Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Analyse des modifications d'expression génique dans l'hippocampe de rat après stimulation cérébrale profonde de l'antérieur thalamique Nucleus

Published: March 8, 2015 doi: 10.3791/52457
Automatic Translation
1, 2, 1
1Department of Neurosurgery, Brigham & Women's Hospital, Harvard Medical School, 2Division of Brain Sciences, Department of Medicine, Imperial College London

Abstract

La stimulation cérébrale profonde (DBS) chirurgie, en ciblant différentes régions du cerveau telles que les noyaux gris centraux, le thalamus, et les régions sous-thalamique, est un traitement efficace pour plusieurs troubles du mouvement qui ne ont pas répondu au médicament. Les progrès récents dans le domaine de la chirurgie DBS a commencé à étendre l'application de cette technique chirurgicale à d'autres conditions aussi diverses que l'obésité morbide, la dépression et le trouble obsessionnel compulsif. Malgré ces indications en expansion, on en sait peu sur les mécanismes physiologiques sous-jacents qui facilitent les effets bénéfiques de la chirurgie DBS. Une approche pour cette question consiste à effectuer une analyse de l'expression des gènes dans les neurones qui reçoivent la stimulation électrique. Des études antérieures ont montré que la neurogénèse dans le gyrus denté de rat est obtenue chez DBS ciblage du noyau antérieur du thalamus 1. La chirurgie DBS ciblant l'ATN est largement utilisé pour le traitement de l'épilepsie réfractaire. Il est donc beaucoup interest pour nous d'explorer les changements de transcription induits par stimulation électrique du ATN. Dans ce manuscrit, nous décrivons nos méthodologies pour la chirurgie stéréotaxique DBS-guidée ciblant l'ATN chez des rats Wistar mâles adultes. On discute également les étapes suivantes pour la dissection de tissu, isolement de l'ARN, la préparation d'ADNc et RT-PCR quantitative pour mesurer les changements d'expression génique. Cette méthode peut être appliquée à jour et pour stimuler les noyaux gris centraux et d'autres régions du cerveau communément cliniquement ciblée. L'étude de l'expression du gène décrit ici suppose une approche de gène cible candidat pour découvrir acteurs moléculaires qui pourraient être diriger le mécanisme de DBS.

Introduction

L'histoire derrière le développement de la stimulation cérébrale profonde comme une technique neurochirurgicale remonte aux années 1870 lorsque la possibilité de stimuler électriquement les circuits du cerveau a été explorée 2. L'utilisation de la stimulation chronique à haute fréquence pour le traitement de troubles neuronaux a commencé dans les années 1960 3. Plus tard dans les années 1990 avec l'avènement de l'implantation chronique DBS électrodes 4-6, le nombre de troubles neuronaux qui ont été traités par DBS a continué d'augmenter. La stimulation cérébrale profonde a été utilisé pour la première aux États-Unis comme traitement pour le tremblement essentiel 6. Aujourd'hui, la chirurgie est largement utilisé pour traiter les troubles neuronaux qui sont actuellement incurable par une intervention pharmacologique. DBS est actuellement utilisé pour traiter les troubles du mouvement de la maladie de Parkinson et la dystonie 7-9. La démence de type Alzheimer, la maladie, l'épilepsie, la douleur et les maladies neuropsychiatriques tels dépression de Huntington, OCD, Tourette7; le syndrome et la dépendance de quelques-unes des conditions qui se prêtent à un traitement par DBS 10-12. Alors que la chirurgie DBS est approuvé par la FDA pour le traitement de la maladie de Parkinson, la dystonie et le tremblement essentiel, l'utilisation de la SCP pour traiter d'autres conditions mentionnées ci-dessus sont à divers stades de laboratoire et des études cliniques qui offrent beaucoup de promesses aux patients 13,14.

Cliniquement, la chirurgie DBS est effectuée en deux étapes. La première étape consiste à positionner les électrodes chirurgicalement DBS à la localisation anatomique ciblée utilisant une combinaison de positionnement radiologique, CT, IRM ainsi que des lectures de microélectrodes pour une précision accrue. La deuxième étape consiste à implanter un générateur d'impulsions en haut de la poitrine du patient et l'extension de l'installation conduit à partir du cuir chevelu du générateur d'impulsions. Sur la base de l'état neurologique, plusieurs régimes de programmation pour le générateur d'impulsions ont été normalisés et seront utilisés pour fournir la tension souhaitée. Le vol finaletage est atteint de manière progressive afin de recevoir la meilleure réponse clinique avec une tension minimale 15. Cependant, dans nos études, contrairement aux implants DBS chroniques utilisé cliniquement, pour des raisons de simplicité, nous avons recours à l'étude d'une stimulation à haute fréquence unique (pendant 1 heure) dans nos modèles animaux.

Une partie de la recherche de notre groupe se concentre sur l'étude de l'utilisation de la chirurgie DBS pour le traitement de l'épilepsie réfractaire. Approches chirurgicales stéréotaxiques utilisant stimulation à haute fréquence a été exploré par beaucoup d'autres comme une option efficace pour traiter l'épilepsie médicalement réfractaire qui constitue environ 30% de tous les cas d'épilepsie 10,16,17. Stimulation cérébelleuse ciblant la surface corticale ainsi que les noyaux cérébelleux profonds ont été utilisés dans le passé en tant que cibles pour traiter l'épilepsie 10,18,19. En outre, la stimulation de l'hippocampe a également été essayé, mais avec des résultats mitigés 20,21. Une partie de l'autre objet d'une enquêteDBS objectifs pour l'épilepsie comprennent le cortex cérébral, le thalamus, noyau sous-thalamique et nerf vague 8. Cependant, les résultats suivants de plusieurs études au cours des dernières années, le noyau antérieur du thalamus (ATN) a émergé comme la cible la plus commune DBS pour le traitement de l'épilepsie 10,22. Sur la base de connaissances sur les circuits et les résultats de modèles animaux neuroanatomiques, plusieurs études ont porté sur l'effet thérapeutique de la stimulation cérébrale profonde de l'ATN dans le traitement de l'épilepsie 23-26. L'ATN est une partie du circuit limbique et est situé dans la région du cerveau qui affecte la fréquence des crises. Des études menées par Hamani et al., Ont testé l'efficacité de l'ATN-DBS dans un modèle de l'épilepsie de pilocarpine induit et constaté que la stimulation bilatérale ATN latences pour les convulsions induites par la pilocarpine et état ​​de mal épileptique 24 prolongée. En outre, la stimulation à haute fréquence de l'ATN a été trouvé pour réduire la fréquence des crises dans un modèle pentylenetetrazol (PTZ) de epilepsy 25,27-29. Lee et al., Ont rapporté une réduction moyenne de la fréquence des crises d'environ 75% lors de la stimulation cérébrale profonde chronique de l'ATN dans le traitement de l'épilepsie partielle réfractaire 30.

Une étude clinique récente sur le traitement de l'épilepsie réfractaire a montré des résultats prometteurs après la chirurgie DBS ciblant le noyau antérieur du thalamus (ATN) 22. Un essai clinique randomisé multicentrique de 110 patients subissant DBS bilatérale de l'ATN pour le traitement de l'épilepsie réfractaire (essai SANTE) a indiqué une baisse de la fréquence des crises d'environ 40% 31. Les résultats de cette étude a également laissé entendre sur un effet anti-épileptique optimale retard observé à la chirurgie de poste 2-3 mois. D'autres études par Toda et al., Corroborés avec ces conclusions où ils ont démontré la neurogenèse se passe à un poste plus tard DBS (jours 3-5) dans des modèles animaux une. En outre, Encinas et al., Ont rapporté neurogène hippocampiquesis dans la souris adulte dentate gyrus après stimulation à haute fréquence de l'ATN 32. Des études antérieures ont signalé la baisse de 33 à 35 neurogenèse hippocampique dans certains cas d'épilepsie comme l'épilepsie du lobe temporal chronique et une association avec des déficits d'apprentissage, troubles de la mémoire et des crises spontanées automobiles récurrentes. En outre, il y avait une réduction des facteurs de neurales progénitrices de cellules souches tels que le FGF2 et d'IGF-1 dans l'hippocampe épilepsie chronique chez des modèles animaux 33. Considérant cela, stratégies d'intervention tels que DBS qui montrent une augmentation de la neurogenèse dans le gyrus denté sont des avenues intéressantes pour la recherche. Ces résultats nous ont encouragés à explorer plus profondément dans le mécanisme sous-jacent de traitement neurogenèse post-DBS pour l'épilepsie. Nous avons ciblé l'ATN tant de manière unilatérale (données non communiquées) ainsi que bilatéralement (des résultats représentatifs) et vu neurotrophine élevé (BDNF) expression dans le gyrus denté de rat. Notre cdusyst hypothèse est que l'expression de BDNF initie une cascade expression génique qui culmine dans la neurogenèse qui se traduit par l'effet anti-épileptique de chirurgie DBS. Dans cet article, nous présentons nos méthodes pour la chirurgie DBS ciblant l'ATN chez les rats suivie d'une analyse de l'expression des gènes comme une approche intéressante pour étudier le mécanisme qui sous-tend les avantages de la DBS.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

NOTE: Éthique Déclaration: Tous les procédures décrites dans ce manuscrit sont conformes aux directives du NIH pour la recherche animale (Guide pour le soin et l'utilisation des animaux de laboratoire) et sont approuvés par l'École de médecine de Harvard Comité IACUC.

Préparation 1. Pré-chirurgicale

  1. Assurez-vous que tous les instruments chirurgicaux sont stérilisés par autoclavage soit ou en nettoyant avec une solution et / ou de l'éthanol antiseptique si nécessaire. Lorsque cela est possible, utiliser de l'équipement jetable stérile comme des scalpels, aiguilles et seringues.
  2. Couvrir la table de travail avec draps chirurgicaux et se assurer qu'il ya une élimination des déchets à risque biologique disponible.
  3. Peser le rat et calculer la dose d'anesthésie. Utiliser un kétamine / xylazine mélange (kétamine à 75 mg / kg de xylazine et 10 mg / kg) à des rats anesthésier.
    REMARQUE: Entre 200-250 g est le poids optimal pour la fixation correcte de l'animal dans le cadre stéréotaxique ainsi que pour un ciblage précis de l'ATN. Isoflurane peut également être utilisé comme agent anesthésiant.
  4. Monter et fixer deux électrodes stériles (stérilisés par autoclave ou à l'oxyde d'éthylène) sur le porte-électrode (Figure 2) d'un cadre stéréotaxique chirurgicale et avec l'aide d'un microscope (10-40X agrandissement), inspecter les extrémités de l'électrode pour le bon alignement. Fixer les deux électrodes 3,0 mm.
    REMARQUE: Prenez soin de ne pas endommager la pointe de l'électrode en touchant sur des surfaces dures.

2. chirurgie DBS

  1. Injecter la kétamine / xylazine mélanger par voie intrapéritonéale à l'animal et de confirmer que l'animal a atteint un plan chirurgical d'anesthésie (en vérifiant le réflexe toe-pincement, la fréquence respiratoire et de la profondeur et de la régularité de la respiration). Enlever les poils de la région du cuir chevelu qui sera incisé et désinfecter le cuir chevelu avec trois gommages chaque alternance de la bétadine et de l'alcool ou une solution saline stérile. Fixer et positionner l'animal sur le Fram stéréotaxiquee.
  2. Utilisation plaquettes circulantes d'eau chaude pour maintenir la température du corps de l'animal à un niveau optimal. Appliquer du lubrifiant des yeux aux yeux de l'animal à l'abri de surséchage.
  3. Utilisez les coordonnées stéréotaxiques suivantes pour cibler l'ATN (antérieure du noyau thalamique): anterioposterior -1,6 mm, 1,5 mm et médio-latérale dorsoventral 5,2 mm 1.
    REMARQUE: Les coordonnées stéréotaxiques sont basés sur le Paxinos et Watson (6 ème édition) atlas de cerveau de rat 36.
  4. Faire une incision dans le cuir chevelu sagittalement de révéler le crâne. En utilisant une paire d'écarteurs sécuriser le cuir chevelu incisée pour exposer le crâne. Utilisez une solution saline stérile pour rincer l'incision. Si l'incision est trop humide, utiliser des cotons-tiges stériles à sécher. Localisez le bregma et marquer avec un marqueur noir. Pour guider la position des trous de bavures, faire deux points de plus d'environ 1,5 mm sur les deux côtés mediolaterally de la suture sagittale et 1,6 mm en arrière du Coronsuture al.
  5. Utilisez une perceuse à main pour faire les trous de bavures. Assurez-vous que la pointe de l'trou de trépan est stérile en stérilisant avec de l'éthanol. Tenir la perceuse à environ un angle de 45 ° à la surface du crâne lors du forage. Foire basculer entre les deux trous de bavures pour éviter la chaleur excessive à l'endroit de tout trou de trépan.
  6. Continuer à forer jusqu'à la dure est exposé. En utilisant une aiguille avec sa pointe courbée ressemblant à la forme d'un «L», retirez les morceaux d'os qui pourraient obstruer l'insertion de l'électrode. Prenez soin de ne pas endommager le tissu de la dure-mère et / ou du cerveau qui sous-tend tout en enlevant les fragments d'os en utilisant l'aiguille tordue.
    NOTE: En utilisant une aiguille émoussée ou pince fine Blunt est également une option.
  7. Fixer l'ensemble d'électrode double de la poignée tournante du cadre stéréotaxique et fixer la poignée à un angle de 90 °. Utilisation des ajustements dans le cadre stéréotaxique, positionner l'électrode gauche exactement au dessus du bregma.
  8. Utilisation de la stéréoajustements tactiques pour le positionnement médio-latérale, se déplacer précisément l'électrode de 1,5 mm à gauche sur le côté gauche du bregma de telle sorte que maintenant il ya deux électrodes parfaitement alignées le long de la suture coronale mais espacés à 1,5 mm à partir de la mediolaterally bregma.
  9. En utilisant les ajustements stéréotaxiques anterioposterior, déplacer les électrodes 1,6 mm en arrière de la suture coronale.
  10. Utilisez les ajustements dorsoventraux d'abaisser les électrodes d'abord vérifier si les trous de bavures ont été faites au bon endroit de sorte que les électrodes peuvent être insérés avec facilité, sans toucher les bords rugueux des trous de bavures. Dans l'affirmative, insérer les électrodes à une profondeur de 5,2 mm de la surface du crâne.
  11. Connectez les électrodes par l'intermédiaire conduit à un stimulateur fixé à 130 Hz, 2,5 V et 90 microsecondes de largeur d'impulsion 1.
  12. Délivrer une stimulation à haute fréquence pendant une heure (ou pendant une période de temps souhaitée comme pour montage expérimental). Au cours de la stimulation, ne oubliez pas d'assurer pRoper profondeur de l'anesthésie régulièrement par vérification de l'absence de retrait de la patte en réponse à un pincement de l'orteil. Compléter l'anesthésie avec environ la moitié de la dose initiale utilisée pour induire une anesthésie. Éviter la contamination de vos gants stériles lors de la vérification profondeur de l'anesthésie et les modifier si nécessaire. Effectuer une stimulation unilatérale ou bilatérale fondée sur les besoins expérimentaux de une. Contrôles tels que la stimulation de basse fréquence (par ex., 10 Hz) et les animaux non stimulés (insertion électrodes sans stimulation ultérieure) Inclure.
  13. Après stimulation est terminée, retirez les électrodes avec soin et suturer l'incision avec des sutures 3-0 ou avec des agrafes chirurgicales stériles.
  14. Administrer la buprénorphine (0,05 mg / kg) par voie sous- cutanée comme analgésique. Surveiller l'animal jusqu'à ce qu'il revienne à une activité normale, puis le retourner à l'établissement d'hébergement.
  15. Après une période de temps basée sur la conception expérimentale (par exemple, 0, 3, après la chirurgie DBS 6 ou 12 h), Euthanasier l'animal à un surdosage d'anesthésie. Après confirmation de l'absence de signes vitaux, de décapiter l'animal.
  16. Disséquer le cerveau en enlevant d'abord la peau avec des ciseaux. Coupez à travers l'os le long de la suture sagittale aide de ciseaux de dissection. Faire deux incisions plus (environ un pouce chacun) à travers l'os sur les deux côtés latéraux. En utilisant des pinces, soulever la pièce partiellement coupé de l'os du haut du crâne afin d'exposer le cerveau.
  17. Avec des ciseaux fins ou forceps, déloger le cerveau du crâne et de transférer à une boîte de Pétri avec du PBS froid sur la glace.
    REMARQUE: Prenez soin de ne pas endommager le cerveau en faisant les incisions à travers l'os.

3. Isolation Hippocampus

REMARQUE: Effectuez toutes les étapes ultérieures de cette section sur la glace.

  1. Placer le cerveau sur une matrice de cerveau acrylique pré-refroidi sur de la glace. En utilisant une lame de rasoir, couper le cerveau coronaire à environ 7-8 mm à partir de la partie antérieure la plus edge du cerveau. Faire une deuxième coupe coronaire et postérieure à la première coupe de telle sorte qu'une tranche de cerveau d'environ 5 mm d'épaisseur pourrait être retiré.
  2. Transférer la tranche de cerveau à une boîte de Pétri avec PBS glacé. Aide de la lame de rasoir, couper les deux sections hémisphériques et de prendre soin de noter quel hémisphère correspond aux côtés gauche et droit respectivement. Ceci est particulièrement important lors de l'exécution unilatérales stimulations.
  3. En utilisant des pinces fines et ciseaux supprimer l'hippocampe attentivement.
  4. Flash geler le tissu hippocampique sur glace sèche et le ranger dans -20 ° C au congélateur jusqu'au moment pour les étapes ultérieures d'extraction d'ARN.
    NOTE: Pour le stockage à long terme, il est souhaitable de stocker les tissus dans un congélateur à -80 ° C.

4. Extraction de l'ARN et PCR quantitative

  1. Assurez-vous que le tissu reste figé sur glace sèche avant d'être prêt pour l'homogénéisation.
  2. REMARQUE: Effectuez cette étape dans la hotte.
    1. Ajouter 1 ml de réactif Tri à hippocampal tissu dans un tube à centrifuger de 1,5 ml et on homogénéise d'abord pipetage plusieurs fois jusqu'à ce que le tissu est divisé en plus petits morceaux. En outre homogénéiser le tissu par passage dans une seringue avec une aiguille de 25 G jusqu'à ce que il n'y a pas de tissu ininterrompue visible. Suivez les étapes d'homogénéisation sur la glace.
    2. Après homogénéisation du tissu, laisser la suspension de cellules au repos à température ambiante pendant 5 min pour permettre la lyse cellulaire.
      NOTE: Après ce point la suspension cellulaire peut être rapide congelé et stocké dans -70 ° C jusqu'à leur traitement ultérieur.
  3. Ajouter 0,2 ml de chloroforme et mélanger au vortex pendant 20 secondes et laisser la solution reposer à température ambiante pendant 15 min.
  4. Centrifuger les échantillons à 12 000 xg pendant 15 min à 4 ° C. Après centrifugation, retirer soigneusement les tubes sans déranger les trois couches distinctes qui seront visibles.
    REMARQUE: Le fond (rouge) de phase contient des protéines, la phase trouble milieu contient de l'ADN et le haut phase limpide contient RN / A.
  5. Transférer la phase supérieure claire (ARN) dans un nouveau tube de 1,5 ml de centrifugeuse (typiquement 500 ul de l'ARN contenant phase est obtenue). A cela se ajoute 0,5 ml d'isopropanol et mélanger au vortex. A cela se ajoute 2-3 pi de glycogène (20 mg / ml) en tant que support pour l'ARN. Laisser l'échantillon reposer sur la table à la température ambiante pendant 10 min.
  6. Centrifuger l'échantillon à 12 000 x g pendant 1 heure à 4 ° C. Assurez-vous que le culot d'ARN est visible au fond du tube.
  7. Jeter le surnageant et laver le culot d'ARN par addition de 1 ml d'éthanol à 75% (à base d'eau exempte de nuclease). Inverser les échantillons plusieurs fois jusqu'à ce que le culot déloge du fond du tube et flotte dans la solution. Centrifuger à 12 000 xg pendant 10 min à 4 ° C.
    REMARQUE: le culot dans 75% d'éthanol peut être conservé à -20 ° C jusqu'à ce que de nouvelles mesures.
  8. Laisser le culot d'ARN sécher à l'air en laissant les tubes ouverte pendant 5 min à température ambiante. Prenez des précautions pour éviter over sécher le culot car cela pourrait affecter sa dissolution dans l'eau dans l'étape suivante.

5. Retrait de l'ADN de la Préparation ARN

  1. Ajouter 9 ul d'eau sans nucléase au culot d'ARN et assurez-vous le culot est dissous avant de procéder au vortex doucement le tube. Pour cela, ajoutez 1 pl de 10x Dnase Je tampon et 1 ul DNase recombinante (de la trousse DNase I), mélanger en tapotant doucement les tubes, brièvement tourner les tubes et incuber à 37 ° C dans un bain d'eau pendant 30 min.
  2. Ajouter 2 ul réactif DNase d'inactivation (de la trousse DNase I) à l'échantillon et incuber à température ambiante pendant 2 min et mélanger souvent en tapotant doucement le tube. Centrifuger à 12 000 g pendant 10 min et le transfert d'environ 10 pi du surnageant clair à un nouveau tube de 1,5 ml de la centrifugeuse.
  3. Mesurer la concentration de l'ARN en utilisant un spectrophotomètre ou NanoDrop.

6. Faire ADNc à partir d'ARN

  1. Ajouter ème volume nécessairecontient à 1 pg de l'ARN et de porter le volume total à 8 ul par addition d'eau exempte de nuclease. Pour cela ajouter mM dNTP 1 pi 10 mélanger et 1 pl de hexamères aléatoires du Kit Exposant First Strand Synthesis. Mélanger doucement et incuber à 65 ° C pendant 5 min dans une baignoire d'eau ou sur un thermocycleur pré-programmé.
  2. Ajouter un prémélange contenant les réactifs suivants: 2 ul de 10 x tampon RT, 4 pi de 25 M de MgCl2, 2 ul de DTT 0,1 M et 1 ul de RNase OUT (40 U / ul).
    NOTE: Les volumes sont donnés par réaction, l'utilisateur aurait besoin de faire évoluer en fonction des besoins expérimentaux de une.
  3. Après avoir retiré l'ARN contenant l'échantillon à partir de 65 ° C, mettre le tube à la température ambiante pendant une minute. Ajouter la solution de prémélange 9 pi et incuber à température ambiante pendant 2 min. Ajouter 1 pi d'enzyme Superscript II de la transcriptase inverse (50 U / ul), puis incuber à température ambiante pendant 10 min.
  4. Incuber les échantillons à 42 ° C pendant 50min pour la transcription inverse de se produire.
  5. Incuber les échantillons à 70 ° C pendant 15 min pour achever la réaction.
  6. Placer les échantillons sur la glace brièvement et ajouter 1 pl RNAseH (2 U / pl) et incuber à 37 ° C pendant 20 min.
  7. Centrifuger brièvement les tubes à 3000 xg à centrifuger le liquide de condensation.
    REMARQUE: ce est l'ADNc qui sera utilisé pour la PCR quantitative. ADNc peut être stocké dans le congélateur à -20 ° C jusqu'à ce que la configuration PCR. ADNc peut également être dilué avec de l'eau sans nucléase avant de procéder à la PCR.

7. PCR quantitative

  1. Faites un mélange maître contenant les réactifs suivants (les volumes sont donnés par réaction): 6,3 ul de 2x Sybr Green Mix, 0,6 pi de Forward Primer (10 de M), 0,6 pi de amorce inverse (10 M) et 0,5 pi de nucléase eau libre .
    REMARQUE: conception d'amorce a été effectuée en utilisant le choix dans la page de la séquence nucléotidique du NCBI 'amorces de prise en charge pour le gène d'intérêt.
  2. Ajouter 10 ul mastermix à chaque puits d'une plaque PCR 96 bien. Ajouter 2,5 ul d'ADNc faites plus tôt pour le puits contenant l'mastermix. Assurez-vous de mettre en place des réactions de PCR en triple pour chaque échantillon.
  3. Après avoir terminé l'addition du mélange maître et l'ADNc, couvrir la plaque PCR en utilisant une feuille adhésive optique pour sceller les puits. Faites tourner la plaque brièvement pendant 5 min à 500 g dans une centrifugeuse de table pour régler tout le liquide au fond du puits.
  4. Charger la plaque sur une machine PCR RT-PCR pré-programmé. Utilisez les paramètres de la PCR fournis dans le tableau 1.
  5. L'analyse des données: Utilisez les valeurs C t de la sortie qPCR pour d'autres calculs. Avec le gène de test, mettre en place des réactions de PCR pour les gènes de contrôle interne, 18S (pour assurer entrée égale) et β-actine (contrôle négatif). Calculer fold changes basés sur la méthode ΔΔCt 37.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Les figures 1A et 1B montrent l'expression relative de BDNF et GABRD par rapport au gène de la β-actine de contrôle. BDNF, une neurotrophine est souvent associée à des effets neuroprotecteurs dans de nombreuses maladies neuronales 38-41. Il est donc intéressant d'analyser le profil d'expression du BDNF en réponse à la stimulation de l'ATN qui donne un bénéfice thérapeutique aux patients épileptiques. Sur la figure 1A qui montre le profil d'expression du gène du BDNF à travers les points de temps indiqués poster DBS stimulation, BDNF régulation à la hausse est observée immédiatement (0 h) après la chirurgie DBS avec l'expression de crête (3 fois supérieure non stimulé) à 3 h stimulation poste. Cette observation suggère que l'expression accrue de BDNF et de la neuroprotection résultant pourraient contribuer à l'intérêt thérapeutique du DBS. Un autre GABRD génique (Figure 1B) a également été étudiée en utilisant la méthode qPCR. GABRD est un WHI de récepteur GABAch est une des cibles potentielles pour la conception de médicaments anti-épileptiques 42. Le profil d'expression de GABRD montre également expression accrue chez les animaux stimulés par rapport aux animaux non stimulés de contrôle à DBS de poste 3 hr. Considérant que les agonistes GABA sont utilisés comme suppresseurs de saisie efficaces, il est intéressant d'observer amélioré GABRD expression après DBS, impliquant un rôle possible pour GABA dans l'effet anti-épileptique de DBS.

Le protocole de RT-PCR décrite ici donne des résultats reproductibles et quantitatives qui révèlent des profils d'expression de gènes et les différences relatives de pliage par rapport aux animaux témoins. L'analyse des données est effectuée de la manière suivante: La sortie qPCR donne la valeur de seuil t de C pour le gène de test pour chaque échantillon analysé. t valeurs de C sont également obtenus pour les gènes de contrôle β-actine et ARNr 18S (contrôle d'entrée). Procédé t ΔΔC sera ensuite utilisée pour calculer la expr géniqueprofil de l'utilisation de ces ession C t valeurs 37. Par exemple, pour calculer les changements d'expression génique pour le BDNF, pour un échantillon donné, la différence entre la valeur de T c pour le BDNF et de l'ARNr 18S est calculée et est le premier Ac t. Pour un même échantillon, la différence entre la valeur de T c pour β-actine et ARNr 18S est calculé pour donner le deuxième Ac t. La différence entre les deux valeurs Ac t est calculée pour donner ΔΔC t. Cette valeur de t ΔΔC est utilisée pour calculer ^ 2 (t -ΔΔC) qui donne l'abondance relative de modèle de BDNF par rapport à β-actine. En traçant cette valeur entre les différents points de temps aux côtés de la commande non stimulés, les changements d'expression des gènes induits par DBS à travers les fuseaux-points peuvent être visualisées. La méthode décrite ci-dessus peut être utilisé efficacement pour étudier les changements dans l'expression d'autres gènes qui sont candide potentielAtes qui sont sensibles à la stimulation DBS et d'enquêter sur certains des effets en aval de la modulation de l'expression de ces gènes.

Figure 1
Figure 1: (A) Durée de l'analyse de l'expression du BDNF cours en réponse à une stimulation à haute fréquence de l'ATN. la récolte des tissus, l'extraction de l'ARN, la préparation d'ADNc et q-PCR ont été réalisées comme il est expliqué dans le protocole. Les changements relatifs dans l'expression des gènes sont calculés après normalisation pour l'entrée (par l'amplification de l'ARNr 18S), ainsi que d'un gène de commande (β-actine). t valeurs de C obtenus à partir de la PCR en temps réel ont été utilisés pour calculer les niveaux d'expression par la méthode 37 ΔΔ t C. Les points de temps analysés sont 0, 3, 6 et 12 heures après la stimulation DBS. Remarque: Les points de temps choisis ici sont par rapport à une étude particulière et est sujet à changement selon l'hyhypo- et d'un plan expérimental. (B) Temps analyse des cours de GABA A sous-unité de récepteur delta (GABRD) niveaux en réponse à DBS à 130 Hz ciblant l'ATN. Les méthodes et les calculs ont été effectués comme similaires aux données de BDNF.

Figure 2
Figure 2: électrodes DBS et stimulateur mis en place.

Les cycles de PCR
Etape 1: Dénaturation initiale 95 ° C 15 min
Étape 2: Dénaturation 95 ° C 15 sec
Recuit 60 ° C 30 sec
Extension 72 ° C 30 sec
40 cycles de l'étape 2
Remarque: La température d'hybridation varie en fonction de la
amorce température de fusion. Les amorces sont généralement conçus
avoir une température optimale d'annelage de 60 ° C

Tableau 1: Paramètres PCR.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Suite à l'ouvrage de référence par Benabid et al. Dans l'utilisation de la stimulation cérébrale profonde pour traiter la maladie de Parkinson et le tremblement essentiel, la technique chirurgicale DBS a été étudié avec beaucoup d'intérêt au cours de la dernière décennie pour traiter de nombreux troubles neurologiques 6,10,43. DBS études ciblant différentes régions neuro-anatomique du circuit du cerveau sont actuellement effectuées par de nombreux groupes pour traiter les principales maladies neuronales et sont à divers stades d'essais cliniques. La stimulation du noyau sous-thalamique (STN) ou du segment interne du globus pallidus (GPi) est approuvé par la FDA et utilisé dans le traitement de troubles du mouvement dans la maladie de Parkinson 10. L'essai clinique a montré SANTE tendances prometteuses pour les patients épileptiques recevant stimulation à haute fréquence du noyau antérieur du thalamus 31. Les résultats d'un essai clinique de phase I de la stimulation bilatérale fornix ont montré un retard dans le taux de déclin cognitif et un reverselle de l'absorption du glucose hypométabolique observée dans la maladie d'Alzheimer ainsi que l'activation du circuit de mémoire 8,44. En outre, au cours des dernières années neurochirurgiens ont mené des essais DBS pour le traitement de troubles neuropsychiatriques tels que le TOC (trouble obsessionnel compulsif), la dépression résistante au traitement, le syndrome de Tourette et la toxicomanie 10,45-55.

En plus des essais cliniques, au cours des dernières années, la chirurgie des animaux nous a offert de grandes opportunités pour étudier les changements physiologiques induits par la technique chirurgicale dans un animal vivant, d'une manière sans précédent par toute technique in vitro. Dans ce manuscrit, nous avons discuté des méthodes impliquées dans l'exécution de la chirurgie de la stimulation cérébrale profonde chez les rongeurs. Chirurgie stéréotaxique chez les rongeurs tels que décrits ici peut aussi être utilisé pour augmenter le potentiel des recherches de cibles DBS et pour tester l'efficacité de l'intervention chirurgicale en utilisant des modèles animaux de la maladie. Un des défis pour l'expérimentateur havant doit être en mesure de cibler le locus anatomique correct d'une manière reproductible. Il existe en particulier un besoin pour un technicien qualifié pour la chirurgie parce que la vérification de ciblage correct ne est possible qu'après la stimulation est terminée et l'animal euthanasié. Parfois aussi, on pourrait accidentellement blesser un navire touche le sang qui pourrait conduire à la perte de sang importante et parfois même la mort de l'animal. En outre, la nécessité de disséquer l'hippocampe en outre pour l'analyse biochimique limite la possibilité de vérification immunohistologique pour électrode appropriée de ciblage chez le même animal qui nécessite un échantillon de cerveau intactes pour sectionner des tissus. Électrode appropriée ciblage pourrait éventuellement être contrôlée sur un animal différent stimulée de manière identique. Toutefois, cela ne apporte pas la preuve pour un ciblage approprié chez l'animal d'essai et est une limitation de cette approche. Des publications récentes ont essayé de contourner ce problème en effectuant la chirurgie DBS avec simultaneous IRMf 56. Une amélioration possible de la technique décrite ici peut être une étude sur les effets de la stimulation chronique au moyen d'un stimulateur implanté dans l'animal. Cependant, nous avons limité notre analyse pour une dose unique (1 h) de la stimulation à haute fréquence que la première étape pour comprendre les changements induits par DBS à un niveau cellulaire.

Compte tenu de l'utilisation de la chirurgie DBS pour une variété de troubles neuronaux, il est essentiel que nous savons que le mécanisme sous-jacent les effets bénéfiques de la DBS. Cette information est essentielle pour le développement de futures améliorations de la chirurgie et aussi d'explorer l'utilité de DBS comme traitement pour d'autres conditions qui ne ont pas été étudiés par des experts dans DBS. En outre, des modifications à la technique chirurgicale peuvent être mises en œuvre pour éviter certains effets secondaires néfastes de la procédure et de faire face efficacement à une récidive de la condition de la maladie.

Une mécanique ana en profondeurlyse de DBS est possible en examinant les changements d'expression des gènes induits par DBS. Soit une approche de gène candidat repose sur les connaissances actuelles sur les voies neuronales qui répondent à la dépolarisation des stimuli tels que la stimulation à haute fréquence, ou une analyse de transcriptome mondiale peut donner des indications importantes sur les événements moléculaires déclenchés par DBS. Les techniques d'analyse de l'expression des gènes (approche de gène candidat ainsi que la méthode à haut débit) sont des outils puissants qui sont essentiels à explorer les mécanismes moléculaires et cellulaires des changements associés à la chirurgie DBS. Les développements récents dans ce domaine ont permis pour nous d'obtenir une foule de renseignements sur plusieurs aspects de la physiologie cellulaire dans un temps très court, ce qui ne était pas possible il ya quelques années. Avec l'avènement de la technologie de séquençage à haut débit tels que ChIPseq, il est possible de caractériser l'emplacement de l'ensemble du génome d'importants facteurs de transcription qui répondent à 57,58 DBS. Les découvertes récentes de liaison non-coding ARN tels que microARN aux maladies neurodégénératives, nous permettre d'analyser d'éventuels changements dans les niveaux de miARN dans les neurones post-DBS en utilisant la technologie de séquençage miRNA 59,60. Les changements possibles dans les signatures épigénétiques méthylation des histones et des modifications telles ADN en réponse à DBS pourraient également être explorées. Cependant, malgré les avantages, il est important de reconnaître certaines des limitations de ces techniques ainsi que les problèmes qui pourraient survenir lors des analyses. Une préoccupation importante à l'expression du gène analyses a été reproductibilité et les erreurs techniques. Il est important que l'expérimentateur prend note de cette situation et prévoit d'avoir nombre suffisant de répétitions pour assurer la fiabilité. Un problème commun à certaines des études de criblage à haut débit a été la difficulté dans l'interprétation de l'énorme quantité de données qui est généré. Parfois, il devient important de déterminer si les changements d'expression des gènes observés sont dus à l'effet directdu traitement expérimental ou est un effet aval. Cela nécessite généralement des études supplémentaires qui sont conçus pour répondre à cette question.

En plus des études génomiques, une vaste analyse immunohistochimique de la localisation spatio-temporelle des joueurs clés qui répondent aux DBS et un quantification des changements dans leurs niveaux dans les différentes régions du cerveau sera un grand atout pour les développements futurs de la intervention chirurgicale DBS. Les résultats cumulatifs de l'expression du gène analyses ainsi que les études immunohistochimiques peuvent révéler de nouvelles interactions entre les facteurs clés ainsi que des événements moléculaires clés qui régulent les processus cellulaires tels que la neurogenèse ou neurodégénérescence. L'identification de ces marqueurs moléculaires critiques peut également permettre aux futurs découvertes de médicaments. Ces résultats pourraient faire la lumière sur le fonctionnement général du circuit de cerveau, ce qui est une information précieuse du point de vue de scientifiques travaillant à comprendre l'hommemaladies neuronales y. Diriger nos efforts futurs sur l'intégration des dernières avancées technologiques réalisées dans la clinique ainsi que le laboratoire est susceptible de nous offrir des avantages substantiels dans notre lutte contre la maladie.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Deep Brain Stimulation Surgery
Stereotactic frame Kopf Instruments Model 900
Drill  Dremmel 7700, 7.2 V
Scalpel BD 372610
Ketamine Patterson Veterinary 07-803-6637 Schedule III Controlled Substance, procurement, use and storage according to institutional rules
Xylazine Patterson Veterinary 07-808-1947
Buprenorphine Patterson Veterinary 07-850-2280 Schedule III Controlled Substance, procurement, use and storage according to institutional rules
Surgical staples ConMed Corporation 8035
Sutures (3-0)  Harvard Apparatus 72-3333
Syringe (1 ml, 29 1/2 G) BD 329464 Sterile, use for Anesthesia administration intraperitoneally
Syringe (3 ml, 25 G) BD 309570 Sterile, use for Analgesia administration subcutaneously
Needles BD 305761 Sterile, use for clearing broken bone pieces from the burr holes
Ethanol Fisher Scientific S25309B Use for general sterilization 
Eye Lubricant Fisher Scientific 19-898-350
Stimulator Medtronic Model 3628
DBS electrodes Rhodes Medical Instruments, CA SNEX100x-100 mm Electrodes are platinum, concentric and bipolar
Betadine (Povidone-Iodine)  PDI S23125 Single use swabsticks, use for sterilizing the scalp before making incision 
 Brain Dissection and Hippocampal tissue isolation
Acrylic Rodent Brain Matrix Electron Microscopy Sciences 175-300 www.emsdiasum.com
Razor Blade V W R 55411-050
Guillotine Scissors Clauss 18039 For decapitation, make sure these scissors are maintained in clean and working condition
Scissors Codman Classic 34-4098 Use for removing the brain from the skull
Forceps Electron Microscopy Sciences 72957-06 Use for removing the brain from the skull and for handling during dissection
Phosphate Buffered Saline  Boston Bioproducts BM-220
 RNA Extraction and cDNA Preparation
Tri Reagent Sigma T9424 Always use in a fume hood and wear protective goggles while handling; avoid contact with skin
Syringe (3 ml, 25 G) BD 309570 Use for tissue homogenization
Chloroform Fisher Scientific BP1145-1 Always use in a fume hood and wear protective goggles while handling; avoid contact with skin
Isopropanol Fisher Scientific A416-1
Glycogen Thermo Scientific R0561
Dnase I Kit Ambion AM1906
Superscript First Strand Synthesis Kit Invitrogen 11904-018
Tabletop Microcentrifuge Eppendorf 5415D
 Quantitative PCR               
SYBR Green PCR Kit Qiagen 204143
Custom Oligos Invitrogen 10668051
PCR Plates (96 wells) Denville Scientific C18080-10
Optical Adhesive Sheets Thermo Scientific AB1170
Nuclease free Water Thermo Scientific SH30538-02
Real Time PCR Machine Applied Biosystems 7500

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Toda, H., Hamani, C., Fawcett, A. P., Hutchison, W. D., Lozano, A. M. The regulation of adult rodent hippocampal neurogenesis by deep brain stimulation. Journal of. 108, 132-138 (2008).
  2. Perlmutter, J. S., Mink, J. W. Deep brain stimulation. Annual review of neuroscience. 29, 229-257 (2006).
  3. Bergstrom, M. R., Johansson, G. G., Laitinen, L. V., Sipponen, P. Electrical stimulation of the thalamic and subthalamic area in cerebral palsy. Acta physiologica Scandinavica. 67, 208-213 (1966).
  4. Benabid, A. L., et al. Chronic electrical stimulation of the ventralis intermedius nucleus of the thalamus as a treatment of movement disorders. Journal of neurosurgery. 84, 203-214 (1996).
  5. Benabid, A. L., et al. Long-term electrical inhibition of deep brain targets in movement disorders. Movement disorders : official journal of the Movement Disorder Society. 13, Suppl 3. 119-125 (1998).
  6. Benabid, A. L., et al. Long-term suppression of tremor by chronic stimulation of the ventral intermediate thalamic nucleus. Lancet. 337, 403-406 (1991).
  7. Tierney, T. S., Lozano, A. M. Surgical treatment for secondary dystonia. Movement disorders : official journal of the Movement Disorder Society. 27, 1598-1605 (2012).
  8. Tierney, T. S., Sankar, T., Lozano, A. M. Some recent trends and further promising directions in functional neurosurgery. Acta neurochirurgica. Supplement. 117, 87-92 (2013).
  9. Tierney, T. S., Sankar, T., Lozano, A. M. Deep brain stimulation emerging indications. Progress in brain research. 194, 83-95 (2011).
  10. Sankar, T., Tierney, T. S., Hamani, C. Novel applications of deep brain stimulation. Surgical neurology international. 3, S26-S33 (2012).
  11. Tierney, T. S., Vasudeva, V. S., Weir, S., Hayes, M. T. Neuromodulation for neurodegenerative conditions. Frontiers in bioscience. 5, 490-499 (2013).
  12. Mayberg, H. S., et al. Deep brain stimulation for treatment-resistant depression. Neuron. 45, 651-660 (2005).
  13. Lyons, M. K. Deep brain stimulation: current and future clinical applications. Mayo Clinic proceedings. 86, 662-672 (2011).
  14. Ch. 4. Rehabilitation in movement disorders. Lansek, R., Morris, M. E. , Cambridge University Press. 36-43 (2013).
  15. Goodwin, R., Tierney, T., Lenz, F., Anderson, W. Ch. 15. Single Neuron Studies of the Human Brain: Probing Cognition. Fried, I., Rutishauser, U., Cerf, M., Kreiman, G. 15, MIT Press. 275-293 (2014).
  16. Hauser, W. A. Epidemiology of epilepsy in children. Neurosurgery clinics of North America. 6, 419-429 (1995).
  17. Hauser, W. A. Recent developments in the epidemiology of epilepsy. Acta neurologica Scandinavica. Supplementum. 162, 17-21 (1995).
  18. Davis, R., Emmonds, S. E. Cerebellar stimulation for seizure control: 17-year study. Stereotactic and functional neurosurgery. 58, 200-208 (1992).
  19. Levy, L. F., Auchterlonie, W. C. Chronic cerebellar stimulation in the treatment of epilepsy. Epilepsia. 20, 235-245 (1979).
  20. Velasco, A. L., et al. Electrical stimulation of the hippocampal epileptic foci for seizure control: a double-blind, long-term follow-up study. Epilepsia. 48, 1895-1903 (2007).
  21. Tellez-Zenteno, J. F., McLachlan, R. S., Parrent, A., Kubu, C. S., Wiebe, S. Hippocampal electrical stimulation in mesial temporal lobe epilepsy. Neurology. 66, 1490-1494 (2006).
  22. Kerrigan, J. F., et al. Electrical stimulation of the anterior nucleus of the thalamus for the treatment of intractable epilepsy. Epilepsia. 45, 346-354 (2004).
  23. Hamani, C., et al. Deep brain stimulation of the anterior nucleus of the thalamus: effects of electrical stimulation on pilocarpine-induced seizures and status epilepticus. Epilepsy research. 78, 117-123 (2008).
  24. Hamani, C., et al. Bilateral anterior thalamic nucleus lesions and high-frequency stimulation are protective against pilocarpine-induced seizures and status epilepticus. Neurosurgery. 54, 191-195 (2004).
  25. Mirski, M. A., Rossell, L. A., Terry, J. B., Fisher, R. S. Anticonvulsant effect of anterior thalamic high frequency electrical stimulation in the rat. Epilepsy research. 28, 89-100 (1997).
  26. Mirski, M. A., Ferrendelli, J. A. Interruption of the mammillothalamic tract prevents seizures in guinea pigs. Science. 226, 72-74 (1984).
  27. Mirski, M. A., Ferrendelli, J. A. Anterior thalamic mediation of generalized pentylenetetrazol seizures. Brain research. 399, 212-223 (1986).
  28. Mirski, M. A., Ferrendelli, J. A. Interruption of the connections of the mammillary bodies protects against generalized pentylenetetrazol seizures in guinea pigs. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 7, 662-670 (1987).
  29. Mirski, M. A., McKeon, A. C., Ferrendelli, J. A. Anterior thalamus and substantia nigra: two distinct structures mediating experimental generalized seizures. Brain research. 397, 377-380 (1986).
  30. Lee, K. J., Jang, K. S., Shon, Y. M. Chronic deep brain stimulation of subthalamic and anterior thalamic nuclei for controlling refractory partial epilepsy. Acta neurochirurgica. Supplement. 99, 87-91 (2006).
  31. Fisher, R., et al. Electrical stimulation of the anterior nucleus of thalamus for treatment of refractory epilepsy. Epilepsia. 51, 899-908 (2010).
  32. Encinas, J. M., Hamani, C., Lozano, A. M., Enikolopov, G. Neurogenic hippocampal targets of deep brain stimulation. The Journal of comparative neurology. 519, 6-20 (2011).
  33. Hattiangady, B., Rao, M. S., Shetty, A. K. Chronic temporal lobe epilepsy is associated with severely declined dentate neurogenesis in the adult hippocampus. Neurobiology of disease. 17, 473-490 (2004).
  34. Kuruba, R., Hattiangady, B., Shetty, A. K. Hippocampal neurogenesis and neural stem cells in temporal lobe epilepsy. Epilepsy & behavior : E&B. 14, Suppl 1. 65-73 (2009).
  35. Hattiangady, B., Shetty, A. K. Implications of decreased hippocampal neurogenesis in chronic temporal lobe epilepsy. Epilepsia. 49, Suppl 5. 26-41 (2008).
  36. Paxinos, G., Watson, C. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , Elsevier Inc. (2007).
  37. Livak, K. J., Schmittgen, T. D. Analysis of Relative Gene Expression Data Using Real-Time Quantitative PCR and the 22DDCT Method. METHODS. 25, 402-408 (2001).
  38. Kells, A. P., et al. AAV-mediated gene delivery of BDNF or GDNF is neuroprotective in a model of Huntington disease. Molecular therapy : the journal of the American Society of Gene Therapy. 9, 682-688 (2004).
  39. Han, B. H., Holtzman, D. M. BDNF protects the neonatal brain from hypoxic-ischemic injury in vivo via the ERK pathway. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 20, 5775-5781 (2000).
  40. Hetman, M., Kanning, K., Cavanaugh, J. E., Xia, Z. Neuroprotection by brain-derived neurotrophic factor is mediated by extracellular signal-regulated kinase and phosphatidylinositol 3-kinase. The Journal of biological chemistry. 274, 22569-22580 (1999).
  41. Stadelmann, C., et al. BDNF and gp145trkB in multiple sclerosis brain lesions: neuroprotective interactions between immune and neuronal cells. Brain : a journal of neurology. 125, 75-85 (2002).
  42. Treiman, D. M. GABAergic mechanisms in epilepsy. Epilepsia. 42, Suppl 3. 8-12 (2001).
  43. Benabid, A. L., Pollak, P., Louveau, A., Henry, S., de Rougemont, J. Combined (thalamotomy and stimulation) stereotactic surgery of the VIM thalamic nucleus for bilateral Parkinson disease. Applied neurophysiology. 50, 344-346 (1987).
  44. Laxton, A. W., et al. A phase I trial of deep brain stimulation of memory circuits in Alzheimer's disease. Annals of. 68, 521-534 (2010).
  45. Tierney, T. S., Abd-El-Barr, M. M., Stanford, A. D., Foote, K. D., Okun, M. S. Deep brain stimulation and ablation for obsessive compulsive disorder: evolution of contemporary indications, targets and techniques. The International journal of neuroscience. 124, 394-402 (2014).
  46. Kennedy, S. H., et al. Deep brain stimulation for treatment-resistant depression: follow-up after 3 to 6 years. The American journal of psychiatry. 168, 502-510 (2011).
  47. Lozano, A. M., et al. Subcallosal cingulate gyrus deep brain stimulation for treatment-resistant depression. Biological psychiatry. 64, 461-467 (2008).
  48. Ackermans, L., et al. Double-blind clinical trial of thalamic stimulation in patients with Tourette syndrome. Brain : a journal of neurology. 134, 832-844 (2011).
  49. Houeto, J. L., et al. Tourette's syndrome and deep brain stimulation. Journal of neurology, neurosurgery, and psychiatry. 76, 992-995 (2005).
  50. Maciunas, R. J., et al. Prospective randomized double-blind trial of bilateral thalamic deep brain stimulation in adults with Tourette syndrome. Journal of neurosurgery. 107, 1004-1014 (2007).
  51. Koning, P. P., Figee, M., van den Munckhof, P., Schuurman, P. R., Denys, D. Current status of deep brain stimulation for obsessive-compulsive disorder: a clinical review of different targets. Current psychiatry reports. 13, 274-282 (2011).
  52. Greenberg, B. D., et al. Deep brain stimulation of the ventral internal capsule/ventral striatum for obsessive-compulsive disorder: worldwide experience. Molecular psychiatry. 15, 64-79 (2010).
  53. Muller, U. J., et al. Successful treatment of chronic resistant alcoholism by deep brain stimulation of nucleus accumbens: first experience with three cases. Pharmacopsychiatry. 42, 288-291 (2009).
  54. Zhou, H., Xu, J., Jiang, J. Deep brain stimulation of nucleus accumbens on heroin-seeking behaviors: a case report. Biological psychiatry. 69, e41-e42 (2011).
  55. Porta, M., et al. Thalamic deep brain stimulation for treatment-refractory Tourette syndrome: two-year outcome. Neurology. 73, 1375-1380 (2009).
  56. Younce, J. R., Albaugh, D. L., Shih, Y. Y. Deep brain stimulation with simultaneous FMRI in rodents. Journal of visualized experiments : JoVE. , e51271 (2014).
  57. Park, P. J. ChIP-seq: advantages and challenges of a maturing technology. Nature reviews. Genetics. 10, 669-680 (2009).
  58. Valouev, A., et al. Genome-wide analysis of transcription factor binding sites based on ChIP-Seq data. Nature methods. 5, 829-834 (2008).
  59. Fiore, R., Siegel, G., Schratt, G. MicroRNA function in neuronal development, plasticity and disease. Biochimica et biophysica acta. 1779, 471-478 (2008).
  60. Hebert, S. S., De Strooper, B. Alterations of the microRNA network cause neurodegenerative disease. Trends in neurosciences. 32, 199-206 (2009).

Tags

Neuroscience Numéro 97 noyau thalamique antérieure la stimulation cérébrale profonde gyrus denté l'hippocampe l'épilepsie l'expression des gènes la stimulation à haute fréquence RT-PCR quantitative
Analyse des modifications d'expression génique dans l'hippocampe de rat après stimulation cérébrale profonde de l'antérieur thalamique Nucleus
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Selvakumar, T., Alavian, K. N.,… More

Selvakumar, T., Alavian, K. N., Tierney, T. Analysis of Gene Expression Changes in the Rat Hippocampus After Deep Brain Stimulation of the Anterior Thalamic Nucleus. J. Vis. Exp. (97), e52457, doi:10.3791/52457 (2015).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter