Abstract
El riñón normalmente funciona para mantener la homeostasis hemodinámica y es un sitio importante de daño causado por la toxicidad del fármaco. nefrotoxicidad inducida por medicamentos se estima que contribuye a 19- 25% de todos los casos clínicos de lesión renal aguda (IRA) en pacientes críticamente enfermos. detección de AKI se ha basado históricamente en métricas tales como la creatinina sérica (SCR) o nitrógeno de urea en sangre (BUN), que son manifiestamente inadecuada en plena evaluación de nefrotoxicidad en la fase temprana de la disfunción renal. Actualmente, no existe un método de diagnóstico robusto para detectar con precisión alteración hemodinámica en la fase temprana de AKI mientras que tales alteraciones en realidad podría preceder a la subida de los niveles de biomarcadores séricos. Dicha detección temprana puede ayudar a los médicos hacer un diagnóstico preciso y ayudar en la toma de la estrategia terapéutica decisión. Las ratas se trataron con cisplatino para inducir AKI. La nefrotoxicidad se evaluó durante seis días utilizando ecografía de alta frecuencia, la medición de SCR y sobre la histopatología deriñón. Evaluación hemodinámica utilizando imágenes 2D y Doppler-color se utiliza para estudiar en serie nefrotoxicidad en ratas, utilizando la ecografía. Nuestros datos muestran la lesión renal inducida por fármacos con éxito en ratas adultas mediante el examen histológico. Doppler-color basado en una evaluación ecográfica de AKI indicó que resistiva-índice (RI) y pulsátil-índice (PI) se incrementaron en el grupo de tratamiento; y la velocidad pico sistólica (mm / s), velocidad diastólica final (mm / s) y la velocidad en tiempo integral (VTI, mm) se redujeron en las arterias renales en el mismo grupo. Es importante destacar que estos cambios hemodinámicos evaluados por ecografía precedieron a la subida del nivel del SCR. índices basados en la sonografía como RI o PI pueden ser marcadores marcadores predictivos útiles de deterioro de la función renal en los roedores. A partir de nuestras observaciones basadas en la ecografía de los riñones de las ratas a las que se sometieron a AKI, demostramos que estas mediciones hemodinámicas invasivas pueden considerar como un método preciso, sensible y robusto para la detección de la disfunción renal en fase inicial. Tsu estudio también pone de relieve la importancia de las cuestiones éticas asociadas al uso de animales en la investigación.
Introduction
La creatinina sérica (Crs) ha sido la métrica estándar de oro para evaluar la función renal durante más de dos décadas. Recientemente, muchos estudios han informado de que la lesión renal se produce mucho antes que los cambios en SCR 1. Sin embargo, no hay métodos robustos para la detección de los cambios hemodinámicos que ocurren temprano en el curso de la lesión renal, incluyendo la nefrotoxicidad inducida por el fármaco.
Disfunción hemodinámica renal aguda inducida por fármacos conduce a daños en el tejido renal y la progresión a la insuficiencia renal 2,3. En las últimas dos décadas, los estudios indican que las herramientas de imagen como la tomografía computarizada (TAC), imágenes por resonancia magnética funcional (fMRI) y la ecografía juegan un papel en la evaluación hemodinámica 4. En las herramientas de imagen actuales, la ecografía en escala de grises junto con técnicas de Doppler-color, son los más comúnmente utilizados para establecer y evaluar la situación anatómica del riñón 3,5,6. Sullivan et. al., y Bonnin et. al. informó recientemente de que la ecografía es una herramienta eficaz, potente y no invasiva en los cambios hemodinámicos de análisis en modelos animales de estrés vasoconstricción y la hipoxia 7,8. Esta técnica también se utiliza comúnmente para detectar estenosis arterial 9,10.
Los últimos avances técnicos en el campo de la ecografía de alta resolución han permitido a los investigadores para hacer frente a la toxicidad cardiovascular usando alta frecuencia (25-80 MHz) y sondas de alta resolución (<0,03 mm de resolución), in vivo 11. Nuestra hipótesis es que el uso de esta ecografía de alta resolución para estudiar los riñones proporcionará una oportunidad sin precedentes para un método no invasivo y sensible para la detección precoz de nefrotoxicidad.
El cisplatino se utiliza para tratar testicular, de ovario, vejiga, cabeza, de pulmón, y cáncer de cuello en combinación con otros fármacos 12-14. El cisplatino se había nefrotoxicidad bien documentado debido a la necrosis celular de ptúbulos roximal (PT) y los conductos colectores dieron como resultado el aumento de nitrógeno de urea en sangre (BUN) y SCR 15. En este documento, se proporciona una metodología detallada paso a paso de la utilización de la ecografía renal no invasivo para caracterizar la disfunción renal utilizando el modelo de rata de Drogas (cisplatino) inducida por la nefrotoxicidad.
Protocol
Realizar todos los procedimientos realizados en ratas Sprague Dawley macho adquiridas de Charles River Laboratories de acuerdo con el American Veterinary Medical Association (AVMA) utilizando las directrices y aprobadas Institucional Cuidado de Animales y el empleo Comisión protocolos (IACUC).
1. Preparación de los animales y los procedimientos quirúrgicos
- Aclimatar todos los animales durante una semana antes de cualquier procedimiento experimental.
- Anestesiar a los animales utilizando isoflurano (2-3% para inducir, y del 1,0% para mantener) y aplicar pomada ocular en ambos ojos para evitar la desecación, irritación o ulceración.
- Eliminar el vello del pecho del animal usando # 40 de la cuchilla y crema depilatoria según sea necesario. Puede tener que eliminar el vello forma el lomo del animal, si no podemos tener buenos datos de imagen obtenidos de imágenes lado ventral.
2. Modelo de Rata La nefrotoxicidad
- Para el modelo de nefrotoxicidad inducida por cisplatino, administrar cisplatino, utilizando el protocolo de unas se ha descrito anteriormente. 15
- Realizar ecografía al inicio del estudio, 24 horas antes de la administración de cisplatino (Día 0). (Consulte el paso 3, Protocolo de imágenes)
- Selección aleatoria de ratas (n = 6) en dos grupos. En el Día 1, administrar cisplatino (10 mg / ml) (10 mg / Kg de peso corporal, dosis única nefrotoxicidad de inducción), el volumen de inyección (1 ml / kg de peso corporal) calculado por el peso corporal del animal), por vía intraperitoneal en el grupo de estudio y solución salina normal ( NS) en el grupo de control.
- Anestesiar a los animales que en el paso 1.2 a las 24, 48, 72, 96, 120, 144 horas después de la administración de cisplatino.
- Tomar una imagen utilizando el sistema de ultrasonido de alta resolución (ver Materiales y equipos de mesa) bajo anestesia fase estable de los animales. Continuar para controlar la función fisiológica básica del animal durante la exploración de la inducción de anestesia a través de la recuperación completa.
- Monitorear los signos vitales de los animales durante los procedimientos de imagen: Rata-temperatura: 35,9 a 37,5, la frecuencia respiratoria: 66-144 / min, la frecuencia cardíaca: 250-600 / min.El signo vital óptima lectura en nuestro estudio propuesto es: Temperatura: 36,5 a 37,0, la frecuencia respiratoria: 80-100 / min, la frecuencia cardíaca: 450-550 / min.
NOTA: El uso infusión intravenosa de fluidos, y una lámpara de calentamiento para mantener la condición fisiológica normal del animal para minimizar los efectos de la cirugía y la anestesia. Ayudar a la respiración con ventilador mecánico durante el procedimiento si es necesario. Sin embargo, la ventilación mecánica rara vez es necesaria en este experimento.
3. Protocolo Imaging
Nota: El proveedor de equipo de ultrasonido proporciona la plataforma se calienta durante el procedimiento de formación de imágenes de largo. Sin embargo, no utilizamos la plataforma climatizada en nuestro experimento demostró, ya que sólo tarda de 5 a 15 min. Su controlada por la temperatura del cuerpo que es controlada con un termómetro rectal conectado al interruptor de control de la fisiología.
- Imagen transversal del riñón (Modo B):
- Utilizando MS 250 ultrasonido con frecuencia central de 21 MHz conectared a la activa-puerto, establece el preset aplicación a "General Imaging".
- Con la supina animal sobre la plataforma, la posición de la sonda de ultrasonidos 21 MHz usando el sistema ferroviario, en la línea media de los animales y aislar la aorta. En esta posición, el ángulo de la sonda es de 90 grados con respecto a la línea paraesternal izquierda (eje transversal) (Figura 1A, B).
- Desde esta posición deslice la plataforma con el animal de tal manera que la sonda está ahora en el nivel de la arteria renal (izquierda o la derecha, puede imagen de uno en uno).
- Mediante el uso de las micromanipulador, ver la derecha o la arteria renal izquierda.
- Ajuste el ángulo de la sonda por la inclinación ligeramente a lo largo del eje y de la sonda para obtener una vista completa de riñón en el centro de la pantalla.
- Una vez identificados los puntos de referencia apropiados (pelvis renal, la arteria renal), como se ilustra en la Figura 1C y D, tienda de cine la imagen utilizando la más alta velocidad de fotogramas permitido con la sonda utilizada.
- Imagen transversal de (vista Doppler-color) Riñón:
- Utilizando la tecla Doppler-color en el teclado, activar el color Doppler ventana acústica. Esto ayuda a aislar la arteria renal y la vena renal (Figura 1D). (Color azul indica que el flujo arterial, y el color rojo indica que el flujo venoso).
- Asegúrese de que la profundidad de foco (indicado por la punta de flecha y amarilla en el eje Y) se encuentra en el centro de riñón. Registrar los datos con tienda de cine.
- Asegúrese de registro de los datos en la más alta velocidad de fotogramas posible posible (> 200 cuadros / seg).
- Imagen transversal del riñón (Pulsada de onda o ver PW):
- Haga clic en la tecla PW, mientras que en el modo Doppler-color, para que aparezca una línea indicadora amarilla (volumen de muestra del Doppler de onda pulsada) en la pantalla (Figura 1F).
- Coloque la línea amarilla en la arteria renal, en un ángulo que es paralela a la direccionalidad del flujo a través del vaso mediante el uso de la tecla ángulo PW.
- En este modo, la ventana acústica se divide en secciones superior e inferior.
- Usar el almacén de Cine para capturar la imagen de las formas de onda que indican la velocidad del flujo arterial en sístole y diástole pico.
4. Después de la manipulación de animales Imaging
- Desde el primer día 0 y el día 5, colocar los animales en un área de recuperación limpia (con una toalla de papel limpia sobre la ropa de cama) en posición de decúbito esternal después de la impresión. Tenga en cuenta que manejamos todos los animales con extremo cuidado con el método de "Cola Holding" para los animales agresivos, como los animales recuperarse de la anestesia.
- Durante la recuperación anestésica, mantener la temperatura corporal del animal con un HEA externafuente T y de los signos vitales de los animales monitor con sondas electrofisiológicos hasta que los animales se recupera totalmente de la anestesia.
- Volver recuperó animales a la sala de la vivienda instalación cuando están alerta y activo.
- La eutanasia a todas las ratas de acuerdo con las directrices institucionales en el Día 6 y los riñones de cosecha (véase el paso 4.7) para la evaluación histológica, así como el paso 4.5.
- Recoger la orina de los animales de los tubos de recogida unidos en la jaula metabólica para la prueba de creatinina para evaluar la función renal.
- Realizar una sección de parafina de los riñones de los animales, y llevar a cabo HE (hematoxilina y eosina) tinción para comprobar la nefrotoxicidad (véase el paso 4.7 para más detalles).
- Sacrificio Los animales y Exsanguinate con solución de NaCl 0,9%, seguido por 10% de fijación de formalina tamponada a través del ventrículo izquierdo. Después de desangrado con una solución de NaCl al 0,9%, retire los riñones de rata para la evaluación histológica 16.
- Parafina incrustar secciones de 6 mm para observar el riñón Morpholgía y nefrotoxicidad. Deshidratar tejido renal en 30% de sacarosa en solución salina tamponada con fosfato (PBS) durante 48 horas a 4 ºC. A continuación, fije las secciones en formalina al 10% durante 24-48 horas a 4 ºC.
- A continuación, incrustar el tejido renal en parafina, y almacenar los bloques de parafina de tejido a TA hasta que el corte. Además sección de los bloques de tejido utilizando una máquina de corte de parafina y colocar las secciones en un portaobjetos de vidrio recubierto.
- Deparrafinize la sección y rehidratada y teñido con hematoxilina durante 10 min seguido de eosina para 3 min. Montar las secciones sobre un portaobjetos y se los ha evaluado por un patólogo de roedores.
5. Cálculo y análisis de datos
- Calcula las velocidades máximas arterial renal de las imágenes en color Doppler obtenidos en la etapa 3.2. Seleccione Velocidad Tiempo herramienta Integral (VTI) para rastrear los picos de velocidad sistólica y diastólica.
- Índice Calcular de resistencia (IR) y el Índice pulsátil (PI) con el equations abajo.
RI = (pico de velocidad sistólica final de la velocidad diastólica) / velocidad sistólica pico
PI = (pico de velocidad sistólica-velocidad diastólica final) / velocidad media. - Realizar análisis estadísticos de RI y PI resultados con desviaciones estándar de la media de tres mediciones del ciclo. Para otros parámetros estándar, por favor, consulte los manuales del fabricante para llevar a cabo el análisis de datos usando el software propietario (ver Materiales y equipos de mesa).
Representative Results
Las imágenes que se presentan en este estudio fueron tomadas por un solo operador. Todas las imágenes fueron recolectados a través de una máquina de ultrasonido de alta frecuencia (véase Materiales y equipos de mesa). Todos los datos de imagen fue analizada por un solo investigador. Los resultados mostraron que los animales tratados con cisplatino tenían sCr que van desde 0,5 hasta 2,1 (rango normal <1,1) en el día 6 (Figura 2A). Sin embargo, los estudios histológicos demostraron patrones consistentes de lesiones intersticiales del túbulo aguda en comparación con los animales normales tratados con solución salina.
Utilizando imágenes de ultrasonido de alta resolución para medir los cambios hemodinámicos de los riñones, los datos mostraron que no hubo ningún cambio de la morfología de los animales tratados con NS entre el día 0 y el día 6, mientras que la morfología pulso débil se detectó en animales en el sexto día después del tratamiento Cisplain. El límite superior de RI normal y PI son 0,7 y 1,15, respectivamente, en ratas 17. El uso de los índices antes mencionadas para evaluar hemodinámica cambios en los riñones, lo que demuestra que hay un aumento significativo de RI y PI en los animales tratados con cisplatino en el día 6.
Figura 1. Los ajustes del equipo de ultrasonido para detectar imágenes de riñón en ratas. Ilustraciones gráficas de sistema de imagen con el ajuste de la etapa de los animales (A) y la posición sonda de imagen (B) durante la operación de formación de imágenes ecográficas de riñón de rata. Las imágenes ecográficas muestra obtenida de riñón de rata utilizando los de alta frecuencia, los sistemas de ultrasonido de alta resolución (ver Material andand Tabla Equipo). (CF). Los datos demuestran estructura anatómica clara riñón y el flujo sanguíneo en los vasos renales con información suficiente para su posterior medición de parámetros hemodinámicos y análisis.09fig1large.jpg "target =" _ blank "> Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2. Histología y riñón imágenes ecográficas de ratas en tratamiento con cisplatino. La creatinina sérica (SCR) y estudio histológico presenta el tejido normal del riñón en ratas tratado con el vehículo y la lesión renal tubular proximal severa (flecha amarilla) en ratas tratadas cisplatino (A, B). sCr aumentó ligeramente después del tratamiento de cisplatino, pero se mantuvo dentro de la gama normal (<1,1). Imágenes ecográficas de riñón derecho de ratas en el modo Doppler-color en los días 0, 3, 6 y en el vehículo y las ratas tratadas cisplatino (C); parámetros hemodinámicos, RI y PI, fueron significativas aumentado, evaluada mediante ecografía Doppler-color (D, E). El límite superior de la normalidad RI es 0,7 y 1,15 para el PI. Es importante destacar que, tque por encima de los datos muestra a esos cambios hemodinámicos precedieron a la salida del SCR. medición de la velocidad de onda de pulso muestran un pulso lento y débil (señal de pulso débil, círculo amarillo) después del tratamiento con cisplatino, que se correlaciona con los resultados del estudio histológico. Este fenómeno indica la estenosis de la arteria renal, obstrucción y disfunción renal más. los datos histológicos mostraron lesión renal tubular proximal inducida por fármacos éxito y la evaluación ecográfica mostraron cambios significativos en RI, PI y la velocidad de la onda de pulso utilizando la tecnología Doppler-color. N = 3, *, p <0,05. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Tabla 1. Parámetros hemodinámicos renales de IRA inducida por fármacos
Discussion
En la última década, muchos avances se han producido en la tecnología ecográfica incluyendo el desarrollo de sondas mecánicas de alta frecuencia, que ofrecen datos ecográficos de alta calidad, sensibilidad y precisión. Estas sondas pueden proporcionar aproximadamente 50 micras de resolución axial a una profundidad de penetración de 5 a 12 mm y altas tasas de marco (más de 200 imágenes / segundo), por lo que puede servir como una herramienta robusta para estudiar pequeños animales como las ratas y los ratones 18, 19. Además, también permite recoger imágenes ecográficas en animales sedados o ligeramente conscientes de los signos vitales, en niveles fisiológicos. Además, esta modalidad no invasiva también proporciona la oportunidad para llevar a cabo la evaluación longitudinal de los cambios estructurales y funcionales durante la progresión de la enfermedad, sin sacrificar los animales 19.
En 1959, los Dres. Rusell y Pincel describieron por primera vez las tres reglas "R" (reemplazo, reducción y refinamiento) para elevar awareness de cuestiones éticas en el uso de animales en la investigación. El protocolo propuesto muestra por primera vez que no invasiva ecografía pequeño animal puede utiliza un número mínimo de animales bajo pena menos, sufrimiento o angustia en el estudio Nephorotoxicity. Por lo tanto, es una modalidad eficaz potencial para satisfacer las tres reglas "R" para animales de experimentación.
Muchos estudios ecográficos se han centrado en aplicaciones cardíacas; las evaluaciones de la función renal a menudo se derivan de las mediciones de la función cardiaca en lugar de un estudio directo de los riñones 20-25. Hemos establecido una metodología de formación de imágenes para visualizar los cambios anatómicos y funcionales en los riñones y en tiempo real. Se utilizó un conjunto preseleccionado de ventanas acústicas complementarias, de modo / B en escala de grises y Doppler-color, específicas para la vista del riñón. Se utilizó el RI y los índices de PI para evaluar la relación entre estos índices y los cambios en la función renal en el modelo de la toxicidad inducida por cisplatino.
La novedad en la detección de la nefrotoxicidad inducida por fármacos utilizando la metodología propuesta ecográfica y el protocolo derivado es su temprana detección robusta de los cambios hemodinámicos en caso de lesión renal. Los resultados indican que los intra-renales cambios hemodinámicos vasculares, de hecho, preceden a la creciente SCR. Estos datos como referencia el estándar de oro convencional usando análisis histológico y demuestran que los pequeños animales ecografía es una modalidad no invasiva, sensible y reproducible, que tiene requisito mínimo del uso de animales. Por lo tanto, es una herramienta eficaz para la detección precoz de nefrotoxicidad inducida por fármacos usando el modelo de rata.
Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Depilatory cream | Miltex, Inc. | Surgi-Prep | Apply 24 hours prior to imaging |
| cis-Diamineplatinum(II) dichloride | Sigma | 479306 | To induce acute kidney injury at small animals. |
| Isoflurane | Baxter International Inc. | NDC 10019-773-40 | 2-3% for induction, and 1-1.5 % for maintenance; heart beats will be maintained at above 500 beats per minute |
| High Frequency Ultrasound | FUJIFILM VisualSonics, Inc. | Vevo 2100 | |
| High-frequency Mechanical Transducer | FUJIFILM VisualSonics, Inc. | MS250, MS550D, MS400 |
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