Introduction
Perto de 360 mil pessoas nos Estados Unidos 1 e muitos mais em todo o mundo 2 sofrem um episódio de parada cardíaca súbita a cada ano. As tentativas de restaurar a vida não apenas exigem que a atividade cardíaca ser restabelecida, mas que os danos aos órgãos vitais ser prevenida, minimizado ou revertido. Técnicas de ressuscitação cardiopulmonar atuais produzir uma taxa de reanimação inicial de aproximadamente 30%; no entanto, a sobrevivência à alta hospitalar é de apenas 5% 1. A disfunção miocárdica, disfunção neurológica, inflamação sistêmica, doenças intercorrentes, ou uma combinação destes se conta pós-ressuscitação para a grande proporção de pacientes que morrem apesar de retorno inicial de circulação. Assim, uma maior compreensão da fisiopatologia e da novela de reanimação abordagens subjacentes são urgentemente necessárias para aumentar a taxa de ressuscitação inicial e subsequente sobrevivência com a função do órgão intacto.
Modo de animalls de parada cardíaca desempenham um papel crítico no desenvolvimento de novas terapias de reanimação, fornecendo conhecimentos sobre a fisiopatologia da parada cardíaca e ressuscitação e oferecendo meios práticos para conceituar e testar novas intervenções antes que possam ser testada em seres humanos 3. O modelo de rato de peito fechado ressuscitação cardiopulmonar (CPR) descrito aqui tem desempenhado um papel importante. O modelo foi desenvolvido em 1988 por Irene von Planta - um bolseiro de investigação na época - e seus colaboradores 4 no laboratório do falecido professor Max Harry Weil MD, Ph.D. da Universidade de Ciências da Saúde (rebatizada Rosalind Franklin Universidade de Medicina e Ciência em 2004) e tem sido amplamente utilizada no campo da reanimação predominantemente por companheiros de Professor Weil e seus estagiários.
O modelo simula um episódio de parada cardíaca súbita com ressuscitação tentada por técnicas de RCP convencional e inclui, assim, indutoion de fibrilação ventricular (FV), fornecendo uma corrente elétrica para o endocárdio do ventrículo direito e prestação de CPR peito fechado por um dispositivo de pistão pneumaticamente enquanto concomitantemente entrega de ventilação com pressão positiva com o gás rico em oxigênio. Rescisão do VF é realizado pela entrega transtorácica de choques elétricos. O modelo de rato estabelece um equilíbrio entre os modelos desenvolvidos em animais de grande porte (por exemplo, suínos) e modelos desenvolvidos em animais menores (por exemplo, os ratos) permitindo a exploração de novos conceitos de investigação de uma forma bem padronizado, reprodutível e eficiente, com acesso a um robusto inventário das medições pertinentes. O modelo é particularmente útil nos estágios iniciais de pesquisa para explorar novos conceitos e examinar os efeitos de fatores de confusão antes de realizar estudos em modelos animais maiores, que são mais caros, mas de maior impacto translacional.
A pesquisa Medline para todos os artigos revisados por pares de apresentação, conformemodelo de rato imilar ter VF como o mecanismo de parada cardíaca e alguma forma de reanimação peito fechado revelou um total de 69 estudos originais adicionais utilizando o modelo desde que foi publicado pela primeira vez em 1988 4. As áreas de pesquisa incluem aspectos fisiopatológicos da reanimação 5-17, fatores que influenciam os resultados 18-30, o papel das intervenções farmacológicas que examinam agentes vasoconstritores 31-43, agentes tampão 44, inotrópicos 45, agentes que visam a proteção do miocárdio ou cerebral 46-70, e também os efeitos das células-tronco mesenquimais 71-73.
O modelo e protocolo descrito neste artigo está sendo usado atualmente no Instituto de Ressuscitação. No entanto, existem várias oportunidades para "personalizar" o modelo com base nos recursos disponíveis para os investigadores e os objetivos dos estudos.
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Protocol
NOTA: O protocolo foi aprovado pelo Comitê de Uso e Cuidado Animal Institucional da Rosalind Franklin Universidade de Medicina e Ciência. Todos os procedimentos estavam de acordo com o Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório publicado pelo Conselho Nacional de Pesquisa.
1. Setup Experimental e Anestesia
- Realizar calibrações dos vários sinais que devem ser capturados utilizando um sistema de aquisição de dados (pressões, temperatura, deslocamento do pistão, eletrocardiograma [ECG], capnografia, etc.).
- Esterilizar instrumentos e cateteres (por exemplo, em uma autoclave para instrumentos e esterilizador de óxido de etileno para cateteres) e operar vestida e usando uma máscara, touca e luvas estéreis, se o experimento envolve cirurgia sobrevivência. Limpe os instrumentos cirúrgicos e cateteres, mas não há necessidade de ser estéril para cirurgia não-sobrevivência.
- Prepare os cateteres descrito abaixo e representado na Fifigura 1 para um rato com peso entre 0,45 kg e 0,55 kg.
- Mark um termopar cateter 2F tipo T, tamanho 0,6 milímetros OD (2F), em 3, 5 e 8 cm da ponta com marcador permanente, para avanço para a aorta torácica. Utilize este cateter para medir a temperatura e do débito cardíaco.
- Tubing Cut polietileno, tamanho 0,46 milímetros e 0,91 milímetros ID OD (PE25) ≈ 25 cm de comprimento, um para o avanço na aorta torácica e outro para o avanço para o átrio direito.
- Cortar a extremidade de cada ponta do cateter PE25 para ser inserida dentro do vaso a um ângulo de 90 °.
NOTA: dicas chanfradas em ângulo de 45 ° pode causar perfuração de vasos quando o uso de tubos PE. No entanto, a ponta chanfrada pode ser aparadas para baixo com uma lixa para reduzir a sua nitidez. - Anexe um adaptador de stub luer fêmea de calibre 26 para a extremidade proximal de cada cateter PE25.
- Marque o cateter aórtica em 3, 5 e 8 cm e o cateter atrial direito aos 3, 5, 8, 10 e 12 cm da ponta. Use o aocateter RTIC para medir a pressão aórtica e para coleta de sangue. Use o cateter atrial direita para medir a pressão atrial direita.
- Una cada adaptador luer esboço a um transdutor de pressão equipado com uma torneira de 3 vias.
- Corte a ponta de um cateter venoso 3F poliuretano pediátrica, tamanho 0,6 milímetros ID e 1,0 mm de diâmetro externo (3F), com um ângulo de avanço para dentro do átrio direito 45 °.
- Marcar o cateter jugular externa 3F a 4 cm da ponta. Utilize este cateter para avançar um fio guia para o ventrículo direito para a indução elétrica de VF com a opção posterior de usá-lo para a entrega da droga e coleta de sangue. Anexar uma torneira de 3 vias para o cateter.
NOTA: As marcas feitas no cateteres são para orientação do cirurgião como os cateteres são avançados. A marca a 3 cm sobre os cateteres avançado através dos alertas vasos femorais o cirurgião de um espaço de resistência potencial resultante de os vasos começam a curva em direção à região torácica. A oito centímetros marks catéter na aorta e cateter termopar indicar a ponta é na aorta torácica descendente. A marca de 12 centímetros no cateter atrial direita indica a dica é no átrio direito. Marcas provisórias são guias como os cateteres são avançados. A marca de quatro centímetros no cateter jugular externa direita indica a dica é no átrio direito. - Primeiro cada catéter com solução salina contendo 10 UI / ml de heparina (para garantir a sua desobstrução) e ligar as torneiras correspondentes para a posição fechada.
- Corte um 5F fluorado cânula de etileno propileno, tamanho 1,1 milímetros ID e 1,6 milímetros OD (5F) montado em um estilete, para ser ≈ 8 cm de comprimento, criando uma ponta embotada. Utilize este cânula para o avanço na traqueia colocando sua ≈ Dica 2 cm da carina para ventilação com pressão positiva durante e após a reanimação cardíaca.
NOTA: O estilete de metal da cânula tem de ser dobrado a um ângulo de 145 ° ≈ 3 cm, a ponta para auxiliar no avanço na traqueia.
- Prepare o rato para instrumentação cirúrgica.
- Anestesiar ratos por injecção intraperitoneal de pentobarbital sódico (45 mg / kg). Se necessário, dar doses de reforço (10 mg / kg) por via intravenosa a cada 30 minutos (após estabelecer o acesso vascular) para manter um plano cirúrgico de anestesia.
NOTA: A maioria dos estudos usaram criador aposentado ratos Sprague-Dawley. - Prenda o cabelo das áreas cirúrgicas e áreas onde os choques eléctricos serão entregues; que incluem região torácica dorsal, virilha esquerda e direita, pescoço e face anterior do tórax.
- Administrar 0,02 mg / kg (1 ml / kg) por via subcutânea buprenorfina para analgesia.
- Corrigir o rato em decúbito dorsal em uma placa cirúrgica gravando a frente e pélvicos em um ângulo da linha média de 45 °.
- Áreas de incisão Esfregue com betadine esfoliação seguida de 70% de etanol 3 vezes.
- Aplique uma camada fina de pomada oftálmica antibacteriano para as córneas.
- Insira um ≈ thermistor rectal quatro centímetros no reto e garantir o termistor à placa cirúrgica.
- A manutenção da temperatura corporal central entre 36,5 ° C e 37,5 ° C utilizando uma lâmpada incandescente de aquecimento ao longo da experiência.
- Agulhas lugar ECG por via subcutânea no membro superior direito, deixou membro superior, e do membro posterior direito, e registrar o ECG durante todo o experimento.
- Anestesiar ratos por injecção intraperitoneal de pentobarbital sódico (45 mg / kg). Se necessário, dar doses de reforço (10 mg / kg) por via intravenosa a cada 30 minutos (após estabelecer o acesso vascular) para manter um plano cirúrgico de anestesia.
2. vasculares cânulas
2.1) Esquerda artéria femoral para o avanço do cateter termopar tipo T para a aorta torácica descendente
- Fazer incisão de 2 cm na região inguinal esquerda em um ângulo de 90 ° em relação à sua bosque.
- Expor os vasos femorais e nervo por dissecção romba do tecido conjuntivo circundante usando um par de hemostats.
- Expor a bainha vascular ao redor dos vasos usando uma pinça curvas micro dissecação.
NOTA: Evite a punção ou embarcação ou a nerve. - Viaje com uma pinça de dissecação micro debaixo da artéria femoral, veia e nervo e apoiá-los em um ângulo de 90 ° em relação aos navios. Com ambos os vasos e o nervo suportada, começa a separação da artéria a partir do nervo e veia utilizando outro par de fórceps de dissecação micro curvos.
NOTA: A separação é feita a partir de baixo e paralelo aos vasos para minimizar o risco de lesão dos vasos e nervos. - Reposicionar a pinça de apoio; liberando a coragem de suportar apenas a veia e artéria.
- Passe uma pinça entre a artéria e a veia e separá-los para um comprimento de ≈ de 1 cm.
- Solte a veia isolada das pinças de apoio gentilmente, e permanecer apoiando apenas a artéria.
- Coloque duas seda 3-0 trançadas ligaduras não absorvíveis e uma posição distal e uma proximal ≈ 1 centímetro de distância.
- Aperte firmemente a ligadura distal, enquanto a artéria ainda é suportado usando um cirurgião nó & #160, seguido por dois nós individuais. Aperte a ligadura proximal com nó de um cirurgião solta.
- Fazer uma pequena incisão no recipiente utilizando um par de tesouras de dissecação micro perto da ligadura distal a um ângulo de 60 ° em relação ao vaso de corte cerca de ¼ da sua área de secção transversal da.
NOTA: Uma pequena gota de sangue que emerge a partir dos sinais de corte do lúmen foi alcançado. - Gotejamento salina heparinizada para o recipiente para permitir a inserção suave do cateter.
NOTA: Uma a duas gotas de solução de lidocaína a 1% pode também ser usado para prevenir espasmos nos vasos. - Insira uma agulha de calibre 22 - cuja ponta tem sido costume dobrados em um ângulo de 70 ° e embotada com uma lixa (ie, introdutor) - na abertura navio enquanto puxa a ligadura distal com as hemostats para estabilizar o navio.
- Levante o introdutor suavemente para expor o lúmen e orientar o cateter termopar tipo T sob o introdutor, removendouma vez que a ponta do cateter ter sido inserido.
- Segure o cateter no lugar com uma mão, enquanto acomoda o outro lado em uma posição confortável para avançar o cateter.
- Fechar a pinça de suporte e movê-los distalmente quando o cateter é avançado.
NOTA: Se qualquer encontrar resistência ao avançar do cateter; parar, puxar para trás e inserir em um ângulo alternativa. - Avançar o cateter até a marca de 8 cm, para posicionar sua ponta na aorta torácica descendente.
- Prenda o cateter ao navio, por apertar a ligadura proximal e acrescentando dois nós individuais adicionais.
NOTA: nós seguros apertados o suficiente para evitar o sangramento ao redor do cateter e deslocamento acidental; Ainda, solto o suficiente para permitir o movimento para trás e para a frente para o reposicionamento, se necessário. - Remover os fórceps e os hemostáticos suavemente.
2.2) Esquerda veia femoral para o avanço do cateter PE25 para o átrio direito
- Elevador tele artéria femoral já canulada com o termopar cateter tipo T, puxando suavemente em cima da ligadura e expondo a veia femoral adjacente.
- Viagem sob a veia usando uma pinça e abri-los para sustentar a veia.
- Siga os passos 2.1.8 através de 2.1.18, mas o avanço do cateter (em vez do tipo T termopares) PE25 à marca de 12 cm, para posicionar sua ponta junto ao átrio direito.
- Verifique sangue pode ser retirado através do cateter para confirmar a sua posição sem obstrução intraluminal e limpar o cateter com 0,2 ml de solução salina heparinizada.
- Feche a incisão cirúrgica com nó de um único cirurgião.
2.3) A artéria femoral direita para o avanço do cateter PE25 na aorta torácica descendente
- Siga os passos 2.1.1 através de 2.1.18, mas o avanço do cateter PE25 para a marca de 8 centímetros para posicionar sua ponta na aorta torácica descendente.
- Repita os passos 2.2.4 e 2.2.5.
2.4) da veia jugular externa direita para o avanço do cateter venoso pediátrica 3F poliuretano para o átrio direito
- Adicione de 1,5 cm de comprimento incisão começando na base do pescoço, com 1 cm para a direita da traqueia, que terminam logo abaixo da tiróide.
Nota: Evite ferir ou expondo a glândula tireóide. - Suavemente dissecar tecido conjuntivo circundante, através de um par de pinças hemostáticas para expor a veia jugular externa.
- Viagem sob a veia usando uma pinça e abri-los para sustentar a veia.
- Repita os passos 2.1.8 através de 2.1.18 para cateterização da veia, mas o avanço do cateter 3F para a marca de 4 centímetros posicionar sua ponta no átrio direito.
- Repita o passo 2.2.4.
- Tampe o cateter com a torneira de 3 vias e transformá-lo para a posição fechada.
3. intubação traqueal
3.1) A exposição traqueal
- Expanda a incisão no pescoço previamente realizada em direção à linha média utilizando hemostats.
- Diss ect com hemostats e pinças utilizando a técnica sem corte a parte esterno, esternotireóideo e mastóide dos músculos cleidocephalic para expor a traqueia e segurá-la expostos usando um espalhador de tecido.
3.2) intubação traqueal
- Puxe a língua para fora para esticar as vias aéreas. Avançar o cateter 5F (ie, cânula traqueal) montado no estilete. Segure firmemente a cânula ao avançar com a ponta para cima e com antecedência que pretendem entrar via aérea superior, cordas vocais e traquéia.
- Trans-visualização da cânula traqueal à medida que avança para a orientação para a posição adequada.
- Remover o estilete a partir da cânula e colocar um adaptador de infravermelhos analisador de CO 2 para a extremidade distai da cânula.
- Confirme a intubação traqueal com sucesso por reconhecer a forma de onda capnográfica característica, ou seja, CO 2 das vias aéreas durante a expiração aumentando e diminuindo durante a inspiração.
- Complete a instrumentação cirúrgica e ligação dos vários cateteres, cânulas e ECG leva através de seus correspondentes transdutores e condicionadores de sinal de um sistema de aquisição de dados, e confirmar a estabilidade hemodinâmica com base em meaurements saída e pressão arterial cardíacas e estabilidade metabólica (aconselhável), medindo sangue gases e os níveis de lactato.
NOTA: O débito cardíaco é medido por análise de computador da curva de termodiluição gravado na aorta torácica descendente através do termopar 200 ul após injecção em bolus de 0,9% de NaCl, à temperatura ambiente para dentro do átrio direito. - Definir os valores de referência da linha de base específicas para os vários parâmetros de interesse; que pode variar depende da cepa de ratos, sexo e peso. Da linha de base e de referência pós-reanimação valores de uma experiência representativa, utilizando o modelo de rato aqui descritas são listadas na Tabela 1.
5. Protocolo Experimental
5.1) A indução de fibrilação ventricular (FV)
- Inserir uma agulha subcutânea na parede abdominal do rato ligado ao pólo negativo de um 60 Hz, corrente (AC) do gerador (0 a 12 mA), alternando. Evitar o avanço da agulha além do tecido subcutâneo para dentro da cavidade abdominal para evitar lesão inadvertida dos órgãos internos.
- Anexar uma extremidade de um precurved 0,38 milímetros OD e 40 cm de comprimento de fio guia (através de um conector de fio) para o pólo positivo do gerador de corrente alternada. Certifique-se de que a polaridade não é revertida; caso contrário VF não pode ser induzida.
- Retire a torneira de 3 vias do cateter de poliuretano 3F inserido na veia jugular externa direita e avançar a ponta mais macia do fio-guia cerca de 7 centímetros que desejam entrar no ventrículo direito durante a monitorização do ECG e da pressão aórtica.
NOTA: A colocação correta do fio-guia será sugerido por Ventr ectópicabatimentos icular observada no ECG e pressão aórtica. - Ligue o gerador de corrente alternada de 60 Hz e, gradualmente, aumentar a corrente enquanto a monitorizar a pressão aórtica.
NOTA: A corrente de 2,0 mA é tipicamente suficiente para induzir VF mas varia dependente localização do fio de guia em relação ao ventrículo direito. Pequenos ajustes para o local de ponta pode ser necessária para induzir VF nos níveis atuais inferiores. - Confirmar a indução de fibrilação ventricular, documentando (1) cessação de pulsações da aorta e decaimento exponencial da pressão aórtica para ≈ 20 mm Hg ≈ dentro de 5 segundos, (2) aparecimento de actividade eléctrica desorganizada no ECG, como mostrado na Figura 2.
- Manter a corrente de forma ininterrupta durante 3 minutos, reduzindo a intensidade depois do primeiro minuto a cerca de metade do nível necessário para induzir VF.
- Vire o atual off após 3 min e documento que VF continua sem a necessidade de aplicar atual.
NOTA: Os corações pequenos desfibrilar espontaneamentedado um comprimento de curto-circuito em que o bordo de ataque da frente fibrilatório chega ao fim à direita no período refratário opõe reentrada. Só depois de um período de isquemia do miocárdio;. Isto é, 3 minutos, o suficiente para reduzir a velocidade de condução para permitir a reentrada é que as PV torna-se auto-sustentado, tal como mostrado na Figura 2. - Remover o fio de guia, re-cap o cateter jugular com a torneira de 3 vias, remover a agulha do solo, e VF para permitir continuar espontaneamente durante a duração do protocolo desejo antes de iniciar as intervenções de reanimação (isto é, 4 a 15 min, com base no publicado estudos).
5.2) As compressões torácicas e ventilação com pressão positiva
NOTA: O compressor peito destaque nesta publicação é um dispositivo pistão-feito-pneumaticamente e controlado eletronicamente. O ventilador é um dispositivo comercialmente disponível.
- Use o tempo de não tratada VF para as ações descritas below; embora possam ser realizadas antes de induzir a VF.
- Marque a caixa de 2,8 centímetros e 4,2 cm da base do apêndice xifóide. A área ideal para iniciar as compressões torácicas é tipicamente encontrada entre estas duas marcas.
- Aplique gel condutor para uma pá de desfibrilação e deslize-o debaixo do peito do rato, garantindo o remo para a placa cirúrgica.
- Posicione o pistão do compressor peito entre as duas marcas no peito ligeiramente tocando o peito.
- Defina o compressor para entregar 200 compressões por minuto e definir o deslocamento do pistão inicial a 0 mm.
NOTA: A taxa de compressão é apropriado para um pequeno animal com um ritmo cardíaco espontâneo de 350 min-1, mas pode ser variada como a taxa de compressão óptima para o modelo de ratazana não foi definida. - Defina o ventilador a 25 min -1 entregar um volume corrente de 6 ml / kg e uma fração inspirada de oxigênio (FiO 2) de 1,0 unsynchronized ao peito compression.
- Fixe o tubo do ventilador (que termina em um adaptador em Y que liga o inspiratório e expiratório) para a saída cânula traqueal interposto o adaptador analisador infravermelho CO 2.
- Ligue o ventilador e começar a compressão torácica, aumentando gradualmente a profundidade de compressão de 0 mm a 10 mm durante o primeiro minuto. Mova ligeiramente o pistão sidewise e rostrocaudal buscando encontrar uma posição que rende a pressão diastólica aórtica mais alto (ou seja, a pressão entre as compressões) para uma determinada profundidade de compressão.
NOTA: O aumento gradual na profundidade de compressão é exclusivo para o Instituto de Ressuscitação; a maioria dos investigadores começar com a profundidade de compressão máxima. - Continuar a aumentar a profundidade de compressão durante a segunda hora até uma pressão diastólica da aorta de atingir o alvo.
NOTA: A pressão diastólica da aorta alvo de 24 mm Hg ou superior origina uma pressão de perfusão coronária de 20 mm Hg ou mais depois de subtrair opressão diastólica atrial direita; correspondente ao limiar resuscitability para este modelo de rato 4. A pressão diastólica aórtica alvo - que pode exceder o limite resuscitability - deve ser decidido pelo investigador com base no objetivo do estudo. No entanto, não é aconselhável ultrapassar uma profundidade de compressão de 17 mm, para evitar lesões à parede torácica e dos órgãos intratorácicos. - Manter as compressões torácicas para a duração desejada antes de tentar a desfibrilação.
NOTA: Seis minutos de compressão torácica parece ser o mínimo necessário para criar condições favoráveis para a desfibrilação do miocárdio bem sucedido 26. No entanto, com o aumento da duração, a eficácia hemodinâmica de peito quedas de compressão e a maioria dos trabalhos usam uma duração que varia de 6 a 10 min.
5.3) Desfibrilação
- Use um desfibrilador bifásico comercialmente disponível com capacidade para desfibrilação interna com uma partidaenergia entregue de 5 J, equipado com pás customizadas para o rato.
- Aplique gel condutor para o remo desfibrilação.
- Carregue o desfibrilador imediatamente antes de completar o período pré-determinado de compressões torácicas.
- Interromper compressão torácica e verificar o coração permanece em VF examinar o ECG.
- Entregar-se a dois choques elétricos de 5 J cada toda a parede do tórax cinco segundo apart se VF está presente e observar para o retorno de um ECG eletricamente organizada com pulsos de aorta e uma pressão aórtica média ≥25 mm Hg.
- Retomar as compressões torácicas por mais 30 segundos ou 60 segundos (contingentes no protocolo específico) se a pressão aórtica média é de <25 mm Hg, independentemente do ritmo elétrico.
- Repita os passos de 5.3.4 para 5.3.6 para até 5 vezes contingentes no protocolo específico, mas a escalada da energia de desfibrilação a 7 J se as iniciais 5 choques J não conseguir terminar VF. A Figura 3 representa a desfibrilação próprotocolo utilizado no Instituto de reanimação e A Figura 4 ilustra uma experiência representativa durante a fase de desfibrilhação.
- Entregar choques elétricos somente quando VF está presente; caso contrário, retomar a compressão torácica sem precedente choques elétricos e assumir o coração está em atividade elétrica sem pulso ou assistolia.
- Determinar o resultado de reanimação no final dos ciclos de desfibrilação de compressão (Figura 3).
5.4) pós-ressuscitação
- Aumentar a taxa de ventilação de 25 min -1 a 60 min -1 após o retorno da circulação espontânea e abaixar a FiO 2 1,0-0,5 após 15 min da circulação espontânea.
- Entregar um choque elétrico na mesma energia do último choque se VF repete. No entanto, tipicamente VF reverte espontaneamente para o ritmo sinusal dentro de alguns segundos.
NOTA: VF recorrência pode ocorrer como parte de arritmias de reperfusão em breveapós o retorno da circulação espontânea, mas raramente além de 15 min. - Observe o animal de acordo com o protocolo pós-reanimação específico decidido pelo investigador; tipicamente 180 a 240 min em experiências aguda sem a recuperação da anestesia antes de eutanásia. A linha do tempo de um ensaio agudo típico é mostrado na Figura 5.
- Execute necropsia em experimentos agudos para documentar posição de cateteres e lesão de órgãos internos que pode render uma experiência válida.
- Remova todos os cateteres, ligadura dos vasos, e fechar as feridas com grampos de metal e siga os passos listados abaixo em experiências de sobrevivência.
- Extubar do animal, desde que seja capaz de respirar espontaneamente.
- Retorne o animal para uma gaiola limpa após a recuperação da anestesia evidenciado por completo e sem ajuda de auto-alinhamento de decúbito dorsal.
- Injectar aquecida 0,9% de NaCl (1 ml / 100 g de peso corporal) por via intraperitoneal para reduzir o risco de hipotermia e dehydration.
- Administrar uma dose subcutânea de meloxicam (2 mg / kg) por via subcutânea a quatro horas após a dose de analgésico seguido por um / kg dose subcutânea de 1 mg uma vez por dia, durante até 72 horas.
- Casa do animal sozinho com enriquecimento de até 48 horas, para a recuperação mais segura e usar o procedimento operacional padrão institucional para cuidados pós-operatórios e acompanhamento.
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Representative Results
O modelo de rato aqui descrito foi recentemente utilizado para comparar os efeitos de dois inibidores do trocador isoform sarcolemal sódio-hidrogênio 1 (NHE-1) sobre a função miocárdica e hemodinâmica durante a compressão torácica e pós-ressuscitação 61. Foi previamente relatado que NHE-1 inibidores de atenuar a lesão de reperfusão do miocárdio, limitando cytosolic induzida por sobrecarga de sódio e de cálcio mitocondrial e, assim, ajudar a preservar a distensibilidade ventricular esquerda durante a compressão torácica e atenuar a disfunção miocárdica pós-ressuscitação 12. Neste estudo, o inibidor de NHE-1 cariporide (1 mg / kg), que tinha sido investigados extensivamente no passado, foi comparado com o composto mais recente AVE4454B (1 mg / kg) e veículo de controlo em três grupos de 10 ratos cada, todos submetidos a 10 min de não tratada VF seguido por 8 min de compressão torácica antes de entregar choques elétricos. De qualquer controle composto ou veículo foi randomizado para administração emátrio direito imediatamente antes de iniciar a compressão torácica com os investigadores cegar para a atribuição. Os efeitos dos inibidores de NHE-1 foram analisadas individualmente e combinados (isto é, contra controlo). Como mostrado na Figura 6, a inibição de NHE-1 permitiu atingir uma pressão diastólica da aorta predefinido (entre 26 mm de Hg e 28 mm de Hg) com uma menor profundidade de compressão de acordo com a preservação da distensibilidade ventricular esquerda. Quando a pressão de perfusão coronária foi indexada para a profundidade de compressão (rácio / Profundidade CPP) - um índice de distensibilidade ventricular esquerda - apenas ratos tratados com cariporide atingido significância estatística. Pós-ressuscitação, ambos os compostos melhorados disfunção miocárdica e este efeito foi associado com maior sobrevida, como mostrado na Figura 7. Concluiu-se com base neste estudo que cariporide é mais eficaz do que AVE4454B para reanimação de parada cardíaca neste modelo de rato.
Figura 1: Rat Instrumentação. Entrega esquemática do modelo de rato da VF e reanimação de tórax fechado ilustrando as várias instrumentações e dispositivos usados no modelo para induzir VF e reanimação cardíaca. AC atual = alternada, ECG = eletrocardiograma.
Figura 2: Indução Representante da Fibrilação Ventricular. Experiência que descreve o ECG e a pressão aórtica na linha de base 6 min antes da indução de VF, no início do fornecimento de corrente alternada de 60 Hz para induzir VF, e depois de ligar a corrente fora 3 min mais tarde. A entrega atual normalmente máscaras a forma de onda VF sobreposição de uma forma de onda de 60 Hz, o que não é mais visto depois de desligar os Current, documentando sustentada VF.
Figura 3: Desfibrilação protocolo. Algoritmo utilizado para orientar quando a entregar os choques eléctricos e quando a retomar a compressão torácica (CC) com base no ritmo cardíaco corrente e do nível de pressão aórtica média (MAP). VF = fibrilação ventricular, CHOQUE = aplicação de choques elétricos. Os resultados possíveis de reanimação incluem: (1) ROSC, o retorno da circulação espontânea definida como uma MAP ≥40 mm Hg com duração> 5 min; (2) ROCA, retorno da atividade cardíaca definida como um ritmo organizado, com uma pressão de pulso aórtica ≥5 mm Hg mas MAP <40 mm Hg; (3) refractário VF, definida como a persistência de VF após a conclusão do ciclo de 5 °; (4) PEA, atividade elétrica sem pulso definido como uma atividade elétrica cardíaca organizado com uma pressão de pulso aórtica <5 milímetrosHg; e (5) assistolia, definida como a ausência de atividade cardíaca elétrica e mecânica.
Figura 4: Representante Desfibrilação protocolo. Experiência que descreve o ECG, a pressão aórtica, e o deslocamento do pistão (profundidade) no final da compressão torácica e um ciclo adicional. São mostrados os efeitos da compressão torácica (CC) sobre a pressão aórtica, enquanto o coração está em VF seguido por uma pausa na compressão torácica para entregar o choque elétrico inicial. O choque encerrado VF mas resultou em atividade cardíaca fraco incapaz de sustentar a pressão aórtica média ≥25 mm Hg solicitando retomada da compressão torácica, desta vez dando um pulsátil significa aórtica pressão> 25 mm Hg que rapidamente aumentou para> 40 mm Hg consistente com retorno da circulação espontânea (ROSC).
Figura 5: Timeline Experimental. Timeline de uma experiência com o rato aguda típica mostrando intervenções e medidas. Ao = aorta, BG = gases sanguíneos, Co-Ox = co-oximetria, ECG = eletrocardiograma, FiO 2 = fração inspirada de oxigênio, Lac = lactato, RA = átrio direito.
Figura 6: Efeito de inibidores de NHE-1 em Eficiência RCP. A profundidade de compressão torácica (profundidade) e a relação entre a pressão de perfusão coronária e profundidade de compressão (CPP / Profundidade) comparando a solução de controlo (C) com AVE4454B (AVE) e cariporide (CRP) antes da compressão no peito. Nhcl = AVE e grupos de PCR combinada. Gráficos de linhas retratam Profundidade e CPP / Profundidade todo compressão torácica comparando Nhcl (o) com os controles (●). Os números em braquetes denotar restantes ratos em fibrilação ventricular. Os gráficos de barras representam as mesmas variáveis no último min de compressão torácica. Os valores são médias ± SEM. † p <0,01, ‡ p <0,001 vs controlo pelo teste t de Student, p <0,01, p <0,001 vs controlo por ANOVA de um factor utilizando o teste de Holm-Sidak para múltiplas comparações p <0,05 vs controlo por ANOVA one-way pelo teste de Dunn para comparações múltiplas (Este valor foi modificado a partir Radhakrishnan et al. 61).
Figura 7: Efeito de inibidores de NHE-1 sobre a sobrevivência. As curvas de Kaplan-Meier, em ratos que receberam cariporide (PCR), AVE4454B (AVE) ou solução de controle de veículo. Mostrado à esquerda são curvas de sobrevivência para todos os ratos e em apenas aqueles que tinham o direito return da circulação espontânea (ROSC). Gráficos superiores retratam sobrevivência para a intervenções individuais e gráficos de fundo de sobrevivência para os grupos de AVE e PCR combinados (Nhcl) p <0,01 vs controle por análise Gehan-Breslow, pelo teste de Holm-Sidak para comparações múltiplas.; † p = 0,01 vs controle por análise Gehan-Breslow (Este valor foi modificado a partir Radhakrishnan et al. 61).
| Variáveis | Linha de Base | Post-Resuscitation | ||
| -5 Min | 60 min | 120 min | 180 min | |
| Temperatura (° C) | 36,9 ± 0,3 [12] | 36,9 ± 0,4 [6] | 37,0 ± 0,6 [5] | |
| HR (min-1) | 379 ± 30 | 334 ± 27 | 346 ± 21 | 370 ± 35 |
| Débito Cardíaco (ml / min) | 87 ± 13 | 48 ± 11 | 33 ± 11 | 30 ± 10 |
| Índice cardíaco (ml / kg ∙ min -1) | 175 ± 28 | 93 ± 22 | 65 ± 20 | 58 ± 19 |
| Ao Sysolic Pressão (mm Hg) | 162 ± 15 | 108 ± 19 | 107 ± 24 | 102 ± 20 |
| Ao pressão diastólica (mmHg) | 130 ± 13 | 84 ± 13 | 86 ± 21 | 82 ± 16 |
| Ao Média Pressão (mm Hg) | 141 ± 13 | 92 ± 15 | 93 ± 22 | 89 ± 17 |
| RA Média Pressão (mm Hg) | 0 ± 1 | 2 ± 1 | 2 ± 2 | 1 ± 2 |
| Expirado CO 2 (mmHg) | 37 ± 10 | 34 ± 14 | 24 ± 16 | 24 ± 17 |
| pH, Aorta (unidade) | 7,40 ± 0,04 | 7,28 ± 0,11 | 7,36 ± 0,10 | 7,34 ± 0,08 |
| Lactato, Aorta (mmol / L) | 0,56 ± 0,32 | 5,68 ± 2,64 | 3,24 ± 1,63 | 3,38 ± 2,15 |
| PO 2, Aorta (mmHg) | 84 ± 8 | 178 ± 18 206 ± 9 | 206 ± 25 | |
| PCO 2, Aorta (mmHg) | 40 ± 6 | 30 ± 11 | 29 ± 9 | 24 ± 10 |
Tabela 1: Representante Hemodinâmica e Valores metabólica. Os valores de base foram obtidos em 12 machos reprodutores retirou ratos Sprague-Dawley, após a conclusão da instrumentação cirúrgica e antes da indução de fibrilação ventricular. Os valores seguintes foram obtidos aos 60, 120, e 180 minutos após a reanimação. Os números entre parênteses indicam os ratos que permaneceram vivos no intervalo pós-reanimação. Os dados são apresentados como média ± DP. Ao = aorta, HR = freqüência cardíaca, RA = right atrial.
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Discussion
Passos críticos no protocolo
Há passos críticos no protocolo. Quando dominado, a preparação e protocolo proceda como sucintamente descrito abaixo. A preparação cirúrgica é célere, avançando rapidamente cateteres através de pequenas incisões provocando espasmos mínimo ou nenhum navio e posicionando as pontas dos cateteres como pretendido, seguido de intubação traqueal com sucesso após uma única ou poucas tentativa (s); assim, completando a preparação em ≈ 90 min a partir da dose inicial de pentobarbital a indução de fibrilação ventricular com as medições da linha de base dentro de valores de referência (Quadro 1). VF é electricamente induzida em todos os casos levando a sustentada VF espontaneamente após 3 minutos de estimulação eléctrica ininterrupta em> 95% dos casos. Durante a compressão torácica, uma pressão diastólica aórtica ≥24 mm Hg e de final de corrente CO 2 ≥10 mm Hg é gerado sem exceder uma profundidade de compressão de 17 milímetrosprofundidade e sem ferir órgãos intratorácicos. Implementação de um protocolo de desfibrilhação (por exemplo, como mostrado na Figura 3) ocorre com facilidade e com <5 seg interrupções em compressão torácica. Por fim, o retorno da circulação espontânea ocorre em> 60% dos experimentos usando o presente protocolo ou similares que levam a disfunção miocárdica pós-ressuscitação com um 240 min sobrevivência> 40% e anormalidades metabólicas indicativos do défice sistêmica de oxigênio que ocorre durante a parada cardíaca e inverte na fase de pós-reanimação nos sobreviventes, como mostra a Tabela 1.
Modificações e solução de problemas
O modelo é altamente versátil, permitindo adaptações relativamente simples de cumprir os objectivos de investigação específicos. Recentemente, a utilização de tubos de tamanho PE25 PE50 foi considerado preferível ao tubo de tamanho, que tem sido utilizado no passado por outros investigadores, e verificou-se mais fácil para avançarem posição adequada, sem comprometer a fidelidade das medidas de pressão. O ventrículo esquerdo pode se cateterização da artéria carótida para avaliar a função ventricular esquerda 34,61 ou para injetar microesferas para medir sangue órgão regional de fluxo 6,55. A traquéia pode ser canulada diretamente via traqueostomia em vez da fase oral - mais desafiador - técnica apresentado neste artigo, especialmente em experimentos agudos sem a recuperação da anestesia. Outras abordagens para induzir PV foram descritos incluindo transcutânea epicárdio estimulação eléctrica 74, fornecimento da corrente à entrada da veia cava superior no coração 75, e estimulação eléctrica do esófago utilizando um eléctrodo de estimulação 76. O método de compressão torácica pode ser variada, iniciando compressão na profundidade máxima, usando apoios laterais, comprimindo a outras taxas e ciclos de trabalho, e também usando o manual instea técnicad de um dispositivo de êmbolo. A ventilação também pode ser variada; a descrição original utilizada uma taxa ventilatória de 100 min -1 sincronizado 1: 2 a compressões Considerando que o actual modelo usa uma taxa ventilatória de 25 min -1 unsynchronized para compressões; coerentes com as reduzidas exigências ventilatórios de CPR 77 e recomendações clínicas atuais contra parando por compressões depois de ter estabelecido uma via aérea segura. A ventilação também pode ser passivo e promovido pela compressão torácica, desde as vias aéreas estão patentes 20 ou evitado durante a administração de oxigênio diretamente na traquéia 25. Se um experimento requer a remoção de grandes quantidades de parente de sangue para o volume de sangue do animal [BV (ml) = 0,06 x peso corporal (g) + 0,77] 78, por exemplo, para a coleta de sangue para determinação do fluxo sanguíneo órgão com microesferas de 6,55 ou para medição repetitiva de analitos de sangue, o sangue pode ser transfundido a partir de um rato doador da mesma colony 6,55. Técnicas analíticas atuais, no entanto, permitir a determinação de múltiplos analitos em amostras pequenas e administração de quantidades equivalentes de outra solução intravascular aceito soro fisiológico ou compensa pequenas perdas de sangue. O modelo também pode ser utilizado para estudar a asfixia como o mecanismo de parada 9, que é tipicamente realizada através da indução de bloqueio neuromuscular e a oclusão da via aérea.
Limitações da técnica
O modelo não tem doença arterial coronariana subjacente e é tecnicamente difícil para induzir agudamente oclusão da artéria coronária; condições mais comumente associado com parada cardíaca súbita em seres humanos. A necessidade de manter a corrente para induzir VF não é ideal e suscita preocupações de potencial prejuízo para o miocárdio. Lesão térmica Com efeito menor no local de entrega actual foi reconhecido no estudo original, e notar-se que poderia ser minimizado, reduzindo oatual para o requisito mínimo durante o intervalo de 3 min precisava induzida auto-sustentada VF 4. Além disso, a corrente eléctrica inadvertidamente desencadeia a contracção do músculo esquelético, o que poderia contribuir para a produção de ácido láctico. A fisiologia ciclismo cálcio do coração de rato em comparação com outros mamíferos é menos dependente do permutador de sódio-cálcio 79, e interpretação de terapias relacionadas deverá considerar este aspecto da fisiologia cardíaco de rato. A taxa de compressão e ventilação excede usado em humanos se opõem a extrapolação directa dos resultados relacionados. Os efeitos da anestesia 80, incluindo celulares efeitos protetores 81 devem ser considerados na interpretação de dados, embora não seja claro que as conclusões Ofuscação pentobarbital comparação com anestésicos inalatórios que têm efeitos cardioprotetores 81. A maioria dos estudos relatados na literatura têm sido realizados em ratos machos destinadas a minimizar possível expefatores de confusão rimental decorrentes de um calendário diferente dentro do ciclo estral. É necessário mais trabalho para avaliar os efeitos do gênero na fisiologia reanimação e resultados. Outra limitação importante é a reduzida disponibilidade de ratos geneticamente modificadas em relação a ratinhos tendo de recorrer a engenharia genética personalizado ou manipulação genética de animais adultos através da introdução de material genético (por exemplo, vectores virais e oligonucleótidos anti-sentido).
Significância da técnica no que diz respeito a métodos alternativos existentes /
O modelo é o mais adequado para explorar novos conceitos, novas intervenções, e para desafiar paradigmas existentes, como parte de uma estratégia maior de translação que, eventualmente, inclui estudos focados em modelos animais maiores, como porcos, antes de testes em humanos. Estudos em animais menores (por exemplo, ratos) são complicados por dificuldades em induzir VF, instrumentat cirúrgico limitadoion, e o volume de sangue pequena que impede uma análise de sangue repetitivo.
As aplicações futuras ou direções Depois de dominar esta técnica
O modelo de rato foi originalmente desenvolvido para simular vários aspectos da CPR humano após a parada cardíaca súbita. Conforme destacado na introdução, o modelo tem sido utilizado por pesquisadores de abordar vários aspectos de ressuscitação cardíaca, incluindo a sua fisiologia, determinante convencional de resultados, e principalmente os efeitos de intervenções terapêuticas estabelecidos e inovadores como mencionados neste artigo. O Instituto de Ressuscitação espera que o leitor a se inspirar e usar o modelo para abordar as muitas perguntas na pesquisa de reanimação que necessitam ser mais exploradas dado os resultados desapontadores, com métodos de reanimação atuais.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Sodium pentobarbital | Sigma Aldrich | P3761 | http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/p3761?lang=en®ion=US |
| Rectal thermistor | BIOPAC Systems, INC | TSD202A | http://www.biopac.com/fast-response-thermistor |
| Needle electrode biopolar concentric 25 mm TP | BIOPAC Systems, INC | EL451 | http://www.biopac.com/needle-electrode-concentric-25mm |
| PE25 polyethylene tubing | Solomon Scientific | BPE-T25 | http://www.solsci.com/products/polyethylene-pe-tubing |
| 26GA female luer stub adapter | Access Technologies | LSA-26 | http://www.norfolkaccess.com/needles.html |
| Stopcocks with luer connections; 3-way; male lock, non-sterile | Cole-Parmer | UX-30600-02 | http://www.coleparmer.com/Product/Large_bore_3_way _male_lock_stopcocks _10_pack_Non_sterile/EW-30600-23 |
| TruWave disposable pressure transducer | Edwards Lifesciences | PX600I | http://www.edwards.com/products/pressuremonitoring/Pages/truwavemodels.aspx?truwave=1 |
| Type-T thermocouple | Physitemp Instruments | IT-18 | http://www.physitemp.com/products/probesandwire/flexprobes.html |
| Central venous pediatric catheter | Cook Medical | C-PUM-301J | https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_pum1lp_webds |
| Abbocath-T subclavian I.V. catheter (14 g x 5 1/2") | Hospira | 453527 | http://www.hospira.com/products_and_services/iv_sets/045350427 |
| Novametrix Medical Systems, Infrared CO2 monitor | Soma Technology, Inc. | 7100 CO2SMO | http://www.somatechnology.com/MedicalProducts/novametrix_respironics_co2smo_ 7100.asp |
| Harvard Model 683 small animal ventilator | Harvard Apparatus | 555282 | http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_44453_-1_ HAI_ProductDetail_N_37322_37323 |
| Double-flexible tipped wire guides | Cook Medical | C-DOC-15-40-0-2 | https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_doc_webds |
| High accuracy AC LVDT displacement sensor | Omega Engineering | LD320-25 | http://www.omega.com/pptst/LD320.html |
| HeartStart XL defibrillator/monitor | Phillips Medical Systems | M4735A | http://www.healthcare.philips.com/main/products/resuscitation/products/xl/ |
| Graefe micro dissection forceps 4 inches | Roboz | RS-5135 | http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5135 |
| Graefe micro dissection forceps 4 inches with teeth | Roboz | RS-5157 | http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5157 |
| Extra fine micro dissection scissors 4 inches | Roboz | RS-5882 | http://shopping.roboz.com/micro-scissors-micro-forceps-groups/micro-dissecting-scissors/Micro-Dissecting-Scissors-4-Straight-Sharp-Sharp |
| Heiss tissue retractor | Fine Science Tools | 17011-10 | http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=321&CategoryId=134& lang=en-US |
| Crile curve tip hemostats | Fine Science Tools | 13005-14 | http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=372 |
| Visistat skin stapler | Teleflex Incorporated | 528135 | http://www.teleflexsurgicalcatalog.com/weck/products/9936 |
| Braided silk suture, 3-0 | Harvard Apparatus | 517706 | http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_43051_-1_ HAI_ProductDetail_N_37916_37936 |
| Betadine solution | Butler Schein | 3660 | https://www.henryscheinvet.com/ |
| Sterile saline, 250 ml bags | Fisher | 50-700-069 | http://www.fishersci.com/ecomm/servlet/itemdetail?catnum=50700069&storeId=10652 |
| Heparin sodium injection, USP | Fresenius Kabi | 504201 | http://fkusa-products-catalog.com/files/assets/basic-html/page25.html |
| Loxicom (meloxicam) | Butler Schein | 045-321 | https://www.henryscheinvet.com/ |
| Thermodilution cardiac output computer for small animals | N/A | N/A | Custom-developed at the Resuscitation Institute using National Instruments hardware and LabVIEW software |
| Analog-to-digital data acquisition and analysis system | N/A | N/A | Custom-developed at the Resuscitation Institute using National Instruments hardware and LabVIEW software |
| Pneumatically-driven and electronically controlled piston device for chest compression in small animals | N/A | N/A | Custom-developed at the Weil Institute of Critical Care Medicine |
| 60 Hz alternating current generator | N/A | N/A | Custom-developed at the Weil Institute of Critical Care Medicine |
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