Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Ansiktsnerven axotomy hos möss: En modell för att studera motoneuron svar på skada

doi: 10.3791/52382 Published: February 23, 2015

Abstract

Målet med detta kirurgiska protokollet är att exponera ansiktsnerven, vilket innerverar ansiktsmuskulaturen, vid sitt utträde ur stylomastoid foramen och antingen skära eller krossa det att inducera perifer nervskada. Fördelar med denna operation är dess enkelhet, hög reproducerbarhet, och bristen på effekt på vitala funktioner eller mobilitet från den efterföljande ansiktsförlamning, vilket resulterar i en relativt mild kirurgiska resultatet jämfört med andra modeller nervskada. En stor fördel med att använda en kranial nervskada modell är att de motoneuroner bor i en relativt homogen population för ansiktsmotor kärnan i hjärnbryggan, förenkla studien av motoneuron cellkroppar. På grund av den symmetriska karaktär ansiktsnerven innervation och bristen på överhörning mellan ansiktsmotor kärnor, kan operationen utföras ensidigt med unaxotomized sidan fungerar som en parad intern kontroll. En mängd olika analyser kan utföras postoperativt till åsnorär den fysiologiska respons, enligt vad som är utanför ramen för denna artikel. Exempelvis kan återhämtning av muskelfunktion tjäna som en beteende markör för reinnervation, eller de motoneuroner kan kvantifieras för att mäta cellöverlevnad. Dessutom kan de motoneurons noggrant tagits med laser microdissection för molekylär analys. Eftersom ansiktsnerven axotomy är minimalt invasiva och tolereras väl, kan den utnyttjas på ett brett utbud av genetiskt modifierade möss. Dessutom kan denna operation modellen användas för att analysera effektiviteten av perifer nervskada behandlingar. Ansiktsnervskada ger ett medel för att undersöka inte bara motoneurons, utan även svaren från centrala och perifera gliaceller mikromiljö, immunförsvar, och målet muskulatur. Den ansiktsnervskada modell är ett allmänt accept perifer nervskada modell som fungerar som ett kraftfullt verktyg för att studera nervskada och regenerering.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Många perifer nervskada modeller finns, men en som utmärker sig för att studera motoneurons är ansiktsnerven axotomy modell. Ansiktsnerven, även känd som kranialnerven VII, har sitt ursprung i pons och innerverar musklerna i ansiktsuttryck 1,2. I detta kirurgiska protokoll, är ansiktsnerven exponeras vid sitt utträde ur stylomastoid foramen och antingen skära eller krossas. Svårighetsgraden av nervskada kan klassificeras efter de Sunderland 3 klassifikationer, som särskiljer den skada grundas på intactness av axoner, endoneurium, perineurium och epineurium, som är bindvävsskikt som sekventiellt lindas runt axonet buntar. I krosskada (axonotmesis), är axoner avhuggna, men perineurium och epineurium bevaras. Komplett funktionell återhämtning från ansiktsnerven krossa sker i cirka 11 dagar eftersom den intakta nerv skidan fungerar som en kanal inom vilken axoner återföds ständigt 4,5. Påandra sidan, i den skurna skada (neurotmesis) är de axoner och alla tre bindvävsskikten avskiljes, och hela den distala nerven måste regrow att återställa muskulatur innervation. Kirurgisk återanslutning av epineurium utförs ofta i mänskliga patienter med nervtransection skador, men återvinningsresultaten är sällan optimala. Ytterligare studier krävs för att förstå varför nerven inte återföds ständigt till sitt mål och vilka behandlingar kan användas för att förbättra och påskynda regenerativ process.

Det finns många fördelar med att studera nervskada med hjälp av ansiktsnerven axotomy modell. För det första är det ansiktsnerven axotomy förfarande snabbt, enkelt, och mycket reproducerbar; och den resulterande förlamning av ansiktsmusklerna inte påverkar vitala funktioner och tolereras väl av djuret. Eftersom detta är ett hjärnnervskada modell, studera motoneuron cellkroppar är förenklad eftersom motoneurons bor i en relativt homogen befolkning i the ansiktsmotorkärnan i pons. Befolkningen skiljer baseras på subnuclear mönster inom ansiktsmotorkärnan, eftersom det finns sju subnuclei varje specifik för innervating en specifik grupp av muskler, så subnukleära skillnader i svar på axotomy kan påverka resultaten 2,6,7.

En stor fördel med den ansiktsnervskada modell är att den unaxotomized sidan kan tjäna som en parad intern kontroll eftersom nerv innervation är mycket symmetrisk och det finns ingen överhörning mellan ansiktsmotorkärnorna 8. En annan fördel med att använda denna kirurgiska metod är avsaknaden av direkt trauma till CNS eller nedbrytning av blodhjärnbarriären 9. Komplikationer såsom kraftig blödning och infektion är sällsynta med detta förfarande.

En mängd olika analyser kan utföras för att bedöma den fysiologiska respons på nervskada. Återhämtningen i ögat blinkreflexen och morrhår aktivitet kan användas som ett beteendemått på funktionell återhämtning 10,11. Videoinspelning av vibrissae aktivitet är för närvarande den mest kraftfulla metod för att detektera återvinning av ansiktsnerven innervation 12,13. Efter dödshjälp, kan utföras histologisk analys av hjärnstammen på motoneuron cellkroppar i ansiktet motorkärnan. Den ansiktsmotor kärnan är indelad i sju subnuclei, varje specifik för vissa ansiktsmuskler, vilket möjliggör differentiell undersökning av svaren på skada 2,6. Facial motoneuroner kan räknas att kvantifiera cellöverlevnad, eller immunohistokemi kan användas för att identifiera biomarkörer och specifika cellpopulationer 14. Den ansiktsMotor kärnan exakt kan microdissected använder laser capture för molekylär analys av den cellulära svar på nervskada 15,16. Effekter av ansiktsnerven axotomy kan analyseras i motoriska cortex 17,18. Dessutom kan nerven dissekeras att studera Wallerian degeneration 19 ellerAxon förnyelse 20, och musklerna kan tas bort för att studera neuromuskulära korsningar 21. Den ansiktsnerven axotomy kan också användas för att studera de medföljande centrala och perifera gliaceller 22, rikta muskulatur 21, och immunsystemet 23. Även om mycket har åstadkommits i att studera ansiktsnerven axotomy modell 24, är ytterligare studier av perifer nervskada krävs eftersom nervskada är ett stort problem för patienter och aktuella behandlingar inte att ge optimala resultat. Denna modell är ett kraftfullt verktyg för att undersöka den fysiologiska respons på nervskada och analysera effektiviteten av nervregenereringsbehandlingar.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Alla procedurer exekveras är godkända av Indiana University School of Medicine Institutional Animal Care och användning kommittén och följa nationella institutet riktlinjer Hälsa.

1. kirurgisk teknik

  1. Behåll aseptisk teknik under denna procedur genom att använda sterila handskar, instrument och ett sterilt kirurgiska området enligt NIH riktlinjer 25. Sterilisera verktyg innan du påbörjar operationen genom autoklavering dem (se tabell av särskilda reagenser / Utrustning för komplett lista). Använd en glaspärla autoklav för att sterilisera verktygen under operationen.

2. Anestesi och förberedelse

  1. Bedöva musen i en anestesi låda med en blandning av 0,9 L / min syre och 2,5% isofluran med hjälp av en veterinär isofluran Vaporizer systemet. Se till att musen inte svarar på förändringar i kroppsläge innan du tar bort den ur kartongen.
  2. Applicera oftalmologiska salva till mouSE: s ögon för att skydda dem från uttorkning.
  3. Slå gasflödet från rutan till noskonen. Placera musen och hållet på sin vänstra sida på en uppvärmd dyna täckt med en kirurgisk pad och absorberande bänkpapper med sin näsa och mun inuti konen. Kontinuerligt övervaka musens andningsrytm och hastighet och justera isofluran nivåer som behövs (mellan 2,5-3% isofluran) för att upprätthålla en tillräcklig bedövning, och använd tån nypa reflex att bekräfta total sedering.

3. Kirurgisk Approach

  1. Rikta och fokusera stereoskopet med kirurgiska området. Justera noskonen och tejpa ner den så att den är placerad längs kanten av synfältet.
  2. Med musen liggande på sin vänstra sida, tejpa kanten av det högra örat till noskonen, utsätta området bakom örat där snittet kommer att göras. Se till att den bakre öronvenen färdas horisontellt över örat. Notera att en korrekt placering av tHan djur och tejpning av örat är avgörande för att snabbt hitta ansiktsnerven.
  3. Blöt pälsen på och bakom örat med 70% etanol och raka operationsområdet med hjälp av en rakkniv eller skalpell blad. Pre-blöta pälsen gör rakningen lättare i detta anatomiska läge.
  4. Rengör huden med en jodlösning, såsom Betadine kirurgisk skrubb (7,5% povidon-jod), följt av 70% etanol. Upprepa denna rengöring två gånger för att grundligt desinficera området.
  5. För att avgöra var att göra snittet, spåra bakre öronvenen från örat kaudalt till området bakre till örat förhöjning. Använda våren sax, gör en 4 mm snitt 2-3 mm posteriort om förhöjning.
  6. Dissekera igenom underhudsfett och fascia använder dissektion. Undvik direkt skärning med saxen eftersom blodkärl eller muskelvävnad kunde lätt skadas.
  7. Om blödning uppstår, tryck mot operationsområdet med en steril bomullspinneunder åtminstone 30 sek. Om väsentlig vätskeförlust uppträder, injicera musen intraperitonealt med upp till 0,5 ml steril 0,9% koksaltlösning med användning av en 25 eller 27 G-nål.
  8. Använd flera viktiga landmärken, ryggmärgstillbehörsnerven, hörselgången, och främre Den tvåbukiga käkmuskeln (beskrivs nedan), för att lokalisera den ansiktsnerven. Dissekera runt dessa landmärken tills grenarna i ansiktsnerven visualiseras. Nerven visas som en betydande fast vitt struktur när det avslöjas och ett lager av fascia följer den till de underliggande strukturerna.
    1. Hitta spinal tillbehörsnerven, som färdas från kaudala delen av skallen för att inner trapeziusmuskeln, när underhudsfett och fascia har dissekerat. Den ansiktsnerven är djup till spinaltillbehörsnerven.
    2. Hitta broskhörselgången som ser pärlvita och kan ses rostralt om ansiktsnerven.
    3. Hitta muskeln magen av främre Den tvåbukiga käkmuskeln som ligger på toppen av och caudal till ansiktsnerven.
  9. När huvudgrenar ansiktsnerven visualiseras, spåra dem dorsalt för att hitta sitt ursprung från stylomastoid foramen. Använda fin spets Dumont pincett # 5/45 för att hålla operationsområdet öppna, flytta fram våren sax tips efter nerven väg, sedan flytta tången dorsalt för att hålla den nyligen avancerade område som är öppet.
  10. Visualisera bakluckan på ansiktsnerven med zygomatic, buckalt och marginella mandibular grenar på denna punkt.
    OBS: Den tidsmässiga gren kommer att hittas närmare foramen. De marginella mandibular nervgrenar till dess övre och nedre delarna närmare käken, alltså sådana nervgrenar kommer inte att vara synlig på den här nivån.
    1. Om du utför en nervtransection, stabilisera nerven försiktigt med fin spets pincett och skär nerven med vårens sax. Undvik att applicera för mycket dragkraft till nerven med pincett för att förhindra avulsing nerven från hjärnstammen. Tryckstubbar ifrån varandra, eller klippa och ta bort en del av den distala mage att säkerställa att ingen återinkoppling kan ske.
    2. Om du utför en krosskada, använd Dumont # 5/45 pincett för att komprimera nerven i 30 sekunder med hjälp av konstant tryck för att bryta alla axoner, sedan upprepa detta krossa med en andra vinkel vinkelrät mot den första krossa platsen. Undvik att varierande mängder tryck under 30 sek krossa, annars skadan blir inkonsekvent mellan djur.

4. Stängning och återställning

  1. Flytta fettet och musklerna under de underliggande strukturerna.
  2. Ungefärlig kanterna på snittet och stänga såret med hjälp av en 7,5 mm sår klipp. Suturer eller lim är också acceptabla för sårtillslutning. Postkirurgiska analgetika kan ges vid denna tidpunkt.
  3. Ta bort tejpen från musens öra. Stäng av isofluran flödet och gör musen att andas rent syre under 30 sek till 1 min. Pless musen i en tom bur med inga sängkläder för att återhämta sig från anestesi.
  4. När musen återvinns, granska sitt beteende för bekräftande tecken på ansiktsförlamning. Morrhåren ska förlamad och vinklas bakåt mot kinden, kommer näsan att avvika, och ögat kommer inte att blinka som svar på en pust av luft.
  5. Hus djur tillsammans efter operationen, om de är kvinnor. Undvik bostäder hanmöss tillsammans eftersom de är mer aggressiva och tenderar att med våld ta bort deras cagemate s sårklämmor, vilket leder till infektion. Ge postkirurgiska analgetika vid denna tid, om det behövs.
  6. Övervaka mössen en gång dagligen i flera dagar efter operationen för att säkerställa att ingen infektion eller annan komplikation inträffar postoperativt. Ta sårklämmor 7-10 dagar efter operationen, om de inte har fallit ut på egen hand.
  7. Applicera smörjögonsalva till det drabbade ögat dagligen för att förhindra hornhinnan komplikationer, antingen tills ögat blinkreflexen är retäckt eller tills dödshjälp.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Efter ansiktsnerven axotomy utförs, sker motoneuron förlust till följd av skadan. Motoneuron överlevnad efter skada beror på många variabler, såsom kön, djur ålder vid tidpunkten för operation, och tidpunkt vid vilken motoneuron räknas är klar, och Moran och Graeber översyn 24 och Jinno och Yamada recension 22 både summera data motoneuron överlevnads. Typiskt ca 86% av motoneuroner lever vid 28 dagar efter axotomi 14,15,26. Kinetik för motoneuron förlust beskrivs i Serpe et al. 2000. Figur 1 illustrerar variationen i motoneuron överlevnad i flera genetiskt modifierade möss. Inga signifikanta skillnader observeras i ansikts motoneuron räknar av kontrollsidan, vilket tyder på att de genetiska förändringar inte påverkar baslinjen räknas. Jämfört med motoneuron överlevnad i vildtypsmöss (84% ± 2,0; Figur 1A, D), betydande cellförlust har observerats i en musmodellav amyotrofisk lateralskleros (SOD1 G93A; 68% ± 1; Figur 1B, E) samt immundefekta rekombination aktiverande gen-2 knockout-mus (RAG-2 - / -; 57% ± 2,5; Figur 1C, F) 27 .

Figur 2 visar laser capture microdissection teknik tillämpas på ansiktsmotorkärnan. Hela ansiktet motor kärnan kan fångas (Figur 2A-C), eller subnuclei kan samlas in separat (Figur 2D-F). För större precision, kan motoneuroner fångas individuellt, och den återstående neuropil kan tas för analys (figur 2G-I). Figur 3 visar qPCR resultaten av RNA-materialet extraherat från subnukleära proven jämförde ventromediala och ventrolaterala subnuclei. De fyra generna testade, β II tubulin, tillväxt associerat protein-43 (Gap-43), hemopoietic- och neurologisk-uttryckta sekvens 1 (HN1), och BDNF (BDNF) är alla förknippade med nervregeneration respons och det finns intressanta skillnader mellan de två subnuclei och deras genuttrycksprofilerna efter axotomi 16.

Figur 1
Figur 1. Representativa koronala ansiktsmotor nucleus sektioner färgade med tionin och kvantifieras 28 dagar efter ansiktsnerven transection. Facial motor kärnor visas från (A, D) WT, (B, E) SOD1 G93A, och (C, F) RAG- 2 - / - möss (kontrollsida, axotomiserade sidan). Skalstrecken = 120 um. Denna siffra har modifierats 27. Klicka här för att se en större version av thär siffran.

Figur 2
Figur 2. Laser microdissection av ansiktsmotorkärnan. (A) tionin-färgade delen av axotomiserade ansikts kärna, (B) med partiell laser microdissection av axotomiserade ansikts kärnan, och (C) samling av laser microdissected vävnad. En mall (D) i subnuclei var lagrad på datorskärmen för att identifiera ventromediala och ventrolaterala ansikts subnuclei för laser microdissection (E, F). Ansikts motoneurons ades laser microdissected baserat på deras morfologi med en synlig kärna och kärnsystemet (* indikerar motoneuron, G, H), medan FMN cellkroppsfragment, som indikeras av pilarna (G), var laser microdissected separat och omhändertas för att eliminera FMN mRNA i neuropil spel. Efter att alla FMN och cellkroppsfragment uppsamlades, den återstående ansikts nucleus vävnad var laser microdissected som prov neuropil (I). Skalstrecken = 100 um. Denna siffra har modifierats 16. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figur 3
Figur 3. Pro-förnyelse och pro-överlevnad mRNA uttryck i ventromediala (VM) och ventrolaterala (VL) ansiktsmotor subnukleära regioner efter ansiktsnerven axotomy. Genomsnittlig procent av mRNA uttryck ± SEM i transected VM och VL ansikts subnuclei förhållande till oanvänd kontroll subnuclei (AD). Tids loppet av mRNA uttryck omfattar inte skada (0), 3, 7, 14 och 28 DPO för βII tubulin (A (B), HN1 (C) och BDNF (D). # Representerar betydande skillnader i VL jämfört med VM, vid p <0,05. Denna siffra har modifierats 16.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Stereo microscope Leica M60
Labeling tape Fisher Scientific 15-952
Vannas-Tübingen spring scissors - straight/sharp/8.5 cm/5 mm cutting edge Fine Science Tools 15003-08 Sterilize before use
Dumont #5/45 forceps - standard tips/angled 45°/Dumoxel/11 cm Fine Science Tools 11251-35 Sterilize before use
Michel suture clips - 7.5 mm x 1.75 mm Fine Science Tools 12040-01 Described as "wound clip" in protocol, sterilize before use
Hagenbarth cross action wound clip applier 5" George Tiemann & Co 160-910 Used to apply wound clip, sterilize before use
Michel suture clip applicator & remover - For 7.5 mm clips Fine Science Tools 12029-12 Used to remove wound clip
0.9% Sodium chloride injection, USP Hospira 0409-4888-10
Betadine, 16 oz, with dispenser Fisher Scientific 19-027132
70% Ethanol
Glass bead sterilizer

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kaufman, M., Bard, J. The Anatomical Basis of Mouse Development. Elsevier. New York, NY. (1999).
  2. Ashwell, K. The adult mouse facial nerve nucleus: morphology and musculotopic organization. Journal of Anatomy. 135, 531-538 (1982).
  3. Sunderland, S. A classification of peripheral nerve injuries producing loss of function. Brain : A Journal Of Neurology. 74, 491-516 (1951).
  4. Beahrs, T., Tanzer, L., Sanders, V. M., Jones, K. J. Functional recovery and facial motoneuron survival are influenced by immunodeficiency in crush-axotomized mice. Experimental Neurology. 221, 225-230 (2010).
  5. Mesnard, N. A., Haulcomb, M. M., Tanzer, L., Sanders, V., Jones, K. J. Delayed functional recovery in presymptomatic mSOD1G93A mice following facial nerve crush axotomy. Journal of Neurodegeneration & Regeneration. 4, 21-25 (2013).
  6. Komiyama, M., Shibata, H., Suzuki, T. Somatotopic representation of facial muscles within the facial nucleus of the mouse. A study using the retrograde horseradish peroxidase and cell degeneration techniques. Brain Behav Evol. 24, 144-151 (1984).
  7. Canh, M. Y., Serpe, C. J., Sanders, V., Jones, K. J. CD4(+) T cell-mediated facial motoneuron survival after injury: Distribution pattern of cell death and rescue throughout the extent of the facial motor nucleus. Journal of Neuroimmunology. 181, 93-99 (2006).
  8. Isokawa-Akesson, M., Komisaruk, B. Difference in projections to the lateral and medial facial nucleus: anatomically separate pathways for rhythmical vibrissa movement in rats. Exp Brain Res. 65, 385-398 (1987).
  9. Streit, W., Kreutzberg, G. Response of endogenous glial cells to motor neuron degeneration induced by toxic ricin. The Journal of Comparative Neurology. 268, 248-263 (1988).
  10. Serpe, C. J., Tetzlaff, J. E., Coers, S., Sanders, V., Jones, K. J. Functional recovery after facial nerve crush is delayed in severe combined immunodeficient mice. Brain, Behavior, And Immunity. 16, 808-812 (2002).
  11. Lal, D., et al. Electrical stimulation facilitates rat facial nerve recovery from a crush injury. Otolaryngology--Head And Neck Surgery. Official Journal Of American Academy Of Otolaryngology-Head And Neck Surgery. 139, 68-73 (2008).
  12. Tomov, T., et al. An Example of Neural Plasticity Evoked by Putative Behavioral Demand and Early Use of Vibrissal Hairs after Facial Nerve Transection. Experimental Neurology. 178, 207-218 (2002).
  13. Skouras, E., Angelov, D. N. Experimental studies on post-transectional facial nerve regrowth and functional recovery of paralyzed muscles of the face in rats and mice. Anatomy (International Journal of Experimental and Clinical Anatomy). 4, 1-27 (2010).
  14. Xin, J., et al. IL-10 within the CNS is necessary for CD4+ T cells to mediate neuroprotection). Brain, Behavior, And Immunity. 25, 820-829 (2011).
  15. Mesnard, N. A., Sanders, V. M., Jones, K. J. Differential gene expression in the axotomized facial motor nucleus of presymptomatic SOD1 mice. The Journal of Comparative Neurology. 519, 3488-3506 (2011).
  16. Mesnard, N. A., Alexander, T. D., Sanders, V. M., Jones, K. J. Use of laser microdissection in the investigation of facial motoneuron and neuropil molecular phenotypes after peripheral axotomy. Experimental Neurology. 225, 94-103 (2010).
  17. Franchi, G. Changes in motor representation related to facial nerve damage and regeneration in adult rats. Experimental Brain Research. 135, 53-65 (2000).
  18. Munera, A., Cuestas, D. M., Troncoso, J. Peripheral facial nerve lesions induce changes in the firing properties of primary motor cortex layer 5 pyramidal cells. Neuroscience. 223, 140-151 (2012).
  19. Liu, L., et al. Hereditary absence of complement C5 in adult mice influences Wallerian degeneration, but not retrograde responses, following injury to peripheral nerve. Journal of the Peripheral Nervous System. 4, 123-133 (1999).
  20. Ferri, C., Moore, F., Bisby, M. Effects of facial nerve injury on mouse motoneurons lacking the p75 low-affinity neurotrophin receptor. Journal of Neurobiology. 34, 1-9 (1997).
  21. Zhou, R. Y., Xu, J., Chi, F. L., Chen, L. H., Li, S. T. Differences in sensitivity to rocuronium among orbicularis oris muscles innervated by normal or damaged facial nerves and gastrocnemius muscle innervated by somatic nerve in rats: combined morphological and functional analyses. The Laryngoscope. 122, 1831-1837 (2012).
  22. Jinno, S., Yamada, J. Using comparative anatomy in the axotomy model to identify distinct roles for microglia and astrocytes in synaptic stripping. Neuron Glia Biology. 7, 55-66 (2011).
  23. Jones, K. J., Serpe, C. J., Byram, S. C., Deboy, C. A., Sanders, V. M. Role of the immune system in the maintenance of mouse facial motoneuron viability after nerve injury. Brain, Behavior, And Immunity. 19, 12-19 (2005).
  24. Moran, L. B., Graeber, M. B. The facial nerve axotomy model. Brain research. Brain research. 44, 154-178 (2004).
  25. Council, N. R. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. The National Academies Press. New York, NY. (2011).
  26. Serpe, C. J., Kohm, A. P., Huppenbauer, C. B., Sanders, V., Jones, K. J. Exacerbation of Facial Motoneuron Loss after facial nerve transection in severe combined immunodeficient (scid) mice. Neuroscience. 19, (1999).
  27. Mesnard-Hoaglin, N. A., et al. SOD1(G93A) transgenic mouse CD4(+) T cells mediate neuroprotection after facial nerve axotomy when removed from a suppressive peripheral microenvironment. Brain, Behavior, And Immunity. 40, 55-60 (2014).
  28. Wang, H., et al. Establishment and assessment of the perinatal mouse facial nerve axotomy model via a subauricular incision approach. Experimental Biology And Medicine. 237, 1249-1255 (2012).
  29. Sharma, N., Moeller, C. W., Marzo, S. J., Jones, K. J., Foecking, E. M. Combinatorial treatments enhance recovery following facial nerve crush. The Laryngoscope. 120, 1523-1530 (2010).
  30. Lieberman, D. M., Jan, T. A., Ahmad, S. O., Most, S. P. Effects of corticosteroids on functional recovery and neuron survival after facial nerve injury in mice. Archives of Facial Plastic Surgery. 13, 117-124 (2011).
  31. Serpe, C. J., Coers, S., Sanders, V. M., Jones, K. J. CD4+ T, but not CD8+ or B, lymphocytes mediate facial motoneuron survival after facial nerve transection. Brain, Behavior, And Immunity. 17, 393-402 (2003).
  32. Haulcomb, M. M., et al. Axotomy-induced target disconnection promotes an additional death mechanism involved in motoneuron degeneration in ALS transgenic mice. The Journal of Comparative Neurology. (2014).
  33. Bauder, A. R., Ferguson, T. A. Reproducible mouse sciatic nerve crush and subsequent assessment of regeneration by whole mount muscle analysis. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (60), (2012).
  34. Richner, M., Bjerrum, O. J., Nykjaer, A., Vaegter, C. B. The spared nerve injury (SNI) model of induced mechanical allodynia in mice. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (54), (2011).
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Olmstead, D. N., Mesnard-Hoaglin, N. A., Batka, R. J., Haulcomb, M. M., Miller, W. M., Jones, K. J. Facial Nerve Axotomy in Mice: A Model to Study Motoneuron Response to Injury. J. Vis. Exp. (96), e52382, doi:10.3791/52382 (2015).More

Olmstead, D. N., Mesnard-Hoaglin, N. A., Batka, R. J., Haulcomb, M. M., Miller, W. M., Jones, K. J. Facial Nerve Axotomy in Mice: A Model to Study Motoneuron Response to Injury. J. Vis. Exp. (96), e52382, doi:10.3791/52382 (2015).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter