Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Facial Nerve axotomie in Muizen: een model om motoneuron Response to Injury Study

doi: 10.3791/52382 Published: February 23, 2015

Abstract

Het doel van deze chirurgische protocol is om de gezichtszenuw, die de gezichtsmusculatuur innervates, naar eigen afslag bloot uit de stylomastoid foramen en ofwel snijden of pletten aan perifere zenuwbeschadiging veroorzaken. Voordelen van deze operatie zijn de eenvoud, hoge reproduceerbaarheid, en het gebrek aan effect op de vitale functies of mobiliteit van de daaropvolgende gezichtsverlamming, resulterend in een relatief milde chirurgische ook vergeleken met andere zenuwbeschadiging modellen. Een belangrijk voordeel van een craniale zenuw letsel model is dat de motoneuronen verblijft in een relatief homogene populatie in het gezicht motor nucleus in de pons, vereenvoudiging van de studie van de motoneuron cellichamen. Door de symmetrische aard van de gezichtszenuw innervatie en het ontbreken van overspraak tussen het gezicht motor kernen, kan de werking eenzijdig worden uitgevoerd met de unaxotomized kant dient als gepaarde interne controle. Een verscheidenheid van analyses kunnen worden uitgevoerd om postoperatief ezelss de fysiologische respons, waarvan de details vallen buiten het bestek van dit artikel. Bijvoorbeeld, kan herstel van spierfunctie dienen als marker voor gedrags reinnervation of de motoneuronen te kwantificeren celoverleving meten. Daarnaast kan de motoneuronen nauwkeurig worden vastgelegd met behulp van lasermicrodissectie voor moleculaire analyse. Omdat het gezicht axotomie is minimaal invasief en goed verdragen kan worden toegepast op een grote verscheidenheid van genetisch gemodificeerde muizen. Ook kan deze ingreep model worden gebruikt om de effectiviteit van perifere zenuwbeschadiging behandelingen analyseren. Gezichtszenuw letsel verschaft een middel voor het onderzoeken van niet alleen motoneuronen, maar ook reacties van het centrale en perifere gliale micro, immuunsysteem en doel spiermassa. De gezichtsbehandeling zenuwletsel model is een algemeen aanvaarde perifere zenuwletsel model dat dient als een krachtige tool voor het bestuderen van zenuwbeschadiging en regeneratie.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Veel perifere zenuwbeschadiging modellen bestaan, maar wel een die opvalt voor de studie van motoneuronen is de gezichtszenuw axotomy model. De gezichtszenuw, ook wel bekend als hersenzenuw VII, zijn oorsprong in de pons en innerveert de spieren van gezichtsuitdrukking 1,2. In deze chirurgische protocol, wordt de gezichtszenuw blootgesteld aan zijn vertrek uit de stylomastoid foramen en ofwel gesneden of geplet. De ernst van het zenuwletsel kan worden ingedeeld naar aanleiding van de Sunderland 3 classificaties, die de schade op basis van de intactheid van de axonen, endoneurium, perineurium en epineurium onderscheidt, die bindweefsel lagen die sequentieel wikkel rond het axon bundels zijn. In de crush (axonotmesis), worden de axonen doorgesneden, maar de perineurium en epineurium worden bewaard. Volledig functionele herstel van gezichtszenuw verpletteren komt voor bij ongeveer 11 dagen, omdat de intacte zenuwschede functioneert als kanaal waarbinnen de axonen teruggroeien 4,5. Op deandere kant, in de cut letsel (neurotmesis), de axonen en alle 3 bindweefsel lagen worden gescheiden, en de gehele distale zenuw moet teruggroeien naar musculatuur innervatie herstellen. Chirurgische heraansluiting van de epineurium wordt vaak uitgevoerd in menselijke patiënten met een zenuw doorsnijding blessures, maar het herstel uitkomsten zijn zelden optimaal. Nader onderzoek is nodig om te begrijpen waarom de zenuw niet teruggroeien naar zijn doel en welke therapieën kunnen worden gebruikt om te verbeteren en versnellen van de regeneratieve proces.

Er zijn veel voordelen aan het bestuderen van zenuwletsel met behulp van de gezichtszenuw axotomy model. Ten eerste, de gezichtszenuw axotomy procedure is snel, eenvoudig en zeer reproduceerbaar; en het resulterende verlamming van de gezichtsspieren geen vitale functies beïnvloeden en wordt goed verdragen door het dier. Want dit is een hersenzenuw letsel model, het bestuderen van de motoneuron cellichamen wordt vereenvoudigd omdat de motorische zenuwcellen in een relatief homogene bevolking in th wonene gezichtsbehandeling motor kern in de pons. De bevolking verschilt op basis van de subnucleaire patroon binnen het gezicht motor kern, want er zijn zeven subnuclei elk specifiek zijn voor een specifieke groep van spieren innerveren, dus subnucleaire verschillen in reactie op axotomy kan beïnvloeden resultaten 2,6,7.

Een groot voordeel van de gezichtszenuw letsel model is dat de unaxotomized kant kan dienen als een gekoppelde interne controle, omdat de zenuw innervatie is zeer symmetrisch en er is geen overspraak tussen de gezichtsbehandeling motorische kernen 8. Een ander voordeel van deze chirurgische werkwijze is het gebrek aan directe trauma aan het CNS of verstoring van de bloed-hersenbarrière 9. Complicaties zoals overmatig bloeden en infecties zijn zeldzaam met deze procedure.

Een verscheidenheid van analyses kunnen worden uitgevoerd om de fysiologische respons op zenuwletsel beoordelen. Het herstel van het oog knipperreflex en whisker activiteit kan worden gebruikt als een gedragsmaatregel van functioneel herstel 10,11. Video-opname van vibrissae activiteit is momenteel de meest krachtige methode voor het opsporen van het herstel van de gezichtszenuw innervatie 12,13. Na euthanasie kunnen histologische analyse van de hersenstam worden uitgevoerd op het motoneuron cellichamen in het gezicht motor nucleus. De gezichtsbehandeling motor nucleus is onderverdeeld in zeven subnuclei, elk specifiek voor bepaalde gezichtsspieren, waardoor voor differentiële onderzoek van reacties op letsel 2,6. Facial motoneuronen worden gerekend celoverleving kwantificeren of immunohistochemie kan worden gebruikt om biomarkers en specifieke celpopulaties 14 identificeren. De gezichtsbehandeling motor nucleus kan nauwkeurig worden gemicrodissecteerde met behulp van laser capture voor moleculaire analyse van de cellulaire respons op zenuwletsel 15,16. Effecten van de gezichtszenuw axotomy kan worden geanalyseerd in de motorische cortex 17,18. Ook kan de zenuw worden ontleed om Wallerian degeneratie studeren 19 ofaxon regeneratie 20 en de spieren worden verwijderd neuromusculaire verbindingen 21 te bestuderen. Het gezicht axotomie kan ook worden gebruikt om de bijbehorende centrale en perifere gliacellen 22 bestuderen richten spieren 21 en het immuunsysteem 23. Hoewel er veel is bereikt in het bestuderen van de gezichtszenuw axotomy model 24, is verder onderzoek van perifeer zenuwletsel nodig omdat zenuwbeschadiging is een groot probleem voor de patiënten en de huidige behandelingen niet om optimale resultaten te produceren. Dit model is een krachtig hulpmiddel voor de behandeling van de fysiologische reactie op zenuwbeschadiging en de doeltreffendheid van het zenuwregeneratie therapieën.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Alle procedures uitgevoerd worden goedgekeurd door de Indiana University School of Medicine Institutional Animal Care en gebruik Comite en volg National Institute of Health richtlijnen.

1. Chirurgische Techniek

  1. Handhaaf aseptische techniek tijdens deze procedure door steriele handschoenen, instrumenten, en een steriel chirurgisch veld volgens NIH richtlijnen 25. Steriliseren instrumenten voor het begin van de operatie door ze te autoclaveren (zie Tabel van specifieke reagentia / Apparatuur voor de volledige lijst). Gebruik een glazen kraal sterilisator om instrumenten te steriliseren tijdens de operatie.

2. Anesthesie en Voorbereiding

  1. Verdoven de muis in een narcosebox met een mengsel van 0,9 l / min zuurstof en 2,5% isofluraan met een veterinair isofluraan vaporizer systeem. Zorg ervoor dat de muis niet reageert op veranderingen in de lichaamshouding voordat u deze uit de doos.
  2. Toepassing oogzalf om de mouogen se's om hen te beschermen tegen uitdrogen.
  3. Schakel de gasstroom uit de doos om de neuskegel. Plaats de muis vierkant op zijn linkerkant op een verwarmde pad bedekt met een chirurgische pad en absorberend bankje papier met haar neus en mond in de kegel. Permanent toezicht van de muis ademhalingsritme en de snelheid en isofluraan aan te passen als dat nodig is (tussen 2,5-3% isofluraan) om een ​​adequaat niveau van anesthesie te behouden en gebruik de teen knijpen reflex om totale sedatie bevestigen.

3. Chirurgische Aanpak

  1. Lijn en de focus van de stereoscoop met het chirurgische veld. Pas de neuskegel en plak beneden zodat het gepositioneerd langs de rand van het gezichtsveld.
  2. Met de muis liggend op zijn linkerzijde, tape de rand van het rechter oor naar de neus, het blootstellen van het gebied achter het oor waar de incisie wordt gemaakt. Zorg ervoor dat de achterste auriculaire ader verplaatst zich horizontaal over het oor. Merk op dat de correcte plaatsing van tHij dier en taping van het oor zijn cruciaal om snel de gezichtszenuw.
  3. Bevochtig de vacht op en achter het oor met 70% ethanol en scheren de chirurgische site met behulp van een scheermes of een scalpel. Pre-wetting de vacht maakt het scheren makkelijker in deze anatomische locatie.
  4. Reinig de huid met een jodium oplossing, zoals Betadine chirurgische scrub (7,5% povidon-jood), gevolgd door 70% ethanol. Herhaal deze reiniging nog twee keer grondig ontsmet het gebied.
  5. Om te bepalen waar de incisie te maken, op te sporen de achterste auriculaire ader uit het oor caudaal naar het gebied posterior aan het oor uitstulping. Met behulp van de lente schaar, maak een 4 mm incisie 2-3 mm achter het uitsteeksel.
  6. Ontleden door het onderhuidse vet en fascia met behulp van stompe dissectie. Vermijd direct snijden met de schaar omdat bloedvaten of spierweefsel gemakkelijk kunnen worden beschadigd.
  7. Als bloeden optreedt, druk uitoefenen op de chirurgische lokatie met een steriel wattenstaafjeten minste 30 sec. Als significant vochtverlies optreedt, injecteer de muis intraperitoneaal met maximaal 0,5 ml steriele 0,9% zoutoplossing met behulp van een 25 of 27 G naald.
  8. Gebruik een aantal belangrijke monumenten, de spinale accessoire zenuw, gehoorgang, en anterieure kauw- spieren (hieronder beschreven), naar de gezichtszenuw te lokaliseren. Ontleden rond deze monumenten tot de takken van de gezichtszenuw worden gevisualiseerd. De zenuw zal verschijnen als een belangrijke stevige witte structuur wanneer het wordt geopenbaard en een laag van fascia hecht het aan de onderliggende structuren.
    1. Vind de spinale accessoire zenuw, die reist van het caudale deel van de schedel te innerveren de trapezius spieren, zodra het onderhuidse vet en fascia zijn ontleed. De gezichtszenuw is diep om de spinale accessoire zenuw.
    2. Vind de kraakbeenvissen gehoorgang dat parelwitte eruit ziet en kan rostraal van de gezichtszenuw te zien.
    3. Vind de spierbuik van de voorste kauw- spier die ligt op de top van en caudal naar de gezichtszenuw.
  9. Wanneer de belangrijkste takken van de gezichtszenuw worden gevisualiseerd, sporen ze dorsally hun oorsprong vinden vanaf de stylomastoid foramen. Met behulp van fijne getipt Dumont tang # 5/45 aan de operatiewond open te houden, vooraf de lente schaar tips volgt het pad van de zenuw, verplaats dan de tang dorsaal naar de nieuw geavanceerde gebied open te houden.
  10. Visualiseer de stam van de gezichtszenuw met het jukbeen, buccale, en marginale mandibular takken op dit punt.
    OPMERKING: De tijdelijke vestiging zal dichter bij het foramen te vinden. De marginale onderkaak zenuw takken in zijn bovenste en onderste delen dichter bij de kaak, waardoor deze zenuw takken zal niet zichtbaar zijn op dit niveau zijn.
    1. Als het uitvoeren van een zenuw doorsnijding, het stabiliseren van de zenuw voorzichtig met de fijne punt tang en snijd de zenuw met de lente-schaar. Vermijd het gebruik van te veel tractie aan de zenuw met de tang om te voorkomen avulsing de zenuw van de hersenstam. Duwde stronken uit elkaar, of knippen en verwijderen van een deel van de distale zenuw om ervoor te zorgen dat er geen heraansluiting kan optreden.
    2. Als het uitvoeren van een crush, gebruiken Dumont # 5/45 tang om de zenuw te comprimeren gedurende 30 seconden met behulp van een constante druk om alle axonen verbreken, en herhaal dit oogje op een tweede hoek loodrecht op de eerste verliefdheid website. Vermijd het gebruik van variabele hoeveelheden druk tijdens de 30 sec pletten, anders zal de schade inconsistent tussen dieren zijn.

4. Sluiting and Recovery

  1. Herpositioneren het vet en spieren over de onderliggende structuren.
  2. Geschatte de randen van de incisie en de wond sluiten met een 7,5 mm wond clip. Hechtingen of lijm zijn ook aanvaardbaar voor de sluiting van de wond. Postsurgical analgetica kan worden verstrekt op dit moment.
  3. Verwijder de tape van het oor van de muis. Schakel de isofluraan stroom en laat de muis om zuivere zuurstof inademen voor 30 sec tot 1 min. Place van de muis in een lege kooi zonder strooisel om te herstellen van de anesthesie.
  4. Wanneer de muis wordt teruggewonnen, onderzoekt het gedrag voor bevestigend tekenen van gezichtsverlamming. De snorharen zal worden verlamd en schuin terug naar de wang, zal de neus worden afgeweken, en het oog zal niet knipperen in reactie op een zuchtje lucht.
  5. Huis dieren gezamenlijk na de operatie als ze vrouwelijke. Vermijd behuizing mannelijke muizen samen omdat ze meer agressief en vaak gedwongen wondklemmen hun cagemate, wat leidt tot infectie te verwijderen. Zorg postsurgical analgetica op dit moment, indien nodig.
  6. Controleer de muizen eenmaal per dag gedurende enkele dagen na de operatie te voorkomen dat infectie of andere complicatie postoperatief. Verwijder wond clips 7-10 dagen na de operatie als ze niet zijn gevallen op hun eigen.
  7. Solliciteer smeren oogzalf om het aangedane oog dagelijks naar het hoornvlies complicaties te voorkomen, hetzij tot het oog knipperreflex is rebedekt of tot euthanasie.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Na de gezichtszenuw axotomy wordt uitgevoerd, motorneuron optreedt als gevolg van de verwonding. Motoneuron overleving na letsel is afhankelijk van vele variabelen, zoals geslacht, dier leeftijd op het moment van de operatie, en het tijdstip waarop de motoneuron tellingen worden gedaan, en de Moran en Graeber beoordeling 24 en Jinno en Yamada beoordeling 22 zowel vatten motoneuron survival data. Typisch, ongeveer 86% van de motoneuronen overleven 28 dagen na axotomy 14,15,26. Kinetiek van motoneuronen verlies worden beschreven in Serpe et al. 2000. Figuur 1 illustreert de variatie in motorisch neuron overleving in meerdere genetisch gemodificeerde muizen. Er werden geen significante verschillen worden waargenomen in het gezicht motoneuron tellingen van de controle kant, wat aangeeft dat de genetische veranderingen hebben geen invloed op de uitgangswaarde telt. Vergeleken met de motorisch neuron overleving in wildtype muizen (84% ± 2.0 Figuur 1A, D), significant celverlies is waargenomen in een muismodelvan amyotrofe laterale sclerose (SOD1 G93A; 68% ± 1 Figuur 1B, E) en de immunodeficiënte recombinatie-activerende genen-2 knockout muizen (RAG-2 - / -; 57% ± 2,5 Figuur 1C, F) 27 .

Figuur 2 toont de lasermicrodissectie techniek toegepast op het gezicht motor kern. De gehele gezicht motor nucleus kan worden opgevangen (Figuur 2A-C) of subnuclei afzonderlijk worden ingezameld (Figuur 2D-F). Voor grotere nauwkeurigheid kan motoneuronen afzonderlijk worden vastgelegd, en de resterende neuropil kan worden verzameld voor analyse (Figuur 2G-I). Figuur 3 toont qPCR resultaten van de RNA materiaal geëxtraheerd uit de subnucleaire monsters vergelijken van de ventromedial en ventrolaterale subnuclei. De vier geteste genen, β II tubuline, groei-geassocieerd eiwit-43 (Gap-43), hemopoieTIC- en neurologische expressed sequence-1 (HN1) en van hersenen afgeleide neurotrofe factor (BDNF) zijn alle gekoppeld met de zenuwregeneratie reactie en er interessante verschillen tussen de twee subnuclei en hun genexpressie na axotomie 16.

Figuur 1
Figuur 1. Vertegenwoordiger coronale gezichtsbehandeling motor nucleus secties gekleurd met thionine en gekwantificeerd 28 dagen na gezichtszenuw doorsnijding. Facial motorische kernen worden getoond uit (A, D) WT, (B, E) SOD1 G93A, en (C, F) RAG- 2 - / - muizen (controle kant, geaxotomiseerde kant). Schaal bar = 120 urn. Dit cijfer is gewijzigd van 27. Klik hier om een grotere versie van th bekijkenis figuur.

Figuur 2
Figuur 2. lasermicrodissectie van het gezicht motor kern. (A) thionine-gekleurd deel van axotomized gezicht kern, (B) met gedeeltelijke lasermicrodissectie van de axotomized gezicht kern, en (C) collectie van laser gemicrodissecteerde weefsel. Een sjabloon (D) van de subnuclei werd gelegd op het scherm om de ventromedial identificeren en ventrolaterale gezichtsbehandeling subnuclei voor lasermicrodissectie (E, F). Facial motoneuronen werden laser gemicrodisseceerde basis van hun morfologie met een zichtbare nucleus en nucleolus (* geeft motoneuron, G, H), terwijl FMN cellichaam fragmenten, aangeduid door de pijlen (G) werden afzonderlijk laser microdissectie en verwijderd te elimineren FMN mRNA in de neuropil samples. Immers FMN en cellichaam fragmenten werden verzameld, de resterende gezicht kern tissue was laser gemicrodissecteerde de neuropil monster (I). Schaal bar = 100 urn. Dit cijfer is gewijzigd van 16. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Figuur 3
Figuur 3. Pro-regeneratie en pro-survival mRNA expressie in de ventromedial (VM) en ventrolaterale (VL) gezichtsbehandeling motor subnucleaire regio's volgende gezichtszenuw axotomie. Gemiddeld procent van mRNA expressie ± SEM in de doorsneden VM en VL gezichtsbehandeling subnuclei ten opzichte van de geopereerde controle subnuclei (AD). Tijdsverloop van mRNA expressie bevat geen schade (0), 3, 7, 14, en 28 dpo voor βII tubuline (A (B), HN1 (C), en BDNF (D). # Betekent significant verschil ten opzichte van VL VM, bij p <0,05. Dit cijfer is gewijzigd van 16.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Stereo microscope Leica M60
Labeling tape Fisher Scientific 15-952
Vannas-Tübingen spring scissors - straight/sharp/8.5 cm/5 mm cutting edge Fine Science Tools 15003-08 Sterilize before use
Dumont #5/45 forceps - standard tips/angled 45°/Dumoxel/11 cm Fine Science Tools 11251-35 Sterilize before use
Michel suture clips - 7.5 mm x 1.75 mm Fine Science Tools 12040-01 Described as "wound clip" in protocol, sterilize before use
Hagenbarth cross action wound clip applier 5" George Tiemann & Co 160-910 Used to apply wound clip, sterilize before use
Michel suture clip applicator & remover - For 7.5 mm clips Fine Science Tools 12029-12 Used to remove wound clip
0.9% Sodium chloride injection, USP Hospira 0409-4888-10
Betadine, 16 oz, with dispenser Fisher Scientific 19-027132
70% Ethanol
Glass bead sterilizer

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kaufman, M., Bard, J. The Anatomical Basis of Mouse Development. Elsevier. New York, NY. (1999).
  2. Ashwell, K. The adult mouse facial nerve nucleus: morphology and musculotopic organization. Journal of Anatomy. 135, 531-538 (1982).
  3. Sunderland, S. A classification of peripheral nerve injuries producing loss of function. Brain : A Journal Of Neurology. 74, 491-516 (1951).
  4. Beahrs, T., Tanzer, L., Sanders, V. M., Jones, K. J. Functional recovery and facial motoneuron survival are influenced by immunodeficiency in crush-axotomized mice. Experimental Neurology. 221, 225-230 (2010).
  5. Mesnard, N. A., Haulcomb, M. M., Tanzer, L., Sanders, V., Jones, K. J. Delayed functional recovery in presymptomatic mSOD1G93A mice following facial nerve crush axotomy. Journal of Neurodegeneration & Regeneration. 4, 21-25 (2013).
  6. Komiyama, M., Shibata, H., Suzuki, T. Somatotopic representation of facial muscles within the facial nucleus of the mouse. A study using the retrograde horseradish peroxidase and cell degeneration techniques. Brain Behav Evol. 24, 144-151 (1984).
  7. Canh, M. Y., Serpe, C. J., Sanders, V., Jones, K. J. CD4(+) T cell-mediated facial motoneuron survival after injury: Distribution pattern of cell death and rescue throughout the extent of the facial motor nucleus. Journal of Neuroimmunology. 181, 93-99 (2006).
  8. Isokawa-Akesson, M., Komisaruk, B. Difference in projections to the lateral and medial facial nucleus: anatomically separate pathways for rhythmical vibrissa movement in rats. Exp Brain Res. 65, 385-398 (1987).
  9. Streit, W., Kreutzberg, G. Response of endogenous glial cells to motor neuron degeneration induced by toxic ricin. The Journal of Comparative Neurology. 268, 248-263 (1988).
  10. Serpe, C. J., Tetzlaff, J. E., Coers, S., Sanders, V., Jones, K. J. Functional recovery after facial nerve crush is delayed in severe combined immunodeficient mice. Brain, Behavior, And Immunity. 16, 808-812 (2002).
  11. Lal, D., et al. Electrical stimulation facilitates rat facial nerve recovery from a crush injury. Otolaryngology--Head And Neck Surgery. Official Journal Of American Academy Of Otolaryngology-Head And Neck Surgery. 139, 68-73 (2008).
  12. Tomov, T., et al. An Example of Neural Plasticity Evoked by Putative Behavioral Demand and Early Use of Vibrissal Hairs after Facial Nerve Transection. Experimental Neurology. 178, 207-218 (2002).
  13. Skouras, E., Angelov, D. N. Experimental studies on post-transectional facial nerve regrowth and functional recovery of paralyzed muscles of the face in rats and mice. Anatomy (International Journal of Experimental and Clinical Anatomy). 4, 1-27 (2010).
  14. Xin, J., et al. IL-10 within the CNS is necessary for CD4+ T cells to mediate neuroprotection). Brain, Behavior, And Immunity. 25, 820-829 (2011).
  15. Mesnard, N. A., Sanders, V. M., Jones, K. J. Differential gene expression in the axotomized facial motor nucleus of presymptomatic SOD1 mice. The Journal of Comparative Neurology. 519, 3488-3506 (2011).
  16. Mesnard, N. A., Alexander, T. D., Sanders, V. M., Jones, K. J. Use of laser microdissection in the investigation of facial motoneuron and neuropil molecular phenotypes after peripheral axotomy. Experimental Neurology. 225, 94-103 (2010).
  17. Franchi, G. Changes in motor representation related to facial nerve damage and regeneration in adult rats. Experimental Brain Research. 135, 53-65 (2000).
  18. Munera, A., Cuestas, D. M., Troncoso, J. Peripheral facial nerve lesions induce changes in the firing properties of primary motor cortex layer 5 pyramidal cells. Neuroscience. 223, 140-151 (2012).
  19. Liu, L., et al. Hereditary absence of complement C5 in adult mice influences Wallerian degeneration, but not retrograde responses, following injury to peripheral nerve. Journal of the Peripheral Nervous System. 4, 123-133 (1999).
  20. Ferri, C., Moore, F., Bisby, M. Effects of facial nerve injury on mouse motoneurons lacking the p75 low-affinity neurotrophin receptor. Journal of Neurobiology. 34, 1-9 (1997).
  21. Zhou, R. Y., Xu, J., Chi, F. L., Chen, L. H., Li, S. T. Differences in sensitivity to rocuronium among orbicularis oris muscles innervated by normal or damaged facial nerves and gastrocnemius muscle innervated by somatic nerve in rats: combined morphological and functional analyses. The Laryngoscope. 122, 1831-1837 (2012).
  22. Jinno, S., Yamada, J. Using comparative anatomy in the axotomy model to identify distinct roles for microglia and astrocytes in synaptic stripping. Neuron Glia Biology. 7, 55-66 (2011).
  23. Jones, K. J., Serpe, C. J., Byram, S. C., Deboy, C. A., Sanders, V. M. Role of the immune system in the maintenance of mouse facial motoneuron viability after nerve injury. Brain, Behavior, And Immunity. 19, 12-19 (2005).
  24. Moran, L. B., Graeber, M. B. The facial nerve axotomy model. Brain research. Brain research. 44, 154-178 (2004).
  25. Council, N. R. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. The National Academies Press. New York, NY. (2011).
  26. Serpe, C. J., Kohm, A. P., Huppenbauer, C. B., Sanders, V., Jones, K. J. Exacerbation of Facial Motoneuron Loss after facial nerve transection in severe combined immunodeficient (scid) mice. Neuroscience. 19, (1999).
  27. Mesnard-Hoaglin, N. A., et al. SOD1(G93A) transgenic mouse CD4(+) T cells mediate neuroprotection after facial nerve axotomy when removed from a suppressive peripheral microenvironment. Brain, Behavior, And Immunity. 40, 55-60 (2014).
  28. Wang, H., et al. Establishment and assessment of the perinatal mouse facial nerve axotomy model via a subauricular incision approach. Experimental Biology And Medicine. 237, 1249-1255 (2012).
  29. Sharma, N., Moeller, C. W., Marzo, S. J., Jones, K. J., Foecking, E. M. Combinatorial treatments enhance recovery following facial nerve crush. The Laryngoscope. 120, 1523-1530 (2010).
  30. Lieberman, D. M., Jan, T. A., Ahmad, S. O., Most, S. P. Effects of corticosteroids on functional recovery and neuron survival after facial nerve injury in mice. Archives of Facial Plastic Surgery. 13, 117-124 (2011).
  31. Serpe, C. J., Coers, S., Sanders, V. M., Jones, K. J. CD4+ T, but not CD8+ or B, lymphocytes mediate facial motoneuron survival after facial nerve transection. Brain, Behavior, And Immunity. 17, 393-402 (2003).
  32. Haulcomb, M. M., et al. Axotomy-induced target disconnection promotes an additional death mechanism involved in motoneuron degeneration in ALS transgenic mice. The Journal of Comparative Neurology. (2014).
  33. Bauder, A. R., Ferguson, T. A. Reproducible mouse sciatic nerve crush and subsequent assessment of regeneration by whole mount muscle analysis. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (60), (2012).
  34. Richner, M., Bjerrum, O. J., Nykjaer, A., Vaegter, C. B. The spared nerve injury (SNI) model of induced mechanical allodynia in mice. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (54), (2011).
Facial Nerve axotomie in Muizen: een model om motoneuron Response to Injury Study
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Olmstead, D. N., Mesnard-Hoaglin, N. A., Batka, R. J., Haulcomb, M. M., Miller, W. M., Jones, K. J. Facial Nerve Axotomy in Mice: A Model to Study Motoneuron Response to Injury. J. Vis. Exp. (96), e52382, doi:10.3791/52382 (2015).More

Olmstead, D. N., Mesnard-Hoaglin, N. A., Batka, R. J., Haulcomb, M. M., Miller, W. M., Jones, K. J. Facial Nerve Axotomy in Mice: A Model to Study Motoneuron Response to Injury. J. Vis. Exp. (96), e52382, doi:10.3791/52382 (2015).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter