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Medicine

Früherkennung von Medikamenten-induzierten Nieren hämodynamischen Dysfunktion Mit sonographische Technologie bei Ratten

doi: 10.3791/52409 Published: March 11, 2016

Abstract

Die Nierenfunktion normalerweise hämodynamischen Homöostase und ist ein wichtiger Ort der durch Medikamententoxizität verursacht wurden. Arzneimittel-induzierte Nephrotoxizität wird geschätzt, dass 19- 25% aller klinischen Fälle von akutem Nierenversagen (AKI) bei kritisch kranken Patienten beizutragen. AKI Erkennung hat in der Vergangenheit auf Metriken verlassen, wie Serum-Kreatinin (SCR) oder Blutharnstoffstickstoff (BUN), die nachweislich unzureichend vollständige Bewertung der Nephrotoxizität in der frühen Phase der Nierenfunktionsstörung sind. Derzeit gibt es keine robusten Diagnoseverfahren genau zu hämodynamischen Veränderungen in der frühen Phase der AKI erfassen, während solche Änderungen tatsächlich den Anstieg des Serum-Biomarker Ebenen voraus könnten. Eine solche Früherkennung Klinikern helfen, eine genaue Diagnose zu stellen und in die in der Entscheidung helfen, für die therapeutische Strategie zu machen. Die Ratten wurden mit Cisplatin behandelt AKI zu induzieren. Nephrotoxizität wurde für sechs Tage mit Hochfrequenz-Sonographie, sCr Messung beurteilt und auf HistopathologieNiere. Hämodynamische Auswertung mit Hilfe von 2D und Farb-Doppler-Bilder wurden verwendet, um seriell Nephrotoxizität in Ratten untersucht, die Sonographie. Unsere Daten zeigten erfolgreiche Arzneimittel-induzierte Nierenschädigung bei erwachsenen Ratten durch die histologische Untersuchung. Farb-Doppler-basierte sonographische Beurteilung der AKI darauf hingewiesen, dass resistive-Index (RI) und pulsierender-Index (PI) wurden in der Behandlungsgruppe erhöht; und Peak-systolischen Geschwindigkeit (mm / s), enddiastolische Geschwindigkeit (mm / s) und die Geschwindigkeits-Zeit-Integral (VTI, mm) wurden in Nierenarterien in der gleichen Gruppe verringert. Wichtig ist durch die Sonographie ausgewertet, diese hämodynamischen Veränderungen voran den Aufstieg sCr Ebenen. Sonography-basierte Indizes wie RI oder PI kann so nützlich prädiktive Marker werden bei Nagetieren die Nierenfunktion von rückläufig. Aus unserer Sonographie-basierte Beobachtungen in den Nieren von Ratten, die AKI unterzog, haben wir gezeigt, dass diese nicht-invasive hämodynamische Messungen als eine genaue, empfindliche und robuste Methode bei der Aufdeckung von frühen Stadium des Nierenfunktionsstörung betrachten kann. Tseine Studie unterstreicht auch die Bedeutung der ethischen Fragen im Zusammenhang mit Tierversuchen in der Forschung.

Introduction

Serum-Kreatinin (SCR) wurde der Goldstandard metrische Nierenfunktion zu beurteilen, für mehr als zwei Jahrzehnten. Vor kurzem wurden viele Studien berichtet , dass Nierenschädigung tritt viel früher als die Veränderungen in sCr 1. Es gibt jedoch keine robusten Verfahren zum Nachweis der hämodynamischen Veränderungen, die früh im Verlauf der Nierenschädigung einschließlich Arzneimittel-induzierter Nephrotoxizität auftreten.

Arzneimittel-induzierte akute Niereninsuffizienz führt hämodynamischen Dysfunktion zu Nierengewebeschäden und weitere Progression zu Nierenversagen 2,3. In den letzten paar Jahrzehnten, zeigen Studien , dass Imaging - Tools wie Computertomographie (CAT), funktionelle Magnetresonanztomographie (fMRI) und Sonographie eine Rolle bei der hämodynamischen Bewertung 4 spielen. In der aktuellen Imaging - Tools, Sonographie Graustufen gekoppelt mit Farb-Doppler - Techniken, sind die am häufigsten 3,5,6 zu etablieren und zu bewerten anatomischen Status der Niere eingesetzt. Sullivan et. al. und Bonnin et. al. berichteten kürzlich , dass die Sonographie eine wirksame, leistungsfähige und nicht-invasive Werkzeug bei der Analyse hämodynamischen Veränderungen in Vasokonstriktion und Hypoxie Stress Tiermodellen 7,8 ist. Diese Technik wird auch allgemein zu detektieren arterielle Stenose 9,10 verwendet.

Die neuesten technischen Fortschritte auf dem Gebiet der hochauflösenden Ultraschall - Bildgebung erlaubt haben Forscher kardiovaskuläre Toxizität unter Verwendung von Hochfrequenz (25-80 MHz) und hoher Auflösung (<0,03 mm Auflösung) Sonden in vivo 11 zu adressieren. Wir vermuten, dass diese hochauflösenden Sonographie Nieren zu untersuchen wird eine einmalige Gelegenheit für eine nicht-invasive und empfindliche Methode zur Früherkennung von Nephrotoxizität bieten.

Cisplatin wird verwendet , Hoden zu behandeln, Eierstock-, Blase, Kopf, Lunge und Hals - Tumoren in Kombination mit anderen Arzneimitteln 12-14. Cisplatin hat war gut dokumentierte Nephrotoxizität aufgrund Zellnekrosen von proximal Tubuli (PT) und Sammelkanäle führten Blutharnstoffstickstoff (BUN) und sCr 15 steigt. Hier bieten wir eine detaillierte Schritt-für-Schritt-Methode der Verwendung von nicht-invasiven Nierensonographie Funktionsstörungen der Nieren mit dem Rattenmodell der Droge (Cisplatin) -induzierten Nephrotoxizität zu charakterisieren.

Protocol

Führen Sie alle in männlichen Ratten Sprague Dawley gekauft von Charles River Laboratories in Übereinstimmung mit American Veterinary Medical Association (AVMA) Richtlinien und Institutional Animal Care und Use Committee (IACUC) Protokolle genehmigt werden.

1. Vorbereitung der Tiere und chirurgische Verfahren

  1. Akklimatisieren alle Tiere eine Woche vor jeder experimentellen Verfahren.
  2. Anesthetize Tier mit Isofluran (2-3% zu induzieren, und 1,0% zu halten) und Augensalbe für beide Augen gelten für Austrocknung, Reizung oder Geschwüren zu verhindern.
  3. Entfernen Sie Haare aus der Brust des Tieres mit # 40 Klinge und Enthaarungscreme wie nötig. Es kann Haar Form dem Rücken des Tieres zu entfernen, wenn wir nicht eine gute Bilddaten von Bauchseite Bildgebung erhalten haben.

2. Nephrotoxizität Rattenmodell

  1. Für Nephrotoxizität Modell Cisplatin-induzierte, verwalten Cisplatin, Protokoll eine mits zuvor beschrieben. 15
  2. Führen Sie die Sonographie zu Beginn der Studie, 24 Stunden vor der Verabreichung von Cisplatin (Tag 0). (Siehe Schritt 3 Imaging Protocol)
  3. Randomisieren Ratten (n = 6) in zwei Gruppen. Am Tag 1, verwalten Cisplatin (10 mg / ml) (10 mg / kg Körpergewicht, Einzeldosis Nephrotoxizität Induktion), Injektionsvolumen (1 ml / kg Körpergewicht) berechnet, indem das Körpergewicht des Tieres), intraperitoneal in der Studiengruppe und normaler Kochsalzlösung ( NS) in der Kontrollgruppe.
  4. Anästhesieren Tier als Schritt 1.2 bei 24, 48, 72, 96, 120, 144 Stunden nach der Verabreichung von Cisplatin.
  5. Nehmen Bild hochauflösendem Ultraschall-System (siehe Materialien und Geräte Tabelle) unter stabilen Anästhesie Stufe des Tieres. Weiter das Tier die grundlegenden physiologischen Funktion während der Bildgebung von Narkoseeinleitung durch vollständige Genesung zu überwachen.
  6. Überwachen des Tieres Vital während Bildgebungsverfahren: Ratte-Temperatur: 35,9-37,5, Atemfrequenz: 66-144 / min, Herzfrequenz: 250-600 / min.Die optimale Vitalzeichen in unserer vorgeschlagenen Studie zu lesen ist: Temperatur: 36,5-37,0, Atemfrequenz: 80-100 / min, Herzfrequenz: 450-550 / min.
    HINWEIS: Verwenden Sie intravenöse Flüssigkeitsinfusion und Heizlampe Tieres normalen physiologischen Zustand zu halten, um die Auswirkungen der Chirurgie und Anästhesie zu minimieren. Assist Beatmung mit Beatmungsgerät während des Verfahrens, falls erforderlich. Allerdings wird eine mechanische Belüftung selten in diesem Experiment benötigt.

3. Imaging Protocol

Hinweis: Die Ultraschall-Maschine-Provider die beheizte Plattform für lange Bildgebungsverfahren zur Verfügung stellt. Allerdings haben wir nicht die erhitzte Plattform in unserem demonstriert Experiment verwenden, da es nur 5 bis 15 Minuten dauert. Die für die Körpertemperatur gesteuert, die mit einem Rektalthermometers mit der Physiologie Steuerschalter überwacht wird.

  1. Quer Bild von Nieren (B-Modus):
    1. Mit MS 250 Ultraschall mit Mittenfrequenz von 21 MHz verbindened auf den aktiven Ports, setzen Sie die Anwendung voreingestellt auf "General Imaging".
    2. Mit dem Tier in Rückenlage auf der Plattform, positionieren Sie den 21-MHz-Ultraschallsonde, das Schienensystem unter Verwendung der Mittellinie auf Tier und die Aorta zu isolieren. In dieser Position ist der Sondenwinkel 90 Grad nach links Parasternallinie (Querachse) (1A, B).
    3. Aus dieser Position, die Plattform mit dem Tier gleiten, so dass die Sonde nun auf der Höhe der renalen Arterie (entweder links oder rechts kann die Bild eine zu einem Zeitpunkt).
    4. Durch die Mikromanipulatoren verwenden, sehen entweder die rechte oder die linke Nierenarterie.
    5. Stellen Sie die Sonde Winkel von etwas entlang der y-Achse der Sonde Kippen eine vollständige Niere Ansicht in der Mitte des Bildschirms zu erhalten.
    6. Sobald die richtigen Ziele (Nierenbecken, Nierenarterie) sind wie in 1C und D dargestellt identifiziert, cine speichern das Bild , um die höchste Framerate mit der verwendeten Sonde erlaubt werden.
    7. Quer Bild von Nieren (Farb-Doppler-Ansicht):
      1. Mit dem Farb-Doppler-Taste auf der Tastatur, schalten Sie Farb-Doppler-Schallfenster. Dies hilft , Nierenarterie und Nierenvene (1D) zu isolieren. (Blaue Farbe zeigt Fluss arterielle und rote Farbe zeigt den venösen Fluss).
      2. Stellen Sie sicher, dass die Fokustiefe (von und gelbe Pfeilspitze auf der Y-Achse angegeben) in der Mitte der Niere liegt. Notieren Sie sich die Daten mit cine speichern.
      3. Stellen Sie sicher, Aufzeichnung der Daten auf dem höchstmöglichen Bildrate möglich (> 200 Bilder / s).
    8. Quer Bild von Nieren (Pulsed-Wave oder PW-Ansicht):
      1. Klicken Sie auf das PW - Taste, während in Color-Doppler - Modus, einen gelben Linie (Pulsed-Wave - Doppler - Probenvolumen) auf dem Bildschirm (Abbildung 1F) zu bringen.
      2. Legen Sie die gelbe Linie in der Nierenarterie, in einem Winkel, der die Ausrichtung der Strömung durch den Behälter Parallelen durch den PW Winkel-Taste.
      3. Abbildung 1 D und E dargestellt).
      4. In diesem Modus teilt das akustische Fenster in obere und untere Abschnitte auf.
      5. Verwenden Sie Cine Laden, um das Bild der Wellenformen zu erfassen, die die Geschwindigkeit des arteriellen Fluss zu Spitzen Systole und Diastole zeigen.

    4. Tierhaltung nach dem Imaging

    1. Von Tag 0 bis Tag 5, platzieren Tier in einen sauberen Recovery-Bereich (mit sauberen Papiertuch auf Betten) in Brustlage Position nach der Bebilderung. Beachten Sie, dass wir alle Tiere mit äußerster Vorsicht mit "Schwanz-Holding" Methode für aggressive Tiere behandeln wie Tiere erholen sich von der Narkose.
    2. Während Aufwachraum, halten die Körpertemperatur des Tieres mit einem externen heat Quelle und Monitor Tieres Vitalzeichen mit elektro Sonden bis Tier vollständig erholt sich von der Narkose.
    3. Zurück erholt Tiere in die Anlage Gehäuse Raum, wenn sie wach und aktiv sind.
    4. Euthanize alle Ratten gemäß gültiger Richtlinien an Tag 6 und Ernte Nieren (siehe Schritt 4.7) für die histologische Beurteilung sowie Schritt 4.5.
    5. Sammeln Tier Urin von Sammelröhrchen in dem metabolischen Käfig für Kreatinin-Test angebracht Nierenfunktion zu überprüfen.
    6. Führen Paraffinschnitt von tierischen Niere, und führen HE (Hämatoxylin und Eosin) Anfärben Nephrotoxizität zu prüfen (siehe Schritt 4.7 für Details).
    7. Opfern Tiere und exsanguinate mit 0,9% NaCl-Lösung, gefolgt von 10% gepuffertem Formalin Fixierung durch den linken Ventrikel. Nach dem Ausbluten mit 0,9% NaCl - Lösung, 16 die Rattennieren zur histologischen Beurteilung zu entfernen.
      1. Paraffin einbetten 6-mm-Abschnitte die Niere Morphol zu beobachtenlogie und Nephrotoxizität. Nierengewebe in 30% Saccharose in phosphatgepufferter Salzlösung (PBS) für 48 Stunden bei 4 ºC dehydratisieren. Befestigen Sie dann die Abschnitte in 10% gepuffertem Formalin für 24 bis 48 Stunden lang bei 4 ºC.
      2. Als nächstes einzubetten bis zum Schneiden der Nierengewebe in Paraffin, und speichern die Gewebeparaffinblöcke bei RT. Weitere Kapitel werden die Blöcke Gewebe ein Paraffinschnitt Maschine und legen Sie die Abschnitte auf einer beschichteten Glasträger.
      3. Deparrafinize den Abschnitt und rehydriert und gefärbt mit Hämatoxylin für 10 von Eosin gefolgt min für 3 min. Montieren Sie die Abschnitte auf einer Folie und haben sie von einem Nagetier Pathologen ausgewertet.

    5. Daten Berechnung und Analyse

    1. Berechnen Spitzennierenarterien Geschwindigkeiten von den Farb-Doppler-Bilder aus dem Schritt 3.2 erhalten. Wählen Sie Geschwindigkeits-Zeit-Integral (VTI) Werkzeug, um die Spitzen des systolischen und diastolischen Geschwindigkeit zu verfolgen.
    2. Berechnen Sie Resistive Index (RI) und Pulsierende Index (PI) unter Verwendung des equations unten.
      RI = (systolische Spitzengeschwindigkeit-End-diastolische Geschwindigkeit) / systolischen Spitzengeschwindigkeit
      PI = (systolische Spitzengeschwindigkeit-End-diastolische Geschwindigkeit) / mittlere Geschwindigkeit.
    3. Führen Sie eine statistische Analyse von RI und PI Ergebnisse mit Standardabweichungen vom Mittelwert aus drei Messungen Zyklus. Für andere Standardparameter finden Sie in den Handbüchern der Hersteller bis zur Datenanalyse unter Verwendung von proprietärer Software (siehe Materialien und Geräte Tabelle) durchführen.

Representative Results

Die Bilder in dieser Studie vorgestellt wurden von einem einzigen Betreiber übernommen. Alle Bilder wurden mit einem Hochfrequenz-Ultraschall-Maschine gesammelt (siehe Materialien und Geräte Tabelle). Alle Bilddaten wurde von einem einzigen Ermittler analysiert. Die Ergebnisse zeigten , dass Cisplatin-behandelten Tieren sCr 0,5-2,1 (Normalbereich <1,1) im Bereich hatte am Tag 6 (2A). Jedoch zeigten die histologischen Studien konsistente Muster der akuten tubule interstitielle Verletzungen im Vergleich zu physiologischer Kochsalzlösung behandelten Tieren.

Mit hochauflösenden Ultraschall-Bildgebung hämodynamischen Veränderungen der Niere zu messen, zeigten die Daten, dass bei Tieren mit NS keine Änderung der Morphologie war zwischen Tag behandelt 0 und Tag 6, während Pulsus parvus Morphologie bei Tieren am Tag sechs nach Cisplain Behandlung festgestellt wurde. Die obere Grenze des normalen RI und PI sind 0,7 und 1,15 jeweils in Ratten 17. Unter Verwendung der obigen Indizes hämodynamischen zu bewerten Veränderungen der Niere, die zeigten, dass es am Tag 6 signifikante Zunahme von RI und PI in Cisplatin-behandelten Tieren.

Abbildung 1
Abbildung 1. Ultraschallgerät Einstellungen zum Erfassen Nieren Bilder in Ratten. Grafische Darstellungen der Bilderzeugungssystem mit der Einstellung der Tierstufe (A) und bildgebende Sondenposition (B) während des Betriebs der Rattenniere sonographische Bildgebung. Die Probe sonographische Bilder aus Rattenniere erhalten die hochfrequenten, hochauflösenden Ultraschallsysteme (siehe Material andand Ausrüstung Tabelle). (CF). Die Daten zeigen klar Niere anatomische Struktur und den Blutfluss in den Nierengefäße mit ausreichend Informationen für die weitere hämodynamische Parameter-Messung und Analyse.09fig1large.jpg "target =" _ blank "> Bitte hier klicken, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Figur 2
Abbildung 2. Histologie und Nieren sonographische Bilder von Ratten unter Cisplatin - Behandlung. Serum - Kreatinin (SCR) und Histologie Studie stellt normale Nierengewebe in dem Vehikel behandelten Ratten und schweren proximalen tubulären Nierenschädigung (gelber Pfeil) in Cisplatin behandelt Ratte (A, B). sCr erhöhte sich leicht nach Cisplatin-Behandlung, blieb aber im normalen Bereich (<1.1). Sonographische Bilder rechten Niere von Ratten in Color-Doppler - Modus am Tag 0, 3 und 6 am Fahrzeug und Cisplatin behandelten Ratten (C); hämodynamischen Parameter, RI und PI, waren signifikant erhöht, bewertet nach Farben-Doppler - Ultraschall (D, E). Die obere Grenze des normalen RI 0,7 und 1,15 für PI. Wichtig ist, ter obigen Daten zeigen diese hämodynamischen Veränderungen der steigenden scr voraus. Die Pulswellengeschwindigkeitsmessung zeigen einen langsamen und schwachen Puls (Pulsus parvus Zeichen, gelber Kreis) nach Cisplatin-Behandlung, die mit der Histologie Studienergebnisse korrelieren. Dieses Phänomen zeigt, Nierenarterienstenose, Behinderung und weitere Funktionsstörungen der Nieren. Die histologische Daten zeigten erfolgreiche Arzneimittel-induzierte proximalen tubulären Nierenschäden und sonographische Beurteilung zeigten signifikante Veränderungen in der RI, PI und Pulswellengeschwindigkeit mit Color-Doppler-Technologie. N = 3, *, p <0,05. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Tabelle 1
Tabelle 1. Renal hämodynamischen Parameter für arzneimittelinduzierte AKI

Discussion

In den letzten zehn Jahren haben viele Fortschritte traten in sonographische Technologie, einschließlich der Entwicklung von Hochfrequenz-mechanischen Sonden, die sonographische Daten mit hoher Qualität, Empfindlichkeit und Genauigkeit bieten. Diese Sonden können etwa 50 & mgr; m axiale Auflösung bei einer Eindringtiefe von 5 bis 12 mm und eine hohe Bildraten (größer als 200 Bilder / s), so kann es als ein robustes Werkzeug dienen kleine Tiere zu studieren , wie Ratten und Mäuse 18, 19. Darüber hinaus erlaubt es auch sonographische Bilder auf leicht sediert oder bewusste Tiere mit Vital bei physiologischen Ebenen zu sammeln. Darüber hinaus bietet diese nicht-invasive Modalität auch Gelegenheit Längs Beurteilung der strukturellen und funktionellen Veränderungen während der Progression der Krankheit durchzuführen , ohne Tiere 19 zu opfern.

Im Jahr 1959, Drs. Rusell und Pinsel beschrieben zuerst die drei "R" Regeln (Replacement, Reduction und Refinement) awar zu erhöhenENESS ethische Fragen in der Nutzung von Tieren in der Forschung. Das vorgeschlagene Protokoll zeigt zum ersten Mal, dass nicht-invasive Kleintier Sonographie kann minimale Anzahl von Tieren unter geringsten Schmerzen, Leiden oder Ängste in Nephorotoxicity Studie verwendet. Daher ist es ein potentielles effektive Modalität die drei "R" Regeln für die Versuchstiere zu genügen.

Viele sonographische Untersuchungen haben in Herzanwendungen konzentriert; die Nierenfunktion Beurteilungen wurden oft aus Messungen der Herzfunktion abgeleitet statt einer direkten Untersuchung der Nieren 20-25. eine Bildgebungsmethode zu visualisieren anatomischen und funktionellen Veränderungen in der Niere und in Echtzeit Wir haben festgestellt. Wir verwendeten einen vorgewählten Satz komplementärer akustischen Fenster, Graustufen / B-Modus und Farb-Doppler, die spezifisch für Nieren Ansicht. Wir nutzten die RI und PI-Indizes, die die Beziehung zwischen diesen Indizes und den Veränderungen der Nierenfunktion in der Cisplatin induzierte Toxizität Modell zu bewerten.

Die Neuheit bei der Aufdeckung von Medikamenten-induzierten Nephrotoxizität die vorgeschlagene sonographische Methodik und abgeleitete Protokoll ist seine frühe robuste Detektion von hämodynamischen Veränderungen im Falle von Nierenschäden. Die Ergebnisse zeigen, dass die intraNierenGefäß hämodynamischen Veränderungen in der Tat die steigende sCr vorangehen. Diese Daten werden gebenchmarkt gegen die herkömmlichen Goldstandard histologischen Analyse mit und zeigen, dass Kleintier Sonographie ist eine nichtinvasive, empfindliche und reproduzierbare Modalität, die minimale Anforderung der Tiernutzung hat. Es ist somit ein wirksames Instrument zur Früherkennung von Medikamenten-induzierten Nephrotoxizität unter Verwendung von Rattenmodell.

Disclosures

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Depilatory cream Miltex, Inc. Surgi-Prep Apply 24 hours prior to imaging
cis-Diamineplatinum(II) dichloride Sigma 479306 To induce acute kidney injury at small animals.
Isoflurane Baxter International Inc. NDC 10019-773-40 2-3% for induction, and 1-1.5 % for maintenance; heart beats will be maintained at above 500 beats per minute
High Frequency Ultrasound FUJIFILM VisualSonics, Inc. Vevo 2100
High-frequency Mechanical Transducer FUJIFILM VisualSonics, Inc. MS250, MS550D, MS400

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Fisch, S., Liao, R., Hsiao, L. L., Lu, T. Early Detection of Drug-Induced Renal Hemodynamic Dysfunction Using Sonographic Technology in Rats. J. Vis. Exp. (109), e52409, doi:10.3791/52409 (2016).More

Fisch, S., Liao, R., Hsiao, L. L., Lu, T. Early Detection of Drug-Induced Renal Hemodynamic Dysfunction Using Sonographic Technology in Rats. J. Vis. Exp. (109), e52409, doi:10.3791/52409 (2016).

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