Abstract
Le but de ce protocole chirurgical est d'exposer le nerf facial, qui innerve la musculature faciale, à sa sortie du foramen stylomastoïdien et coupé ou écraser pour induire une lésion nerveuse périphérique. Avantages de cette chirurgie sont sa simplicité, haute reproductibilité, et l'absence d'effet sur les fonctions vitales ou la mobilité de la paralysie faciale ultérieure, résultant ainsi en un résultat chirurgicale relativement faibles par rapport à d'autres modèles de lésion nerveuse. Un avantage majeur de l'utilisation d'un modèle de lésion des nerfs crâniens est que les motoneurones résident dans une population relativement homogène dans le noyau moteur facial dans le pont, ce qui simplifie l'étude des corps cellulaires des neurones moteurs. En raison du caractère symétrique de l'innervation du nerf facial et le manque de diaphonie entre les noyaux moteurs du visage, l'opération peut être effectuée de manière unilatérale avec le côté unaxotomized servant de témoin interne apparié. Une variété d'analyses peut être effectuée après l'opération de culss la réponse physiologique, dont les détails sont au-delà de la portée de cet article. Par exemple, la récupération de la fonction musculaire peut servir de marqueur comportementale pour réinnervation, ou les motoneurones peut être quantifiée pour mesurer la survie des cellules. En outre, les motoneurones peuvent être capturées avec précision en utilisant la microdissection laser pour l'analyse moléculaire. Parce que l'axotomie du nerf facial est peu invasive et bien toléré, il peut être utilisé sur une grande variété de souris génétiquement modifiées. En outre, ce modèle de la chirurgie peut être utilisé pour analyser l'efficacité des traitements de lésion nerveuse périphérique. Lésion du nerf facial fournit un moyen d'enquêter non seulement les motoneurones, mais aussi les réponses du microenvironnement central et périphérique gliale, le système immunitaire, et la cible musculature. Le modèle de lésion du nerf facial est un modèle de lésion nerveuse périphérique largement acceptée qui sert comme un outil puissant pour étudier les lésions nerveuses et la régénération.
Introduction
De nombreux modèles de lésion nerveuse périphérique existent, mais celui qui se démarque pour l'étude des motoneurones est le modèle nerf facial axotomie. Le nerf facial, également connu sous le nerf crânien VII, est originaire de la protubérance et innerve les muscles de l'expression faciale 1,2. Dans ce protocole chirurgical, le nerf facial est exposé à sa sortie du foramen stylomastoïdien et soit coupé ou écrasé. La gravité des lésions nerveuses peuvent être classés suivant les trois classifications Sunderland, qui différencie la blessure sur la base de l'intégrité de l'axones, endonèvre, périnèvre et épinèvre, qui sont des couches de tissus conjonctifs qui enveloppent séquentiellement autour des faisceaux d'axones. Dans la lésion par écrasement (axonotmésis), les axones sont sectionnés, mais le périnèvre et épinèvre sont préservés. Récupération fonctionnelle complète du visage écrasement du nerf se produit dans environ 11 jours parce que la gaine du nerf intacte sert de conduit dans lequel les axones repoussent 4,5. D'D'autre part, la blessure de coupe (neurotmésis), les axones et tous les trois couches de tissu conjonctif sont coupés, et l'ensemble du nerf distal doit repousser pour restaurer la musculature innervation. Reconnexion chirurgicale de la épinèvre est souvent effectuée chez des patients humains atteints de lésions nerveuses transection, mais les résultats de récupération sont rarement optimale. Une étude plus approfondie est nécessaire pour comprendre pourquoi le nerf ne parvient pas à repousser à sa cible et quelles thérapies peut être utilisé pour améliorer et accélérer le processus de régénération.
Il ya de nombreux avantages à l'étude des lésions nerveuses en utilisant le modèle nerf facial axotomie. Tout d'abord, la procédure nerf facial axotomie est rapide, facile et hautement reproductible; et la paralysie résultante des muscles faciaux ne affecte pas les fonctions vitales et est bien toléré par l'animal. Parce que ce est un modèle de lésion du nerf crânien, l'étude des corps cellulaires des neurones moteurs est simplifiée car les motoneurones résident dans une population relativement homogène dans ee moteur visage noyau dans le pont. La population ne diffère en fonction du modèle subnucléaire dans le noyau moteur facial, comme il ya sept sous-noyaux spécifiques à chaque innervant un groupe spécifique de muscles, donc différences subnucléaires en réponse à axotomie peut influer sur les résultats 2,6,7.
Un avantage majeur du modèle de lésion du nerf facial est que le côté unaxotomized peut servir de contrôle interne associé parce que le innervation nerveuse est très symétrique et il n'y a pas de diaphonie entre les noyaux moteurs du visage 8. Un autre avantage de l'utilisation de ce procédé chirurgical est l'absence d'un traumatisme direct au SNC ou rupture de la barrière hémato-encéphalique 9. Les complications telles que des saignements excessifs et l'infection sont rares à cette procédure.
Diverses analyses peuvent être effectuées pour évaluer la réponse physiologique à une lésion nerveuse. La récupération du réflexe de clignement des yeux et l'activité whiskers peut être utilisé comme un comportementalemesure de 10,11 fonctionnelle de récupération. L'enregistrement vidéo de l'activité vibrisses est actuellement la méthode la plus puissante pour détecter récupération de nerf facial innervation 12,13. Après l'euthanasie, l'analyse histologique du tronc cérébral peut être effectuée sur les corps cellulaires des neurones moteurs dans le noyau moteur facial. Le noyau moteur facial est subdivisée en sept sous-noyaux, chacun spécifique à certains muscles du visage, permettant pour examen différencié des réponses à une blessure 2,6. Motoneurones du visage peuvent être comptés pour quantifier la survie cellulaire, ou immunohistochimie peuvent être utilisés pour identifier des biomarqueurs et des populations de cellules spécifiques 14. Le noyau moteur facial peut être microdissection avec précision en utilisant capture laser pour l'analyse moléculaire de la réponse cellulaire aux lésions nerveuses 15,16. Impacts du nerf facial axotomie peuvent être analysés dans le cortex moteur 17,18. En outre, le nerf peut être disséqué pour étudier la dégénérescence wallérienne 19 oula régénération des axones 20, et les muscles peuvent être retirés pour étudier jonctions neuromusculaires 21. Le nerf facial axotomie peut également être utilisé pour étudier les cellules d'accompagnement centraux et périphériques gliales 22, 21 cibler la musculature et le système immunitaire de réponse de 23. Bien que beaucoup ait été accompli dans l'étude du modèle de axotomie du nerf facial 24, une étude plus approfondie de lésion du nerf périphérique est nécessaire parce que les lésions nerveuses est un problème important pour les patients et les traitements actuels ne parviennent pas à produire des résultats optimaux. Ce modèle est un outil puissant pour l'examen de la réponse physiologique à des lésions nerveuses et l'analyse de l'efficacité des thérapies de régénération nerveuse.
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Protocol
Toutes les procédures exécutées sont approuvés par l'École de médecine institutionnel de protection des animaux et l'utilisation Comité Université de l'Indiana et suivent Institut national de lignes directrices de la santé.
1. Technique chirurgicale
- Maintenir une technique aseptique lors de cette procédure en utilisant des gants stériles, des instruments et un champ opératoire stérile selon les directives du NIH 25. Stériliser les outils avant de commencer la chirurgie par eux autoclavage (voir le tableau des réactifs spécifiques / Équipement pour la liste complète). Utiliser un stérilisateur à billes de verre pour stériliser les outils pendant l'opération.
2. Anesthésie et préparation
- Anesthésier la souris dans une boîte d'anesthésie avec un mélange de 0,9 L / min d'oxygène et 2,5% d'isoflurane utilisant un système de vaporisateur isoflurane vétérinaire. Assurez-vous que la souris ne répond pas à des changements dans la position du corps avant de le retirer de la boîte.
- Appliquer une pommade ophtalmique à l'mouLes yeux de soi pour les protéger du dessèchement.
- Mettez le débit de gaz dans la zone du cône de nez. Placez la souris carrément sur son côté gauche sur un bloc couverte chauffée avec un tampon chirurgical et papier absorbant banc avec son nez et la bouche à l'intérieur du cône. Surveiller en permanence le rythme respiratoire et le taux de la souris et ajuster les niveaux isoflurane selon les besoins (entre 2,5 à 3% d'isoflurane) pour maintenir un niveau adéquat d'anesthésie, et utiliser le pincement de l'orteil réflexe pour confirmer la sédation totale.
3. Approche chirurgicale
- Aligner et concentrer le stéréoscope avec le champ opératoire. Ajuster le cône de nez et la bande vers le bas de sorte qu'il est positionné le long du bord du champ visuel.
- Avec la souris couché sur le côté gauche, la bande du bord de l'oreille droite à le cône de nez, exposant la zone située derrière l'oreille où l'incision sera faite. Assurez-vous que la veine auriculaire postérieure se déplace horizontalement à travers l'oreille. Notez que le placement correct de til animale et enregistrement de l'oreille sont cruciales afin de trouver rapidement le nerf facial.
- Mouiller la fourrure sur et derrière l'oreille avec 70% d'éthanol et de se raser le site chirurgical aide d'un rasoir ou un scalpel lame. Prémouillage la fourrure facilite le rasage à cet endroit anatomique.
- Nettoyer la peau avec une solution d'iode, telles que le lavage chirurgical Betadine (7,5% de povidone-iode), suivie de 70% d'éthanol. Répéter ce nettoyage deux fois plus pour désinfecter soigneusement la zone.
- Pour déterminer où faire l'incision, oligo la veine auriculaire postérieure de l'oreille caudale vers la zone postérieure de la protubérance de l'oreille. Avec des ciseaux de printemps, faire une incision de 4 mm 2 - 3 mm en arrière à la protubérance.
- Disséquer par la graisse sous-cutanée et le fascia utilisant dissection. Evitez de couper direct avec les ciseaux, car les vaisseaux sanguins ou les tissus musculaires peuvent être facilement endommagés.
- En cas de saignement, appliquer une pression sur le site chirurgical avec un coton-tige stérilependant au moins 30 sec. Si la perte de liquide importante se produit, injecter la souris par voie intraperitoneale avec 0,5 ml de solution saline stérile à 0,9% en utilisant une aiguille G 25 ou 27.
- Utilisez plusieurs sites clés, le nerf spinal, canal de l'oreille, et antérieure digastrique (décrit ci-dessous), pour localiser le nerf facial. Disséquer autour de ces sites jusqu'à ce que les branches du nerf facial sont visualisés. Le nerf apparaît comme une structure solide blanc importante quand il se est révélé et une couche de fascia adhère à des structures sous-jacentes.
- Trouver le nerf spinal, qui se déplace de la partie caudale du crâne pour innerver le muscle trapèze, une fois que la graisse sous-cutanée et le fascia ont été disséqués. Le nerf facial est profonde du nerf spinal.
- Trouvez le conduit auditif cartilagineux qui ressemble blanc nacré et peut être vu rostrale du nerf facial.
- Trouver le ventre musculaire du muscle digastrique antérieure qui se trouve sur le dessus et caudal du nerf facial.
- Lorsque les principales branches du nerf facial sont visualisées, les tracer le dos pour trouver leur origine du foramen stylomastoïdien. En utilisant une pince fine pointe de Dumont # 5/45 pour maintenir le site chirurgical ouvert, avancer les conseils printemps ciseaux suivants le chemin de nerf, puis déplacez la pince le dos pour garder la zone nouvellement ouverte avancée.
- Visualisez le tronc du nerf facial avec le zygomatique, buccale et branches mandibulaires marginaux à ce point.
REMARQUE: La branche temporelle sera trouvé plus près des foramen. Les branches nerveuses mandibulaires marginaux dans ses parties supérieure et inférieure de plus près à la mâchoire, ainsi ces branches nerveuses ne seront pas visibles à ce niveau.- Si l'exécution d'une transection du nerf, de stabiliser le nerf doucement avec les pinces fines de pointe et de couper le nerf avec les ciseaux à ressort. Éviter d'appliquer trop de traction du nerf avec la pince pour empêcher avulsing le nerf partir du tronc cérébral. Pousserles souches de distance les uns des autres, ou couper et enlever une partie du nerf distale pour se assurer qu'aucun reconnexion peut se produire.
- Si l'exécution d'une lésion par écrasement, utiliser Dumont # 5/45 pince pour comprimer le nerf pendant 30 secondes en utilisant une pression constante pour rompre tous les axones, puis répétez cette cohue à un second angle perpendiculaire à la première place à l'écrasement. Eviter d'appliquer des quantités variables de pression pendant la cohue de 30 secondes, sinon la blessure ne sera pas uniforme entre les animaux.
4. clôture et récupération
- Repositionner la graisse et les muscles sur les structures sous-jacentes.
- Rapprocher les bords de l'incision et de fermer la plaie en utilisant un clip de la plaie de 7,5 mm. Sutures ou de la colle est aussi acceptable pour la fermeture des plaies. Analgésiques post-opératoires peuvent être fournis à ce moment.
- Retirer le ruban de l'oreille de la souris. Éteignez le flux de l'isoflurane et laissez la souris pour respirer l'oxygène pur pendant 30 sec à 1 min. Place la souris dans une cage vide sans litière pour remettre de l'anesthésie.
- Lorsque la souris est récupéré, examiner son comportement pour des signes de confirmation de la paralysie faciale. Les moustaches seront paralysés et inclinés vers la joue, le nez sera dévié, et l'œil ne clignote pas en réponse à une bouffée d'air.
- Animaux Maison conjointement après la chirurgie si elles sont des femmes. Évitez héberge des souris conjointement parce qu'ils sont plus agressifs et ont tendance à retirer de force les clips de la plaie de leur compagnon de cage, ce qui conduit à l'infection. Fournir analgésiques post-opératoires en ce moment, si nécessaire.
- Surveiller les souris une fois par jour pendant plusieurs jours après l'opération afin de se assurer qu'aucune infection ou d'autres complications se produisent après l'opération. Retirer des agrafes 7-10 jours après la chirurgie se ils ne sont pas tombés sur leur propre.
- Appliquer pommade ophtalmique lubrifiante à l'œil touchée par jour pour prévenir les complications de la cornée, soit jusqu'à ce que le réflexe de clignement des yeux est rerecouverts ou jusqu'à l'euthanasie.
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Representative Results
Après le nerf facial axotomie est effectuée, la perte des motoneurones survient à la suite de la blessure. Motoneurone la survie après une blessure dépend de nombreuses variables, comme le sexe, l'âge des animaux au moment de la chirurgie, et de la timepoint à laquelle les chiffres de motoneurones sont faites, et Moran et l'examen Graeber 24 et Jinno et l'examen Yamada 22 fois résumer les données de survie des motoneurones. Typiquement, environ 86% des motoneurones survivent à 28 jours post-axotomie 14,15,26. Cinétique de la perte de neurones moteurs sont décrits dans Serpe et al. 2000. La figure 1 illustre la variation du taux de survie des motoneurones dans des souris génétiquement modifiées multiples. Aucune différence significative sont observées dans nombre de motoneurones du visage du côté de la commande, indiquant que les altérations génétiques ne affectent pas compte de base. Par rapport à la survie des motoneurones dans les souris de type sauvage (84 ± 2,0%; la figure 1A, D), la perte de cellules significative ne est observée dans un modèle de sourisde la sclérose latérale amyotrophique (SOD1 G93A; 68% ± 1, figure 1B, E), ainsi que la recombinaison immunodéficient-2-activation de gène souris knock-out (RAG-2 - / -; 57% ± 2,5; Figure 1C, F) 27 .
La figure 2 illustre la technique de microdissection par capture laser appliqué au noyau moteur facial. L'ensemble du noyau moteur facial peut être capturé (Figure 2A-C), ou sous-noyaux peut être collecté séparément (Figure 2D-F). Pour plus de précision, les motoneurones peuvent être saisies individuellement, et le neuropile restants peuvent être prélevés pour analyse (Figure 2G-I). La figure 3 représente les résultats de qPCR de la matière de l'ARN extrait à partir des échantillons de comparaison subnucléaires ventromédian et le sous-noyaux ventro-latérale. Les quatre gènes testés, β II tubuline, protéine associée à la croissance-43 (Gap-43), hemopoietic- et neurologique exprimé séquence 1 (HN1), et le cerveau-derived neurotrophic factor (BDNF) sont tous associés à la réponse de régénération nerveuse et il existe des différences intéressantes entre les deux sous-noyaux et leurs profils d'expression génique après axotomie 16.
1. coupes coronales représentatifs figure à moteur visage noyau colorées avec thionine et quantifiés 28 jours après faciale section du nerf. noyaux moteurs du visage sont présentés à partir de (A, D) WT, (B, E) SOD1 G93A, et (C, F) chiffonniers 2 - / - souris (côté de commande, côté axotomisés). Barres d'échelle = 120 um. Ce chiffre a été modifié depuis 27. Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version agrandie de eest la figure.
Figure 2. Laser microdissection du noyau moteur facial. (A) de la section de la thionine teinté axotomisés noyau facial, (B) par microdissection laser partielle du noyau facial axotomisés, et (C) la collecte de tissu de microdissection laser. Un modèle (D) de la sous-noyaux a été superposée sur l'écran d'ordinateur pour identifier le sous-noyaux ventromédian et ventrolatérale visage pour microdissection laser (E, F). Motoneurones du visage ont été laser micro-disséquées en fonction de leur morphologie à noyau visible et nucléole (* indique motoneurone, G, H), tandis que des fragments de corps de cellules FMN, indiqués par les flèches (G), ont été laser micro-disséquées séparément et éliminés à éliminer FMN ARNm dans le neuropile sexemples. Après que tous les fragments de FMN et du corps cellulaire ont été recueillies, le tissu de noyau facial restant était microdissection laser selon l'échantillon de neuropile (I). Barres d'échelle = 100 um. Ce chiffre a été modifié depuis 16 ans. Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 3. Pro-régénération et pro-survie expression de l'ARNm dans le ventromédian (VM) et ventro (VL) Les régions du visage moteur de subnucléaires suivantes axotomie des nerfs faciaux. De pour cent moyen d'expression de l'ARNm ± SEM dans le sectionné VM et VL sous-noyaux du visage par rapport à la sous-noyaux de contrôle non opéré (AD). Le cours du temps l'expression des ARNm ne comporte pas de blessures (0), 3, 7, 14, et 28 pour dpo βII tubuline (A (B), HN1 (C), le BDNF et (D). # Représente des différences significatives de VL par rapport à VM, à p <0,05. Ce chiffre a été modifié depuis 16.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Stereo microscope | Leica | M60 | |
| Labeling tape | Fisher Scientific | 15-952 | |
| Vannas-Tübingen spring scissors - straight/sharp/8.5 cm/5 mm cutting edge | Fine Science Tools | 15003-08 | Sterilize before use |
| Dumont #5/45 forceps - standard tips/angled 45°/Dumoxel/11 cm | Fine Science Tools | 11251-35 | Sterilize before use |
| Michel suture clips - 7.5 mm x 1.75 mm | Fine Science Tools | 12040-01 | Described as "wound clip" in protocol, sterilize before use |
| Hagenbarth cross action wound clip applier 5" | George Tiemann & Co | 160-910 | Used to apply wound clip, sterilize before use |
| Michel suture clip applicator & remover - For 7.5 mm clips | Fine Science Tools | 12029-12 | Used to remove wound clip |
| 0.9% Sodium chloride injection, USP | Hospira | 0409-4888-10 | |
| Betadine, 16 oz, with dispenser | Fisher Scientific | 19-027132 | |
| 70% Ethanol | |||
| Glass bead sterilizer |
References
- Kaufman, M., Bard, J. The Anatomical Basis of Mouse Development. , Elsevier. New York, NY. (1999).
- Ashwell, K. The adult mouse facial nerve nucleus: morphology and musculotopic organization. Journal of Anatomy. 135, 531-538 (1982).
- Sunderland, S. A classification of peripheral nerve injuries producing loss of function. Brain : A Journal Of Neurology. 74, 491-516 (1951).
- Beahrs, T., Tanzer, L., Sanders, V. M., Jones, K. J. Functional recovery and facial motoneuron survival are influenced by immunodeficiency in crush-axotomized mice. Experimental Neurology. 221, 225-230 (2010).
- Mesnard, N. A., Haulcomb, M. M., Tanzer, L., Sanders, V., Jones, K. J. Delayed functional recovery in presymptomatic mSOD1G93A mice following facial nerve crush axotomy. Journal of Neurodegeneration & Regeneration. 4, 21-25 (2013).
- Komiyama, M., Shibata, H., Suzuki, T. Somatotopic representation of facial muscles within the facial nucleus of the mouse. A study using the retrograde horseradish peroxidase and cell degeneration techniques. Brain Behav Evol. 24, 144-151 (1984).
- Canh, M. Y., Serpe, C. J., Sanders, V., Jones, K. J. CD4(+) T cell-mediated facial motoneuron survival after injury: Distribution pattern of cell death and rescue throughout the extent of the facial motor nucleus. Journal of Neuroimmunology. 181, 93-99 (2006).
- Isokawa-Akesson, M., Komisaruk, B. Difference in projections to the lateral and medial facial nucleus: anatomically separate pathways for rhythmical vibrissa movement in rats. Exp Brain Res. 65, 385-398 (1987).
- Streit, W., Kreutzberg, G. Response of endogenous glial cells to motor neuron degeneration induced by toxic ricin. The Journal of Comparative Neurology. 268, 248-263 (1988).
- Serpe, C. J., Tetzlaff, J. E., Coers, S., Sanders, V., Jones, K. J. Functional recovery after facial nerve crush is delayed in severe combined immunodeficient mice. Brain, Behavior, And Immunity. 16, 808-812 (2002).
- Lal, D., et al. Electrical stimulation facilitates rat facial nerve recovery from a crush injury. Otolaryngology--Head And Neck Surgery. Official Journal Of American Academy Of Otolaryngology-Head And Neck Surgery. 139, 68-73 (2008).
- Tomov, T., et al. An Example of Neural Plasticity Evoked by Putative Behavioral Demand and Early Use of Vibrissal Hairs after Facial Nerve Transection. Experimental Neurology. 178, 207-218 (2002).
- Skouras, E., Angelov, D. N. Experimental studies on post-transectional facial nerve regrowth and functional recovery of paralyzed muscles of the face in rats and mice. Anatomy (International Journal of Experimental and Clinical Anatomy). 4, 1-27 (2010).
- Xin, J., et al. IL-10 within the CNS is necessary for CD4+ T cells to mediate neuroprotection). Brain, Behavior, And Immunity. 25, 820-829 (2011).
- Mesnard, N. A., Sanders, V. M., Jones, K. J. Differential gene expression in the axotomized facial motor nucleus of presymptomatic SOD1 mice. The Journal of Comparative Neurology. 519, 3488-3506 (2011).
- Mesnard, N. A., Alexander, T. D., Sanders, V. M., Jones, K. J. Use of laser microdissection in the investigation of facial motoneuron and neuropil molecular phenotypes after peripheral axotomy. Experimental Neurology. 225, 94-103 (2010).
- Franchi, G. Changes in motor representation related to facial nerve damage and regeneration in adult rats. Experimental Brain Research. 135, 53-65 (2000).
- Munera, A., Cuestas, D. M., Troncoso, J. Peripheral facial nerve lesions induce changes in the firing properties of primary motor cortex layer 5 pyramidal cells. Neuroscience. 223, 140-151 (2012).
- Liu, L., et al. Hereditary absence of complement C5 in adult mice influences Wallerian degeneration, but not retrograde responses, following injury to peripheral nerve. Journal of the Peripheral Nervous System. 4, 123-133 (1999).
- Ferri, C., Moore, F., Bisby, M. Effects of facial nerve injury on mouse motoneurons lacking the p75 low-affinity neurotrophin receptor. Journal of Neurobiology. 34, 1-9 (1997).
- Zhou, R. Y., Xu, J., Chi, F. L., Chen, L. H., Li, S. T. Differences in sensitivity to rocuronium among orbicularis oris muscles innervated by normal or damaged facial nerves and gastrocnemius muscle innervated by somatic nerve in rats: combined morphological and functional analyses. The Laryngoscope. 122, 1831-1837 (2012).
- Jinno, S., Yamada, J. Using comparative anatomy in the axotomy model to identify distinct roles for microglia and astrocytes in synaptic stripping. Neuron Glia Biology. 7, 55-66 (2011).
- Jones, K. J., Serpe, C. J., Byram, S. C., Deboy, C. A., Sanders, V. M. Role of the immune system in the maintenance of mouse facial motoneuron viability after nerve injury. Brain, Behavior, And Immunity. 19, 12-19 (2005).
- Moran, L. B., Graeber, M. B. The facial nerve axotomy model. Brain research. Brain research. 44, 154-178 (2004).
- Council, N. R. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. , The National Academies Press. New York, NY. (2011).
- Serpe, C. J., Kohm, A. P., Huppenbauer, C. B., Sanders, V., Jones, K. J. Exacerbation of Facial Motoneuron Loss after facial nerve transection in severe combined immunodeficient (scid) mice. Neuroscience. 19, (1999).
- Mesnard-Hoaglin, N. A., et al. SOD1(G93A) transgenic mouse CD4(+) T cells mediate neuroprotection after facial nerve axotomy when removed from a suppressive peripheral microenvironment. Brain, Behavior, And Immunity. 40, 55-60 (2014).
- Wang, H., et al. Establishment and assessment of the perinatal mouse facial nerve axotomy model via a subauricular incision approach. Experimental Biology And Medicine. 237, 1249-1255 (2012).
- Sharma, N., Moeller, C. W., Marzo, S. J., Jones, K. J., Foecking, E. M. Combinatorial treatments enhance recovery following facial nerve crush. The Laryngoscope. 120, 1523-1530 (2010).
- Lieberman, D. M., Jan, T. A., Ahmad, S. O., Most, S. P. Effects of corticosteroids on functional recovery and neuron survival after facial nerve injury in mice. Archives of Facial Plastic Surgery. 13, 117-124 (2011).
- Serpe, C. J., Coers, S., Sanders, V. M., Jones, K. J. CD4+ T, but not CD8+ or B, lymphocytes mediate facial motoneuron survival after facial nerve transection. Brain, Behavior, And Immunity. 17, 393-402 (2003).
- Haulcomb, M. M., et al. Axotomy-induced target disconnection promotes an additional death mechanism involved in motoneuron degeneration in ALS transgenic mice. The Journal of Comparative Neurology. , (2014).
- Bauder, A. R., Ferguson, T. A. Reproducible mouse sciatic nerve crush and subsequent assessment of regeneration by whole mount muscle analysis. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (60), (2012).
- Richner, M., Bjerrum, O. J., Nykjaer, A., Vaegter, C. B. The spared nerve injury (SNI) model of induced mechanical allodynia in mice. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (54), (2011).
