرب إلى الفك، وبالتالي هذه الفروع العصبية لن تكون مرئية على هذا المستوى.
    1. إذا يؤدون transection العصب، وتثبيت العصب بلطف مع ملقط غيض غرامة وقطع العصب مع مقص الربيع. تجنب تطبيق الكثير من الجر في العصب مع ملقط لمنع avulsing العصب من الدماغ. إدفعجذوعها بعيدا عن بعضها البعض، أو قطع وإزالة جزء من العصب البعيدة للتأكد من أن يمكن أن يحدث أي إعادة الاتصال.
    2. إذا كان أداء اصابة في سحق، استخدم دومون # 5/45 ملقط لضغط العصب لمدة 30 ثانية باستخدام الضغط المستمر لقطع جميع المحاور، ثم كرر هذا الزحام على زاوية الثانية عمودي على الموقع سحق الأول. تجنب استخدام كميات متفاوتة من الضغوط خلال سحق 30 ثانية، وإلا فإن الإصابة سوف تكون غير متناسقة بين الحيوانات.

4. الإنتهاء والإنعاش

  1. إعادة الدهون والعضلات على الهياكل الأساسية.
  2. تقريب حواف الجرح وإغلاق الجرح باستخدام 7.5 ملم الجرح كليب. الغرز أو الغراء هي أيضا مقبولة لإغلاق الجرح. ويمكن تقديم المسكنات بعد الجراحة في هذا الوقت.
  3. إزالة الشريط من الأذن الفأر. إيقاف تدفق الأيزوفلورين والسماح الماوس لتنفس الأكسجين النقي لمدة 30 ثانية إلى 1 دقيقة. ررالآس الماوس في قفص فارغ مع أي الفراش للتعافي من التخدير.
  4. عندما يتم استرداد الماوس، ودراسة سلوكها عن علامات مؤكدة من شلل في الوجه. ستصاب بالشلل شعيرات والزاوية مرة أخرى نحو الخد، سيتم انحرف الأنف، وسوف العين لا وميض ردا على نفخة من الهواء.
  5. حيوانات المنزل معا بعد الجراحة إذا كانت الإناث. تجنب تأوي الفئران الذكور معا لأنها أكثر عدوانية وتميل إلى إزالة قسرا مقاطع الجرح cagemate الخاصة بهم، الأمر الذي يؤدي إلى العدوى. تقديم المسكنات بعد الجراحة في هذا الوقت، إذا لزم الأمر.
  6. مراقبة الفئران مرة واحدة يوميا لعدة أيام بعد العملية لضمان عدم وجود عدوى أو مضاعفات أخرى يحدث بعد العمل الجراحي. إزالة مقاطع الجرح 7 - 10 أيام بعد الجراحة إن لم تكن قد سقطت من تلقاء نفسها.
  7. تطبيق التشحيم مرهم العين إلى العين المصابة يوميا لمنع مضاعفات القرنية، سواء حتى لا ارادي طرفة العين هو إعادةمغطاة أو حتى القتل الرحيم.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

بعد إجراء axotomy العصب الوجهي، وفقدان العصبون الحركي يحدث نتيجة للإصابة. البقاء على قيد الحياة بعد إصابة العصبون الحركي يعتمد على العديد من المتغيرات، مثل الجنس والعمر الحيوان في وقت الجراحة، وtimepoint التي تتم التهم العصبون الحركي، وموران ومراجعة Graeber 24 و Jinno ومراجعة يامادا 22 كلا تلخيص البيانات بقاء العصبون الحركي. عادة، حوالي 86٪ من العصبونات الحركية البقاء على قيد الحياة في 28 يوما بعد axotomy 14،15،26. يتم وصف حركية فقدان العصبون الحركي في Serpe وآخرون. ويوضح الشكل (1) 2000. الاختلاف في البقاء على قيد الحياة في العصبون الحركي متعددة الفئران المعدلة وراثيا. ويلاحظ وجود فروق ذات دلالة في التهم العصبون الحركي الوجه من الجانب السيطرة، مشيرا إلى أن تغيرات جينية لا تؤثر التهم الأساسية. مقارنة لبقاء العصبون الحركي في الفئران نوع البرية (84٪ ± 2.0؛ الشكل 1A، D)، لوحظ فقدان الخلية كبيرة في نموذج الفأرمن التصلب الجانبي الضموري (SOD1 G93A، 68٪ ± 1؛ الشكل 1B، E) وكذلك العوز المناعي-تفعيل إعادة التركيب الجيني-2 بالضربة القاضية الماوس (RAG-2 - / -، 57٪ ± 2.5، الشكل 1C، F) 27 .

يوضح الشكل (2) وتقنية الليزر التقاط تسليخ مجهري تطبيقها على نواة المحرك الوجه. كامل الوجه نواة المحرك يمكن التقاطها (الشكل 2A-C)، أو subnuclei يمكن جمعها بشكل منفصل (الشكل 2D-F). لمزيد من الدقة، العصبونات الحركية يمكن التقاط فردي، وneuropil المتبقية يمكن جمعها للتحليل (الشكل 2G-I). الشكل 3 يصور النتائج QPCR من المواد RNA المستخرج من عينات النووية الدقيقة مقارنة بطني إنسي وبطني جانبي subnuclei. الجينات الأربعة اختبار، β II تويولين، والنمو يرتبط البروتين-43 (GAP-43)، hemopoietic- وأعرب عصبية ترتبط تسلسل 1 (Hn1)، والمستمدة من الدماغ عامل التغذية العصبية (BDNF) مع كل استجابة تجديد الأعصاب وهناك اختلافات مثيرة للاهتمام بين البلدين subnuclei وملامح التعبير الجيني على بعد axotomy 16.

الشكل (1)
الشكل 1. الممثل أقسام الاكليلية نواة المحرك الوجه ملطخة ثيونين وكميا بعد 28 يوما الوجه transection العصب. وتظهر نواة المحرك الوجه من (A، D) WT، (B، E) SOD1 G93A، و(C، F) RAG- 2 - / - الفئران (الجانب السيطرة، والجانب axotomized). الحانات النطاق = 120 ميكرومتر. تم تعديل هذا الرقم من 27. يرجى النقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من الهو الرقم.

الشكل 2
الشكل 2. تسليخ مجهري بالليزر نواة المحرك الوجه. (A) قسم ثيونين الملون من نواة axotomized الوجه، (B) مع تسليخ مجهري الليزر الجزئي للنواة الوجه axotomized، و (C) مجموعة من الليزر microdissected الأنسجة. تم فرضه قالب (D) من subnuclei على شاشة الكمبيوتر للتعرف على بطني إنسي وبطناني subnuclei الوجه ليزر تسليخ مجهري (E، F). والعصبونات الحركية الوجه بالليزر microdissected على أساس التشكل مع نواة مرئية ونوية (* تشير العصبون الحركي، G، H)، في حين شظايا جسم الخلية FMN، التي أشار إليها السهام (G)، والليزر microdissected على حدة والتخلص منها للقضاء على FMN مرنا في الصورة neuropilamples. بعد أن جمع كل FMN وخلايا الجسم شظايا، وكانت الأنسجة نواة الوجه المتبقية ليزر microdissected كما العينة neuropil (I). الحانات النطاق = 100 ميكرومتر. تم تعديل هذا الرقم من 16. يرجى النقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.

الشكل (3)
الشكل 3. الموالية للتجديد والمؤيدة للبقاء التعبير مرنا في بطني إنسي (VM) وبطني جانبي (VL) مناطق النووية الدقيقة محرك الوجه التالي الوجه axotomy العصبية. متوسط ​​في المئة من التعبير مرنا ± SEM في مقطوع VM وVL subnuclei الوجه بالنسبة لل subnuclei السيطرة unoperated (AD). الوقت بالطبع من التعبير مرنا يتضمن أي إصابة (0)، 3، 7، 14، و 28 DPO لβII تويولين (A (B)، Hn1 (C)، وعامل التغذية العصبية (D). # يمثل اختلافات كبيرة من VL مقارنة VM، في ص <0.05. لقد تم تعديل هذا الرقم من 16.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Stereo microscope Leica M60
Labeling tape Fisher Scientific 15-952
Vannas-Tübingen spring scissors - straight/sharp/8.5 cm/5 mm cutting edge Fine Science Tools 15003-08 Sterilize before use
Dumont #5/45 forceps - standard tips/angled 45°/Dumoxel/11 cm Fine Science Tools 11251-35 Sterilize before use
Michel suture clips - 7.5 mm x 1.75 mm Fine Science Tools 12040-01 Described as "wound clip" in protocol, sterilize before use
Hagenbarth cross action wound clip applier 5" George Tiemann & Co 160-910 Used to apply wound clip, sterilize before use
Michel suture clip applicator & remover - For 7.5 mm clips Fine Science Tools 12029-12 Used to remove wound clip
0.9% Sodium chloride injection, USP Hospira 0409-4888-10
Betadine, 16 oz, with dispenser Fisher Scientific 19-027132
70% Ethanol
Glass bead sterilizer

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kaufman, M., Bard, J. The Anatomical Basis of Mouse Development. Elsevier. New York, NY. (1999).
  2. Ashwell, K. The adult mouse facial nerve nucleus: morphology and musculotopic organization. Journal of Anatomy. 135, 531-538 (1982).
  3. Sunderland, S. A classification of peripheral nerve injuries producing loss of function. Brain : A Journal Of Neurology. 74, 491-516 (1951).
  4. Beahrs, T., Tanzer, L., Sanders, V. M., Jones, K. J. Functional recovery and facial motoneuron survival are influenced by immunodeficiency in crush-axotomized mice. Experimental Neurology. 221, 225-230 (2010).
  5. Mesnard, N. A., Haulcomb, M. M., Tanzer, L., Sanders, V., Jones, K. J. Delayed functional recovery in presymptomatic mSOD1G93A mice following facial nerve crush axotomy. Journal of Neurodegeneration & Regeneration. 4, 21-25 (2013).
  6. Komiyama, M., Shibata, H., Suzuki, T. Somatotopic representation of facial muscles within the facial nucleus of the mouse. A study using the retrograde horseradish peroxidase and cell degeneration techniques. Brain Behav Evol. 24, 144-151 (1984).
  7. Canh, M. Y., Serpe, C. J., Sanders, V., Jones, K. J. CD4(+) T cell-mediated facial motoneuron survival after injury: Distribution pattern of cell death and rescue throughout the extent of the facial motor nucleus. Journal of Neuroimmunology. 181, 93-99 (2006).
  8. Isokawa-Akesson, M., Komisaruk, B. Difference in projections to the lateral and medial facial nucleus: anatomically separate pathways for rhythmical vibrissa movement in rats. Exp Brain Res. 65, 385-398 (1987).
  9. Streit, W., Kreutzberg, G. Response of endogenous glial cells to motor neuron degeneration induced by toxic ricin. The Journal of Comparative Neurology. 268, 248-263 (1988).
  10. Serpe, C. J., Tetzlaff, J. E., Coers, S., Sanders, V., Jones, K. J. Functional recovery after facial nerve crush is delayed in severe combined immunodeficient mice. Brain, Behavior, And Immunity. 16, 808-812 (2002).
  11. Lal, D., et al. Electrical stimulation facilitates rat facial nerve recovery from a crush injury. Otolaryngology--Head And Neck Surgery. Official Journal Of American Academy Of Otolaryngology-Head And Neck Surgery. 139, 68-73 (2008).
  12. Tomov, T., et al. An Example of Neural Plasticity Evoked by Putative Behavioral Demand and Early Use of Vibrissal Hairs after Facial Nerve Transection. Experimental Neurology. 178, 207-218 (2002).
  13. Skouras, E., Angelov, D. N. Experimental studies on post-transectional facial nerve regrowth and functional recovery of paralyzed muscles of the face in rats and mice. Anatomy (International Journal of Experimental and Clinical Anatomy). 4, 1-27 (2010).
  14. Xin, J., et al. IL-10 within the CNS is necessary for CD4+ T cells to mediate neuroprotection). Brain, Behavior, And Immunity. 25, 820-829 (2011).
  15. Mesnard, N. A., Sanders, V. M., Jones, K. J. Differential gene expression in the axotomized facial motor nucleus of presymptomatic SOD1 mice. The Journal of Comparative Neurology. 519, 3488-3506 (2011).
  16. Mesnard, N. A., Alexander, T. D., Sanders, V. M., Jones, K. J. Use of laser microdissection in the investigation of facial motoneuron and neuropil molecular phenotypes after peripheral axotomy. Experimental Neurology. 225, 94-103 (2010).
  17. Franchi, G. Changes in motor representation related to facial nerve damage and regeneration in adult rats. Experimental Brain Research. 135, 53-65 (2000).
  18. Munera, A., Cuestas, D. M., Troncoso, J. Peripheral facial nerve lesions induce changes in the firing properties of primary motor cortex layer 5 pyramidal cells. Neuroscience. 223, 140-151 (2012).
  19. Liu, L., et al. Hereditary absence of complement C5 in adult mice influences Wallerian degeneration, but not retrograde responses, following injury to peripheral nerve. Journal of the Peripheral Nervous System. 4, 123-133 (1999).
  20. Ferri, C., Moore, F., Bisby, M. Effects of facial nerve injury on mouse motoneurons lacking the p75 low-affinity neurotrophin receptor. Journal of Neurobiology. 34, 1-9 (1997).
  21. Zhou, R. Y., Xu, J., Chi, F. L., Chen, L. H., Li, S. T. Differences in sensitivity to rocuronium among orbicularis oris muscles innervated by normal or damaged facial nerves and gastrocnemius muscle innervated by somatic nerve in rats: combined morphological and functional analyses. The Laryngoscope. 122, 1831-1837 (2012).
  22. Jinno, S., Yamada, J. Using comparative anatomy in the axotomy model to identify distinct roles for microglia and astrocytes in synaptic stripping. Neuron Glia Biology. 7, 55-66 (2011).
  23. Jones, K. J., Serpe, C. J., Byram, S. C., Deboy, C. A., Sanders, V. M. Role of the immune system in the maintenance of mouse facial motoneuron viability after nerve injury. Brain, Behavior, And Immunity. 19, 12-19 (2005).
  24. Moran, L. B., Graeber, M. B. The facial nerve axotomy model. Brain research. Brain research. 44, 154-178 (2004).
  25. Council, N. R. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. The National Academies Press. New York, NY. (2011).
  26. Serpe, C. J., Kohm, A. P., Huppenbauer, C. B., Sanders, V., Jones, K. J. Exacerbation of Facial Motoneuron Loss after facial nerve transection in severe combined immunodeficient (scid) mice. Neuroscience. 19, (1999).
  27. Mesnard-Hoaglin, N. A., et al. SOD1(G93A) transgenic mouse CD4(+) T cells mediate neuroprotection after facial nerve axotomy when removed from a suppressive peripheral microenvironment. Brain, Behavior, And Immunity. 40, 55-60 (2014).
  28. Wang, H., et al. Establishment and assessment of the perinatal mouse facial nerve axotomy model via a subauricular incision approach. Experimental Biology And Medicine. 237, 1249-1255 (2012).
  29. Sharma, N., Moeller, C. W., Marzo, S. J., Jones, K. J., Foecking, E. M. Combinatorial treatments enhance recovery following facial nerve crush. The Laryngoscope. 120, 1523-1530 (2010).
  30. Lieberman, D. M., Jan, T. A., Ahmad, S. O., Most, S. P. Effects of corticosteroids on functional recovery and neuron survival after facial nerve injury in mice. Archives of Facial Plastic Surgery. 13, 117-124 (2011).
  31. Serpe, C. J., Coers, S., Sanders, V. M., Jones, K. J. CD4+ T, but not CD8+ or B, lymphocytes mediate facial motoneuron survival after facial nerve transection. Brain, Behavior, And Immunity. 17, 393-402 (2003).
  32. Haulcomb, M. M., et al. Axotomy-induced target disconnection promotes an additional death mechanism involved in motoneuron degeneration in ALS transgenic mice. The Journal of Comparative Neurology. (2014).
  33. Bauder, A. R., Ferguson, T. A. Reproducible mouse sciatic nerve crush and subsequent assessment of regeneration by whole mount muscle analysis. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (60), (2012).
  34. Richner, M., Bjerrum, O. J., Nykjaer, A., Vaegter, C. B. The spared nerve injury (SNI) model of induced mechanical allodynia in mice. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (54), (2011).
الوجه Axotomy العصب في الفئران: نموذج لدراسة الاستجابة العصبون الحركي للإصابة
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Olmstead, D. N., Mesnard-Hoaglin, N. A., Batka, R. J., Haulcomb, M. M., Miller, W. M., Jones, K. J. Facial Nerve Axotomy in Mice: A Model to Study Motoneuron Response to Injury. J. Vis. Exp. (96), e52382, doi:10.3791/52382 (2015).More

Olmstead, D. N., Mesnard-Hoaglin, N. A., Batka, R. J., Haulcomb, M. M., Miller, W. M., Jones, K. J. Facial Nerve Axotomy in Mice: A Model to Study Motoneuron Response to Injury. J. Vis. Exp. (96), e52382, doi:10.3791/52382 (2015).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter