Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Analyse van genexpressie Veranderingen in het Rat Hippocampus Na Deep Brain Stimulation van de Anterior Thalamic Nucleus

Published: March 8, 2015 doi: 10.3791/52457
Automatic Translation
1, 2, 1
1Department of Neurosurgery, Brigham & Women's Hospital, Harvard Medical School, 2Division of Brain Sciences, Department of Medicine, Imperial College London

Abstract

Diepe hersenstimulatie (DBS) chirurgie, gericht op diverse gebieden van de hersenen, zoals de basale ganglia, thalamus, en subthalamische regio's, is een effectieve behandeling voor verschillende bewegingsstoornissen die niet hebben gereageerd op medicatie. Recente vooruitgang op het gebied van DBS chirurgie is begonnen met de toepassing van deze chirurgische techniek andere condities zo divers als morbide obesitas, depressie en obsessieve compulsieve stoornis verlengen. Ondanks deze uitbreiding van indicaties, is er weinig bekend over de onderliggende fysiologische mechanismen die de gunstige effecten van DBS operatie te vergemakkelijken. Een manier om deze vraag genexpressie analyse op neuronen die de elektrische stimulatie ontvangt. Eerdere studies hebben aangetoond dat neurogenese in de dentate gyrus rat wordt opgewekt in DBS richten van de voorste nucleus van de thalamus 1. DBS operatie gericht op de ATN wijd gebruikt voor behandeling van epilepsie. Het is derhalve van veel interest voor ons om de transcriptionele veranderingen bij elektrisch stimuleren van de ATN verkennen. In dit manuscript, beschrijven we onze methoden voor stereotactische-begeleide DBS operatie gericht op de ATN bij volwassen mannelijke Wistarratten. We bespreken ook de volgende stappen voor weefseldissectie, RNA isolatie, cDNA bereiding en kwantitatieve RT-PCR voor het meten van genexpressie verandert. Deze methode kan worden toegepast en aangepast voor het stimuleren van de basale ganglia en andere gebieden van de hersenen vaak klinisch gericht. De genexpressie studie die hier beschreven wordt uitgegaan van een kandidaat-target-gen benadering voor het ontdekken van de moleculaire spelers die kunnen worden regisseren het mechanisme voor DBS.

Introduction

De geschiedenis achter de ontwikkeling van Deep Brain Stimulation als een neurochirurgische techniek dateert uit de jaren 1870, wanneer de mogelijkheid van het elektrisch stimuleren van de hersenen circuits werd verkend 2. Het gebruik van chronische hoogfrequente stimulatie als behandeling van neuronale aandoeningen begon in 1960 3. Later in de jaren 1990 met de komst van chronische implantatie DBS elektroden 4-6, het aantal neuronale aandoeningen die werden behandeld met DBS blijven stijgen. DBS werd eerst gebruikt in de Verenigde Staten voor de behandeling van essentiële tremor 6. Vandaag de operatie wordt veel gebruikt om neuronale stoornissen die momenteel onbehandelbaar farmacologisch ingrijpen behandelen. DBS wordt momenteel gebruikt voor bewegingsstoornissen van Parkinson en dystonie 7-9 behandelen. Type Alzheimer dementie, de ziekte van Huntington, epilepsie, pijn en neuropsychiatrische aandoeningen depressie, OCD, syndroom7, syndroom en verslaving aantal van de voorwaarden vatbaar voor behandeling door DBS 10-12. Terwijl DBS chirurgie FDA goedgekeurd voor behandeling van ziekten, dystonie en essentiële tremor Parkinson, het gebruik van DBS voor de behandeling van overige bovengenoemde voorwaarden in verschillende stadia van laboratorium en klinische studies met veelbelovend patiënten 13,14.

Klinisch wordt DBS operatie uitgevoerd in twee fasen. De eerste fase operatief plaatsen van de DBS elektroden de gerichte anatomische locatie met behulp van een combinatie van radiologische positioneren, CT, MRI en micro-elektrode metingen voor verbeterde nauwkeurigheid. De tweede stap omvat het implanteren van een pulsgenerator borst van de patiënt en het installeren verlengkabels van de hoofdhuid op de pulsgenerator. Op basis van de neurologische aandoening, hebben verscheidene regelingen programmering van de pulsgenerator gestandaardiseerd en wordt gebruikt om de gewenste spanning te leveren. De finale voltage bereikt stapsgewijs om de beste klinische respons met minimale spanning 15 ontvangen. In onze studies, in tegenstelling tot chronische DBS implantaten klinisch toegepast omwille van de eenvoud hebben we toevlucht te bestuderen eenmalig hoogfrequente stimulatie (1 uur) in onze diermodellen.

Een deel van het onderzoek van onze groep richt zich op onderzoek naar het gebruik van DBS chirurgie voor de behandeling-refractaire epilepsie. Stereotactische chirurgische benadering en de hoogfrequente stimulatie werd onderzocht door velen als een effectieve mogelijkheid om medisch refractaire epilepsie ongeveer 30% van alle gevallen van epilepsie 10,16,17 vormt behandelen. Cerebellaire corticale stimulatie gericht op het oppervlak als de diepe kernen werden in het verleden gebruikt als doelwit om epilepsie te behandelen 10,18,19. Daarnaast heeft hippocampus stimulatie ook geprobeerd maar met gemengde resultaten 20,21. Enkele van de andere onderzochteDBS targets voor epilepsie zijn de cerebrale cortex, thalamus, subthalamische kern en nervus vagus 8. Echter, na de resultaten van verschillende studies in de afgelopen jaren, de anterieure thalamus nucleus (ATN) heeft ontpopt als de meest voorkomende DBS doelwit voor de behandeling van epilepsie 10,22. Gebaseerd op kennis neuroanatomical circuits en bevindingen uit diermodellen, hebben verschillende studies gericht op het therapeutisch effect van diepe hersenstimulatie van de ATN bij de behandeling van epilepsie 23-26. Het ATN is onderdeel van het limbische circuit en ligt in het gebied van de hersenen dat aanvalsfrequentie beïnvloedt. Studies door Hamani et al., Hebben de werkzaamheid van ATN-DBS in een pilocarpine-geïnduceerde epilepsie model getest en dat bilaterale ATN stimulatie verlengd latencies voor pilocarpine-geïnduceerde aanvallen en status epilepticus 24. Bovendien hoogfrequente stimulatie van de ATN bleek de frequentie van aanvallen te verminderen in een pentyleentetrazol (PTZ) model van de epilepsy 25,27-29. Lee et al., Hebben gemeld een gemiddelde verlaging van de frequentie van aanvallen met ongeveer 75% bij chronische diepe hersenstimulatie van de ATN in de behandeling van refractaire partiële epilepsie 30.

Een recente klinische studie over de behandeling-refractaire epilepsie heeft veelbelovende resultaten na DBS operatie gericht op de anterieure thalamus nucleus (ATN) 22. Een multicenter gerandomiseerde klinische studie met 110 patiënten die een bilaterale DBS van de ATN voor behandeling refractaire epilepsie (SANTE trial) wees op een daling van de frequentie van aanvallen met ongeveer 40% 31. De resultaten van deze studie ook doorschemeren op een vertraagde optimale anti-epileptisch effect waargenomen bij 2-3 maanden na de operatie. Verdere studies van Toda et al., Bevestigd deze bevindingen waar zij aangetoond neurogenese er op een later tijdstip na DBS (dagen 3-5) in diermodellen 1. Bovendien Encinas et al. Hebben gemeld hippocampale neurogenesis in de volwassen muis gyrus dentatus na hoogfrequente stimulatie van de ATN 32. Eerdere studies 33-35 hebben gemeld dalende hippocampus neurogenese in bepaalde epileptische gevallen zoals chronische temporale kwab epilepsie en een associatie met tekorten leren, geheugenstoornissen en spontane terugkerende motorische aanvallen. Bovendien was er een vermindering van neurale stamcellen progenitor factoren zoals FGF2 en IGF-1 in het chronisch epileptische hippocampus in diermodellen 33. Gezien dit, interventiestrategieën zoals DBS dat een vergroting van neurogenese in de dentate gyrus zien zijn spannende mogelijkheden voor onderzoek. Deze bevindingen hebben ons aangemoedigd om verder te diepen in het mechanisme onderliggende neurogenese post-DBS behandeling voor epilepsie. We hebben de ATN gericht zowel eenzijdig (gegevens niet gemeld) als bilateraal (in representatieve resultaten) en gezien verhoogde neurotrophin (BDNF) expressie in de rat dentate gyrus. Onze cUIDIGE hypothese is dat BDNF expressie initieert een cascade genexpressie die culmineert in neurogenese dat vertaalt naar het anti-epileptisch effect DBS chirurgie. In dit artikel presenteren we onze werkwijzen voor DBS operatie gericht op de ATN ratten gevolgd door analyse van genexpressie als een aantrekkelijke benadering voor het mechanisme achter de voordelen van DBS bestuderen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

OPMERKING: Ethiek Verklaring: Alle procedures besproken in dit handschrift zijn in overeenstemming met de NIH richtlijnen voor Animal Research (Gids voor de zorg en het gebruik van proefdieren) en zijn goedgekeurd door de Harvard Medical School IACUC commissie.

1. Pre-operatieve voorbereiding

  1. Zorg ervoor dat alle chirurgische instrumenten worden gesteriliseerd door ofwel een autoclaaf of door het reinigen met een antiseptische oplossing en / of ethanol als dat nodig is. Waar mogelijk, gebruik steriel wegwerpmateriaal zoals scalpels, naalden en spuiten.
  2. Bedek de werkbank met chirurgisch afdekmateriaal en ervoor zorgen dat er een biologisch gevaarlijk afval beschikbaar.
  3. Weeg de rat en bereken verdoving dosis. Gebruik een ketamine / xylazine mengsel (ketamine 75 mg / kg en xylazine 10 mg / kg) aan de ratten verdoven.
    OPMERKING: Tussen 200-250 g het optimale gewicht voor stevige bevestiging van het dier in het stereotactische frame en voor het nauwkeurig richten van de ATN. Isoflurane kan ook worden gebruikt als de verlamming middel.
  4. Mount en veilig twee steriele elektroden (autoclaaf of met ethyleenoxide) op de elektrodehouder (figuur 2) van een stereotactische chirurgische frame en met behulp van een microscoop (10-40X vergroting), controleer de uiteinden van de elektrode voor juiste uitlijning. Bevestig de twee elektroden 3,0 mm van elkaar.
    LET OP: Wees voorzichtig om te voorkomen dat schade aan de elektrode door het aanraken op een harde ondergrond.

2. DBS Chirurgie

  1. Injecteer de Ketamine / Xylazine mix intraperitoneaal om het dier en bevestigen dat het dier een chirurgische vlak van anesthesie heeft bereikt (door te controleren op de teen-snuifje reflex, ademhalingsfrequentie en de diepte en de regelmatigheid van de ademhaling). Haal haar van het gebied van de hoofdhuid zal worden ingesneden en desinfecteren van de hoofdhuid met 3 afwisselend scrubs elk van betadine en ofwel alcohol of steriele zoutoplossing. Beveiligen en positioneren van het dier op de stereotactische frame.
  2. Gebruik circulerende warm water pads om de lichaamstemperatuur van het dier op een optimaal niveau te houden. Solliciteer oog smeermiddel voor de ogen van het dier te beschermen tegen uitdrogen.
  3. Gebruik de volgende stereotactische coördinaten voor het richten van de ATN (anterieure thalamus nucleus): anterioposterior -1,6 mm, mediolaterale 1,5 mm en dorsoventral 5.2 mm 1.
    OPMERKING: De stereotactische coördinaten zijn gebaseerd op de Paxinos en Watson (6de uitgave) rattenhersenen atlas 36.
  4. Een insnijding in de hoofdhuid sagittaal aan de schedel te onthullen. Met behulp van een paar van retractors zet de ingesneden hoofdhuid aan de schedel bloot te leggen. Gebruik steriele zoutoplossing om de incisie te spoelen. Als incisie is te nat, te gebruiken steriele wattenstaafjes om te drogen. Zoek de bregma en markeer met een zwarte stift. Om de positie van de boorgaten leiden, maken twee merken ongeveer 1,5 mm mediolaterally aan beide zijden van de pijlnaad en 1,6 mm achter de Coronal hechtdraad.
  5. Gebruik een handboormachine de boorgaten te maken. Zorg ervoor dat de punt van de braam gat is steriel door steriliseren met ethanol. Houd de boor van ongeveer 45 ° aan de schedel oppervlak bij het boren. Vaak wisselt tussen de twee boorgaten aan overmatige hitte op de locatie van een braam gaatje te voorkomen.
  6. Boorproces totdat de dura wordt blootgesteld. Met behulp van een naald met de punt gebogen lijkt op de vorm van een 'L', verwijder eventuele gebroken stukken van het bot dat het inbrengen van de elektrode zou belemmeren. Neem zorg om te voorkomen beschadiging van de onderliggende dura en / of hersenweefsel tijdens het verwijderen van botsplinters behulp van de gebogen naald.
    OPMERKING: Met behulp van een afgestompte naald of fijne stompe pincet is ook een optie.
  7. Bevestig de dubbele elektrodesamenstel de draaihendel van het stereotactische frame en bevestig het handvat van 90 °. Met behulp van de aanpassingen in het stereotactische frame, de positie van de linker elektrode precies boven de bregma.
  8. De stereotactiek aanpassingen voor mediolaterale positionering, precies beweeg de linker elektrode van 1,5 mm aan de linkerkant van bregma zodanig dat er nu twee elektroden perfect uitgelijnd langs de coronale hechtdraad, maar op afstand van elkaar op 1,5 mm mediolaterally uit de bregma.
  9. Met behulp van de anterioposterior stereotactische aanpassingen, bewegen de elektroden 1,6 mm achter de coronale hechtdraad.
  10. Gebruik de dorsoventral aanpassingen aan de elektroden te verlagen tot controleer dan eerst of de braam gaten zijn gemaakt op de juiste plaats, zodat de elektroden met gemak kunnen worden ingevoegd, zonder het aanraken van de ruwe randen van de boorgaten. Dan plaatst de elektroden tot een diepte van 5,2 mm vanaf het oppervlak van de schedel.
  11. Sluit de elektroden via leidt tot een stimulator ingesteld op 130 Hz, 2,5 V en 90 psec pulsbreedte 1.
  12. Lever hoogfrequente stimulatie voor een uur (of voor een gewenste periode van tijd als per experimentele opstelling). In de loop van de stimulatie, vergeet niet om p verzekerenRoper verdoving diepte regelmatig door te controleren op de afwezigheid van mond terugtrekking in reactie op een teen knijpen. Aanvullen anesthesie met ongeveer de helft van de initiële dosis gebruikt om anesthesie. Vermijd besmetting van uw steriele handschoenen bij het controleren verdoving diepte en ze te veranderen indien nodig. Voer unilaterale of bilaterale stimulatie gebaseerd op een experimentele behoeften. Omvatten controles zoals laagfrequente stimulatie (voor bv., 10 Hz) en niet gestimuleerde dieren (invoegen van elektroden zonder verdere stimulatie).
  13. Na stimulatie gebeurt, verwijder de elektroden voorzichtig en hechtdraad de incisie met 3-0 hechtingen of met steriele chirurgische nietjes.
  14. Dien buprenorfine (0,05 mg / kg) subcutaan als analgesie. Bewaak het dier tot het terugkeert naar de normale activiteit en dan terug naar de behuizing faciliteit.
  15. Na een bepaalde periode op basis van de experimentele opzet (voor bv, 0, 3, 6 of 12 uur na DBS operatie), Euthanaseren het dier met verdoving overdosis. Na bevestiging van de afwezigheid van vitale functies, onthoofden het dier.
  16. Ontleden van de hersenen door eerst de huid met behulp van een schaar te verwijderen. Snijd door het bot langs de pijlnaad behulp dissectie schaar. Voeg twee insnijdingen (ongeveer een centimeter elk) door het bot aan beide zijkanten. Behulp van een tang, til de gedeeltelijk doorgesneden stuk bot vanaf de bovenkant van de schedel de hersenen bloot.
  17. Met behulp van fijne schaar of tang, verjagen de hersenen uit de schedel en over te brengen naar een petrischaal met koude PBS op ijs.
    OPMERKING: Zorg om schade aan de hersenen te voorkomen tijdens het maken van de insnijdingen door het bot.

3. Hippocampus Isolatie

OPMERKING: Voer alle volgende stappen in dit gedeelte op het ijs.

  1. Plaats de hersenen op een voorgekoelde acryl brain matrix op ijs. Met behulp van een scheermesje, snijd de hersenen coronaalwaarts op ongeveer 7-8 mm van de voorste meest edge van de hersenen. Maak een tweede snede coronaalwaarts en posterior aan de eerste snede, zodanig dat een ongeveer 5 mm dikke plak hersenen verwijderd kon worden.
  2. Breng de hersenen slice een petrischaal met ijskoude PBS. Met behulp van scheermesje, verbreken de twee halfronde delen en zorg te noteren welke halfrond respectievelijk overeen met de linker- en rechterkant. Dit is vooral belangrijk tijdens het uitvoeren van eenzijdige stimulatie.
  3. Met behulp van fijne tang en schaar verwijder de hippocampus voorzichtig.
  4. Flits bevriezen de hippocampus weefsel op droog ijs en op te slaan in -20 ° C vriezer totdat klaar voor de daaropvolgende RNA-extractie stappen.
    OPMERKING: Bij langdurige opslag, is het raadzaam om weefsel te slaan in een -80 ° C vriezer.

4. RNA-extractie en kwantitatieve PCR

  1. Zorg ervoor dat het weefsel blijft bevroren op droog ijs tot klaar voor homogenisering.
  2. OPMERKING: Voer deze stap in de kap.
    1. Voeg 1 ml Tri reagens om hippocampal weefsel in een 1,5 ml centrifugebuis en homogeniseren door eerst pipetteren meerdere keren totdat het weefsel wordt gebroken in kleinere stukken. Verder homogeniseren het weefsel door het passeren door een spuit met een 25 G naald tot er geen ononderbroken weefsel zichtbaar. Voer de homogenisering stappen op het ijs.
    2. Na homogenisatie van het weefsel, zodat de celsuspensie bij kamertemperatuur staan ​​gedurende 5 minuten om cellysis mogelijk.
      OPMERKING: Na dit punt de celsuspensie kan snel worden ingevroren en opgeslagen in -70 ° C tot verdere verwerking.
  3. Voeg 0,2 ml chloroform en door vortexen gemengd gedurende 20 seconden en laat de oplossing rusten bij kamertemperatuur gedurende 15 minuten.
  4. Centrifugeer de monsters bij 12.000 xg gedurende 15 min bij 4 ° C. Na centrifugeren, verwijder de buizen voorzichtig zonder verstoring van de drie afzonderlijke lagen die zichtbaar zal zijn.
    OPMERKING: De onderste (rode) fase bevat eiwitten, midden bewolkt fase bevat DNA en de top duidelijke fase bevat RNA.
  5. Breng de bovenste heldere fase (RNA) in een schoon 1,5 ml centrifugebuis (kenmerkend 500 gl van het RNA bevattende fase wordt verkregen). Om dit toe te voegen 0,5 ml isopropanol en meng door vortexen. Om deze add 2-3 pl glycogeen (20 mg / ml) als drager voor het RNA. Laat het monster rusten op de tafel bij kamertemperatuur gedurende 10 minuten.
  6. Centrifugeer het monster bij 12.000 xg gedurende 1 uur bij 4 ° C. Zorg ervoor dat de RNA pellet zichtbaar op de bodem van de buis.
  7. Verwijder het supernatant en was de RNA pellet door toevoeging van 1 ml 75% ethanol (gemaakt met nuclease vrij water). Inverteer de monster meerdere keren totdat de pellet loskomt van de bodem van de buis en drijft in de oplossing. Centrifugeer de oplossing bij 12.000 xg gedurende 10 min bij 4 ° C.
    OPMERKING: De pellet in 75% ethanol kunnen worden opgeslagen bij -20 ° C tot verdere stappen.
  8. Laat de RNA-pellet aan de lucht drogen met de buizen open 5 minuten bij kamertemperatuur. Neem voorzorgsmaatregelen om ove voorkomenr het drogen van de pellet, omdat dit de ontbinding van invloed kunnen zijn op het water in de volgende stap.

5. Het verwijderen van het DNA RNA bereiding

  1. Voeg 9 ul van nuclease gratis water aan de RNA pellet en zorg ervoor dat de pellet wordt opgelost voordat u verder door zachtjes vortexen de buis. Om deze voeg 1 pl 10x DNase I buffer en 1 ui recombinant DNase (van DNase I kit) Meng door voorzichtig flicking de buizen kort draaien de buizen en incubeer bij 37 ° C in een waterbad gedurende 30 min.
  2. Voeg 2 ul DNase inactivatie reagens (van DNase I kit) verdund en incubeer bij kamertemperatuur gedurende 2 minuten en meng vaak door voorzichtig flicking de buis. Centrifugeer bij 12.000 xg gedurende 10 min en overdracht ongeveer 10 pl van de heldere supernatant naar een nieuwe 1,5 ml centrifugebuis.
  3. Meet RNA-concentratie met behulp van een NanoDrop of spectrofotometer.

6. een cDNA uit RNA

  1. Voeg vereiste volume thop bevat 1 ug RNA en brengen het totaal volume 8 pl door toevoeging van nuclease vrij water. Om dit toe te voegen 1 ui 10 mM dNTP mix en 1 ui van willekeurige hexameren van de Superscript First Strand Synthesis Kit. Meng voorzichtig en incubeer bij 65 ° C gedurende 5 min in ofwel een waterbad of een voorgeprogrammeerde thermocycler.
  2. Maak een voormengsel met de volgende reagentia: 2 ui 10X Buffer RT, 4 ui 25 M MgCl2, 2 pl 0,1 M DTT en 1 pl RNAse OUT (40 U / ul).
    OPMERKING: Volumes gegeven zijn per reactie, zou de gebruiker moeten opschalen volgens een experimentele behoeften.
  3. Na verwijdering van het RNA-bevattende monster van 65 ° C, zet de buis bij kamertemperatuur gedurende een minuut. Voeg 9 ul premix-oplossing en incubeer bij kamertemperatuur gedurende 2 minuten. Voeg 1 pl Superscript II reverse transcriptase enzym (50 U / ul) en vervolgens geïncubeerd bij kamertemperatuur gedurende 10 minuten.
  4. Incubeer de monsters bij 42 ° C gedurende 50min voor reverse transcriptie optreden.
  5. Incubeer de monsters bij 70 ° C gedurende 15 min om de reactie te beëindigen.
  6. Plaats de monsters op ijs kort en voeg 1 pl RNAse H (2 U / pl) en incubeer bij 37 ° C gedurende 20 min.
  7. Kort centrifuge de buizen bij 3000 xg om spin down de condensaatvloeistof.
    Opmerking: Dit is het cDNA dat wordt gebruikt voor kwantitatieve PCR. cDNA kan worden opgeslagen in -20 ° C vriezer totdat de PCR setup. cDNA kan ook worden verdund met nuclease gratis water alvorens tot PCR.

7. Kwantitatieve PCR

  1. Maak een master mix met de volgende reagentia (volumes gegeven zijn per reactie): 6.3 ul 2x Sybr Green Mix, 0,6 ul van Forward Primer (10 uM), 0,6 pi Reverse Primer (10 uM) en 0,5 pi van Nuclease gratis water .
    OPMERKING: Primer ontwerp werd gedaan met behulp van "pick Primers" optie NCBI nucleotidesequentie pagina voor het gen van interesse.
  2. Voeg 10 ul mastermix aan elk putje van een 96 goed PCR plaat. Voeg 2,5 ul van cDNA eerder tot het putje met de mastermix gemaakt. Zorg ervoor dat op te zetten drievoud PCR reacties voor elk monster.
  3. Na de toevoeging van mastermix en cDNA omvatten de PCR-plaat met een optische kleefvel aan de putjes dichten. Draai de plaat kort gedurende 5 min bij 500 xg in een tafelblad centrifuge om alle vloeistof naar de bodem van de put.
  4. Laad de PCR-plaat op een voorgeprogrammeerde RT-PCR machine. Met de PCR parameters gegeven in tabel 1.
  5. Gegevensanalyse: gebruik de Ct-waarden van de qPCR uitgang voor verdere berekeningen. Naast het testgen opgerichte PCR reacties interne controle genen, 18S rRNA en β-actine (negatieve controle) (gelijke invoer te garanderen). Bereken fold veranderingen gebaseerd op ΔΔCt methode 37.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Figuren 1A en 1B tonen de relatieve expressie van BDNF en GABRD opzichte van de controle gen β-actine. BDNF is een neurotrofine vaak geassocieerd met neuroprotectieve effecten in veel neuronale ziekten 38-41. Het is daarom interessant om het expressieprofiel van BDNF te analyseren in respons op stimulatie van de ATN die therapeutische voordelen epileptische patiënt oplevert. In figuur 1A waarin het genexpressieprofiel van BDNF in de aangegeven tijdstippen toont onderbrengen DBS stimulatie, BDNF opregulatie onmiddellijk (0 uur) na DBS operatie waargenomen met de piek uitdrukking (3 maal groter dan ongestimuleerde) en 3 uur na stimulatie. Deze waarneming suggereert dat verhoogde expressie BDNF en de resulterende neuroprotectie kunnen bijdragen aan het therapeutische voordeel van DBS. Een ander gen GABRD (Figuur 1B) werd eveneens onderzocht met de qPCR methode. GABRD is een GABA-receptor whil is een van de potentiële doelen voor het ontwerpen van anti-epilepsie medicijnen 42. De expressie profiel van GABRD toont ook verhoogde expressie in de gestimuleerde dieren in vergelijking met de niet-gestimuleerde controle dieren bij 3 uur na DBS. Gezien het feit dat GABA-agonisten worden gebruikt als een effectieve aanval onderdrukkers, is het interessant om te zien verbeterde GABRD expressie na DBS, impliceert een mogelijke rol van GABA in de anti-epileptische werking van DBS.

De RT-PCR protocol beschreven levert reproduceerbare en kwantitatieve resultaten genexpressiepatronen en de relatieve vouw verschillen met de controledieren onthullen. De data analyse wordt uitgevoerd op de volgende wijze: De qPCR uitgang geeft de drempelwaarde Ct waarde voor de test gen voor elk monster geanalyseerd. Ct-waarden worden eveneens verkregen voor de controle gen β-actine en 18S rRNA (controle). De ΔΔC t werkwijze wordt dan gebruikt om het gen expr berekenensessieschijven profiel met behulp van deze C t-waarden 37. Bijvoorbeeld, om de genexpressie veranderingen voor BDNF te berekenen, voor een gegeven monster wordt het verschil tussen de C t-waarde voor BDNF en 18S rRNA berekend en is de eerste ΔC t. Voor hetzelfde monster, wordt het verschil tussen de C t-waarde voor β-actine en 18S rRNA berekend aan de tweede ΔC t geven. Het verschil tussen de twee ΔC t waarden berekend ΔΔC t geeft. Deze ΔΔC t-waarde wordt gebruikt om te berekenen 2 ^ (-ΔΔC t) dat de relatieve abundantie template voor BDNF vergelijking β-actine geeft. Door het uitzetten van deze waarde in de verschillende tijdstippen naast de gestimuleerde controle, kan de genexpressie veranderingen bij DBS over tijdstippen worden gevisualiseerd. De hierboven beschreven werkwijze kan effectief worden gebruikt om veranderingen in de expressie van andere genen die potentiële spontaan zijn onderzochtates die reageren op DBS stimulatie en enkele van de stroomafwaartse effecten van het moduleren van de expressie van deze genen te onderzoeken.

Figuur 1
Figuur 1: (A) Tijdsverloop analyse van BDNF expressie in reactie op hoogfrequente stimulatie van de ATN. Tissue oogsten, RNA-extractie, cDNA bereiding en Q-PCR werd uitgevoerd zoals in het protocol. Relatieve veranderingen in genexpressie worden berekend na normaliseren input (door amplificatie 18S rRNA) en controle gen (β-actine). Ct-waarden verkregen van de real-time PCR werden gebruikt om expressieniveaus te berekenen door de ΔΔ Ct methode 37. De tijd-punten geanalyseerd zijn 0, 3, 6 en 12 uur na DBS stimulatie. Opmerking: De hier geselecteerde tijdstippen zijn met betrekking tot een bepaalde studie en is onderhevig aan veranderingen volgens de hypothesis en experimentele plan. (B) Time loop analyse van GABA A receptor deltasubeenheid (GABRD) niveaus in reactie op DBS op 130 Hz gericht op de ATN. Werkwijzen en berekeningen werden uitgevoerd als vergelijkbaar met de BDNF gegevens.

Figuur 2
Figuur 2: DBS elektroden en stimulator opgezet.

PCR-cycli
Fase 1: Initiële Denaturatie 95 ° C 15 min
Fase 2: Denaturatie 95 ° C 15 sec
Gloeien 60 ° C 30 sec
Uitbreiding 72 ° C 30 sec
40 cycli van stap 2
Opmerking: De annealing temperatuur varieert afhankelijk van de
primer smelttemperatuur. Primers zijn meestal ontworpen
een optimale hybridisatietemperatuur van 60 ° C

Tabel 1: Parameters PCR.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Na het oriëntatiepuntwerk door Benabid et al. Het gebruik diepe hersenstimulatie voor het behandelen Parkinson en essentiële tremor, heeft de DBS operatietechniek onderzocht met veel belangstelling de afgelopen tien jaar veel neurologische aandoeningen 6,10,43 behandelen. DBS studies gericht op diverse neuro-anatomische gebieden van de hersenen circuits worden momenteel uitgevoerd door vele groepen tot grote neuronale ziekten aan te pakken en zich in verschillende stadia van klinische proeven. Stimulatie van de nucleus subthalamicus (STN) of interne segment van de globus pallidus (GPi) is FDA goedgekeurd en gebruikt bij de behandeling van bewegingsstoornissen bij de ziekte van Parkinson 10. De SANTE klinische studie heeft aangetoond veelbelovende trends voor epileptische patiënten die hoogfrequente stimulatie van de anterieure thalamus nucleus 31. Resultaten van een fase I klinische trial van bilaterale forniceal stimulatie blijkt dat er een vertraging in het tempo van de cognitieve achteruitgang en een resele van glucose hypometabolic opname bij de ziekte van Alzheimer en activatie van de geheugenschakelingen 8,44. Bovendien afgelopen jaren neurosurgeons hebben DBS onderzoek voor de behandeling van neuropsychiatrische aandoeningen zoals OCD (Obsessive Compulsive Disorder), therapieresistente depressie, Tourette syndroom en verslaving 10,45-55 uitgevoerd.

Naast de klinische studies, de afgelopen jaren heeft dier chirurgie bood ons meer mogelijkheden om de fysiologische veranderingen bij de chirurgische techniek een levend dier op een wijze ongeëvenaard door een in vitro techniek bestuderen. In dit manuscript, hebben wij de bij het uitvoeren diepe hersenstimulatie operatie bij knaagdieren methoden besproken. Stereotactische chirurgie knaagdieren zoals hier beschreven kan ook worden gebruikt voor eventuele DBS doelwit zoekopdrachten en testen van de effectiviteit van de operatie met ziektemodel dieren. Een van de uitdagingen voor de experimentator here is in staat de juiste anatomische locus richten op een reproduceerbare wijze. Er is vooral behoefte aan een vakman voor de operatie, omdat controleren correct targeting mogelijk nadat de stimulatie wordt uitgevoerd en het dier gedood. Ook af zou men per ongeluk een toets bloedvat die kunnen leiden tot aanzienlijke bloedverlies en soms zelfs de dood van het dier verwonden. Bovendien, de noodzaak ontleden de hippocampus voor verdere biochemische analyse beperkt de mogelijkheid immunohistochemisch verificatie met elektrode-targeting in hetzelfde dier dat een intacte hersenen specimen weefsel snijden vereist. Elektrode-targeting zou kunnen worden gecontroleerd op een ander dier gestimuleerd op identieke wijze. Echter geen bewijs voor doelgerichtheid in het proefdier en een beperking van deze benadering. Recente publicaties hebben geprobeerd om dit probleem te omzeilen door het uitvoeren van DBS chirurgie met simultaas fMRI 56. Een mogelijke verbetering van de hier beschreven techniek kan een onderzoek naar de effecten van chronische stimulatie via een geïmplanteerde stimulator in het dier. Wij hebben echter onze analyse een enkele dosis (1 uur) van hoogfrequente stimulatie als eerste stap het begrijpen van de veranderingen bij DBS op cellulair niveau beperkt.

Gezien het gebruik van DBS chirurgie voor een verscheidenheid van neuronale aandoeningen, is het essentieel dat we weten het mechanisme achter de gunstige effecten van DBS. Deze informatie is cruciaal voor de ontwikkeling van toekomstige verbeteringen in de chirurgie en ook het nut van DBS staand als behandeling voor andere aandoeningen die niet werden onderzocht door deskundigen DBS. Bovendien kunnen wijzigingen van de chirurgische techniek worden toegepast voor bepaalde schadelijke bijwerkingen van de procedure te voorkomen en effectief met herhaling van de ziektetoestand.

Een diepgaande mechanistische analysis van DBS kan door onderzoek van de genexpressie veranderingen bij DBS. Ofwel een kandidaat-gen benadering op basis van bestaande kennis over neurale verbindingen die reageren op stimuli depolariserende zoals hoogfrequente stimulatie, of een globale transcriptoomanalyse kan belangrijke inzichten in de moleculaire gebeurtenissen veroorzaakt door DBS te geven. De analysetechnieken genexpressie (kandidaat-gen benadering evenals high-throughput-methode) zijn krachtige instrumenten die de sleutel tot het verkennen van de moleculaire mechanismen en cellulaire veranderingen die gepaard gaan met DBS chirurgie zijn. Recente ontwikkelingen op dit gebied hebben het mogelijk gemaakt voor ons om een ​​schat aan informatie over verschillende aspecten van de cellulaire fysiologie in een zeer korte tijd, die een paar jaar geleden niet mogelijk was. Met de komst van high throughput sequencing technologie zoals ChIPseq is het mogelijk om het genoom-brede location belangrijke transcriptiefactoren die reageren DBS 57,58 karakteriseren. Recente ontdekkingen koppelen noncoderende RNA, zoals microRNA met neurodegeneratieve ziekten, stellen ons in staat om mogelijke veranderingen in miRNA niveaus analyseren neuronen post-DBS met behulp van miRNA sequencing technologie 59,60. Mogelijke veranderingen in de epigenetische handtekeningen dergelijke DNA-methylatie en histon modificaties in reactie op DBS kan ook worden onderzocht. Ondanks de voordelen, is het belangrijk om een ​​aantal beperkingen van deze technieken en potentiële problemen die kunnen ontstaan ​​tijdens analyses bevestigen. Een belangrijke zorg met genexpressie analyses heeft reproduceerbaarheid en technische fouten geweest. Het is belangrijk dat de experimentator neemt nota van deze en plant op een voldoende aantal herhalingen betrouwbaarheid. Een gemeenschappelijk probleem met sommige van de high throughput screening studies is de moeilijkheid bij de interpretatie van de enorme hoeveelheid data die gegenereerd zijn. Soms wordt het belangrijk om te bepalen of de genexpressie veranderingen waargenomen door de rechtstreekse werkingvan de experimentele behandeling of een stroomafwaarts effect. Dit vereist meestal aanvullende studies die zijn ontworpen om dit probleem aan te pakken.

In aanvulling op de genomische studies, zal een uitgebreid immunohistochemische analyse van de spatio-temporele lokalisatie van de belangrijkste spelers die reageren op DBS en een kwantificering van de veranderingen in hun niveaus in verschillende regio's van de hersenen een grote aanwinst voor de toekomstige ontwikkelingen van het zijn DBS chirurgische ingreep. De cumulatieve resultaten van de genexpressie analyse en de immunohistochemische studies nieuwe interacties tussen sleutelfactoren en belangrijke moleculaire gebeurtenissen die cellulaire processen zoals neurogenese of neurodegeneratie regelen kan openbaren. Identificatie van dergelijke kritische moleculaire markers kunnen ook in staat stellen de toekomst drug ontdekkingen. Dergelijke bevindingen kunnen licht werpen op de algemene werking van de hersenen circuits, die waardevolle informatie vanuit het perspectief van wetenschappers werken aan de mens te begrijpeny neuronale ziekten. Regisseren onze toekomstige inspanningen op het integreren van de nieuwste technologische vooruitgang in de kliniek als het laboratorium waarschijnlijk om ons aanzienlijke voordelen bieden in onze strijd tegen de ziekte.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Deep Brain Stimulation Surgery
Stereotactic frame Kopf Instruments Model 900
Drill  Dremmel 7700, 7.2 V
Scalpel BD 372610
Ketamine Patterson Veterinary 07-803-6637 Schedule III Controlled Substance, procurement, use and storage according to institutional rules
Xylazine Patterson Veterinary 07-808-1947
Buprenorphine Patterson Veterinary 07-850-2280 Schedule III Controlled Substance, procurement, use and storage according to institutional rules
Surgical staples ConMed Corporation 8035
Sutures (3-0)  Harvard Apparatus 72-3333
Syringe (1 ml, 29 1/2 G) BD 329464 Sterile, use for Anesthesia administration intraperitoneally
Syringe (3 ml, 25 G) BD 309570 Sterile, use for Analgesia administration subcutaneously
Needles BD 305761 Sterile, use for clearing broken bone pieces from the burr holes
Ethanol Fisher Scientific S25309B Use for general sterilization 
Eye Lubricant Fisher Scientific 19-898-350
Stimulator Medtronic Model 3628
DBS electrodes Rhodes Medical Instruments, CA SNEX100x-100 mm Electrodes are platinum, concentric and bipolar
Betadine (Povidone-Iodine)  PDI S23125 Single use swabsticks, use for sterilizing the scalp before making incision 
 Brain Dissection and Hippocampal tissue isolation
Acrylic Rodent Brain Matrix Electron Microscopy Sciences 175-300 www.emsdiasum.com
Razor Blade V W R 55411-050
Guillotine Scissors Clauss 18039 For decapitation, make sure these scissors are maintained in clean and working condition
Scissors Codman Classic 34-4098 Use for removing the brain from the skull
Forceps Electron Microscopy Sciences 72957-06 Use for removing the brain from the skull and for handling during dissection
Phosphate Buffered Saline  Boston Bioproducts BM-220
 RNA Extraction and cDNA Preparation
Tri Reagent Sigma T9424 Always use in a fume hood and wear protective goggles while handling; avoid contact with skin
Syringe (3 ml, 25 G) BD 309570 Use for tissue homogenization
Chloroform Fisher Scientific BP1145-1 Always use in a fume hood and wear protective goggles while handling; avoid contact with skin
Isopropanol Fisher Scientific A416-1
Glycogen Thermo Scientific R0561
Dnase I Kit Ambion AM1906
Superscript First Strand Synthesis Kit Invitrogen 11904-018
Tabletop Microcentrifuge Eppendorf 5415D
 Quantitative PCR               
SYBR Green PCR Kit Qiagen 204143
Custom Oligos Invitrogen 10668051
PCR Plates (96 wells) Denville Scientific C18080-10
Optical Adhesive Sheets Thermo Scientific AB1170
Nuclease free Water Thermo Scientific SH30538-02
Real Time PCR Machine Applied Biosystems 7500

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Toda, H., Hamani, C., Fawcett, A. P., Hutchison, W. D., Lozano, A. M. The regulation of adult rodent hippocampal neurogenesis by deep brain stimulation. Journal of. 108, 132-138 (2008).
  2. Perlmutter, J. S., Mink, J. W. Deep brain stimulation. Annual review of neuroscience. 29, 229-257 (2006).
  3. Bergstrom, M. R., Johansson, G. G., Laitinen, L. V., Sipponen, P. Electrical stimulation of the thalamic and subthalamic area in cerebral palsy. Acta physiologica Scandinavica. 67, 208-213 (1966).
  4. Benabid, A. L., et al. Chronic electrical stimulation of the ventralis intermedius nucleus of the thalamus as a treatment of movement disorders. Journal of neurosurgery. 84, 203-214 (1996).
  5. Benabid, A. L., et al. Long-term electrical inhibition of deep brain targets in movement disorders. Movement disorders : official journal of the Movement Disorder Society. 13, Suppl 3. 119-125 (1998).
  6. Benabid, A. L., et al. Long-term suppression of tremor by chronic stimulation of the ventral intermediate thalamic nucleus. Lancet. 337, 403-406 (1991).
  7. Tierney, T. S., Lozano, A. M. Surgical treatment for secondary dystonia. Movement disorders : official journal of the Movement Disorder Society. 27, 1598-1605 (2012).
  8. Tierney, T. S., Sankar, T., Lozano, A. M. Some recent trends and further promising directions in functional neurosurgery. Acta neurochirurgica. Supplement. 117, 87-92 (2013).
  9. Tierney, T. S., Sankar, T., Lozano, A. M. Deep brain stimulation emerging indications. Progress in brain research. 194, 83-95 (2011).
  10. Sankar, T., Tierney, T. S., Hamani, C. Novel applications of deep brain stimulation. Surgical neurology international. 3, S26-S33 (2012).
  11. Tierney, T. S., Vasudeva, V. S., Weir, S., Hayes, M. T. Neuromodulation for neurodegenerative conditions. Frontiers in bioscience. 5, 490-499 (2013).
  12. Mayberg, H. S., et al. Deep brain stimulation for treatment-resistant depression. Neuron. 45, 651-660 (2005).
  13. Lyons, M. K. Deep brain stimulation: current and future clinical applications. Mayo Clinic proceedings. 86, 662-672 (2011).
  14. Ch. 4. Rehabilitation in movement disorders. Lansek, R., Morris, M. E. , Cambridge University Press. 36-43 (2013).
  15. Goodwin, R., Tierney, T., Lenz, F., Anderson, W. Ch. 15. Single Neuron Studies of the Human Brain: Probing Cognition. Fried, I., Rutishauser, U., Cerf, M., Kreiman, G. 15, MIT Press. 275-293 (2014).
  16. Hauser, W. A. Epidemiology of epilepsy in children. Neurosurgery clinics of North America. 6, 419-429 (1995).
  17. Hauser, W. A. Recent developments in the epidemiology of epilepsy. Acta neurologica Scandinavica. Supplementum. 162, 17-21 (1995).
  18. Davis, R., Emmonds, S. E. Cerebellar stimulation for seizure control: 17-year study. Stereotactic and functional neurosurgery. 58, 200-208 (1992).
  19. Levy, L. F., Auchterlonie, W. C. Chronic cerebellar stimulation in the treatment of epilepsy. Epilepsia. 20, 235-245 (1979).
  20. Velasco, A. L., et al. Electrical stimulation of the hippocampal epileptic foci for seizure control: a double-blind, long-term follow-up study. Epilepsia. 48, 1895-1903 (2007).
  21. Tellez-Zenteno, J. F., McLachlan, R. S., Parrent, A., Kubu, C. S., Wiebe, S. Hippocampal electrical stimulation in mesial temporal lobe epilepsy. Neurology. 66, 1490-1494 (2006).
  22. Kerrigan, J. F., et al. Electrical stimulation of the anterior nucleus of the thalamus for the treatment of intractable epilepsy. Epilepsia. 45, 346-354 (2004).
  23. Hamani, C., et al. Deep brain stimulation of the anterior nucleus of the thalamus: effects of electrical stimulation on pilocarpine-induced seizures and status epilepticus. Epilepsy research. 78, 117-123 (2008).
  24. Hamani, C., et al. Bilateral anterior thalamic nucleus lesions and high-frequency stimulation are protective against pilocarpine-induced seizures and status epilepticus. Neurosurgery. 54, 191-195 (2004).
  25. Mirski, M. A., Rossell, L. A., Terry, J. B., Fisher, R. S. Anticonvulsant effect of anterior thalamic high frequency electrical stimulation in the rat. Epilepsy research. 28, 89-100 (1997).
  26. Mirski, M. A., Ferrendelli, J. A. Interruption of the mammillothalamic tract prevents seizures in guinea pigs. Science. 226, 72-74 (1984).
  27. Mirski, M. A., Ferrendelli, J. A. Anterior thalamic mediation of generalized pentylenetetrazol seizures. Brain research. 399, 212-223 (1986).
  28. Mirski, M. A., Ferrendelli, J. A. Interruption of the connections of the mammillary bodies protects against generalized pentylenetetrazol seizures in guinea pigs. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 7, 662-670 (1987).
  29. Mirski, M. A., McKeon, A. C., Ferrendelli, J. A. Anterior thalamus and substantia nigra: two distinct structures mediating experimental generalized seizures. Brain research. 397, 377-380 (1986).
  30. Lee, K. J., Jang, K. S., Shon, Y. M. Chronic deep brain stimulation of subthalamic and anterior thalamic nuclei for controlling refractory partial epilepsy. Acta neurochirurgica. Supplement. 99, 87-91 (2006).
  31. Fisher, R., et al. Electrical stimulation of the anterior nucleus of thalamus for treatment of refractory epilepsy. Epilepsia. 51, 899-908 (2010).
  32. Encinas, J. M., Hamani, C., Lozano, A. M., Enikolopov, G. Neurogenic hippocampal targets of deep brain stimulation. The Journal of comparative neurology. 519, 6-20 (2011).
  33. Hattiangady, B., Rao, M. S., Shetty, A. K. Chronic temporal lobe epilepsy is associated with severely declined dentate neurogenesis in the adult hippocampus. Neurobiology of disease. 17, 473-490 (2004).
  34. Kuruba, R., Hattiangady, B., Shetty, A. K. Hippocampal neurogenesis and neural stem cells in temporal lobe epilepsy. Epilepsy & behavior : E&B. 14, Suppl 1. 65-73 (2009).
  35. Hattiangady, B., Shetty, A. K. Implications of decreased hippocampal neurogenesis in chronic temporal lobe epilepsy. Epilepsia. 49, Suppl 5. 26-41 (2008).
  36. Paxinos, G., Watson, C. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , Elsevier Inc. (2007).
  37. Livak, K. J., Schmittgen, T. D. Analysis of Relative Gene Expression Data Using Real-Time Quantitative PCR and the 22DDCT Method. METHODS. 25, 402-408 (2001).
  38. Kells, A. P., et al. AAV-mediated gene delivery of BDNF or GDNF is neuroprotective in a model of Huntington disease. Molecular therapy : the journal of the American Society of Gene Therapy. 9, 682-688 (2004).
  39. Han, B. H., Holtzman, D. M. BDNF protects the neonatal brain from hypoxic-ischemic injury in vivo via the ERK pathway. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 20, 5775-5781 (2000).
  40. Hetman, M., Kanning, K., Cavanaugh, J. E., Xia, Z. Neuroprotection by brain-derived neurotrophic factor is mediated by extracellular signal-regulated kinase and phosphatidylinositol 3-kinase. The Journal of biological chemistry. 274, 22569-22580 (1999).
  41. Stadelmann, C., et al. BDNF and gp145trkB in multiple sclerosis brain lesions: neuroprotective interactions between immune and neuronal cells. Brain : a journal of neurology. 125, 75-85 (2002).
  42. Treiman, D. M. GABAergic mechanisms in epilepsy. Epilepsia. 42, Suppl 3. 8-12 (2001).
  43. Benabid, A. L., Pollak, P., Louveau, A., Henry, S., de Rougemont, J. Combined (thalamotomy and stimulation) stereotactic surgery of the VIM thalamic nucleus for bilateral Parkinson disease. Applied neurophysiology. 50, 344-346 (1987).
  44. Laxton, A. W., et al. A phase I trial of deep brain stimulation of memory circuits in Alzheimer's disease. Annals of. 68, 521-534 (2010).
  45. Tierney, T. S., Abd-El-Barr, M. M., Stanford, A. D., Foote, K. D., Okun, M. S. Deep brain stimulation and ablation for obsessive compulsive disorder: evolution of contemporary indications, targets and techniques. The International journal of neuroscience. 124, 394-402 (2014).
  46. Kennedy, S. H., et al. Deep brain stimulation for treatment-resistant depression: follow-up after 3 to 6 years. The American journal of psychiatry. 168, 502-510 (2011).
  47. Lozano, A. M., et al. Subcallosal cingulate gyrus deep brain stimulation for treatment-resistant depression. Biological psychiatry. 64, 461-467 (2008).
  48. Ackermans, L., et al. Double-blind clinical trial of thalamic stimulation in patients with Tourette syndrome. Brain : a journal of neurology. 134, 832-844 (2011).
  49. Houeto, J. L., et al. Tourette's syndrome and deep brain stimulation. Journal of neurology, neurosurgery, and psychiatry. 76, 992-995 (2005).
  50. Maciunas, R. J., et al. Prospective randomized double-blind trial of bilateral thalamic deep brain stimulation in adults with Tourette syndrome. Journal of neurosurgery. 107, 1004-1014 (2007).
  51. Koning, P. P., Figee, M., van den Munckhof, P., Schuurman, P. R., Denys, D. Current status of deep brain stimulation for obsessive-compulsive disorder: a clinical review of different targets. Current psychiatry reports. 13, 274-282 (2011).
  52. Greenberg, B. D., et al. Deep brain stimulation of the ventral internal capsule/ventral striatum for obsessive-compulsive disorder: worldwide experience. Molecular psychiatry. 15, 64-79 (2010).
  53. Muller, U. J., et al. Successful treatment of chronic resistant alcoholism by deep brain stimulation of nucleus accumbens: first experience with three cases. Pharmacopsychiatry. 42, 288-291 (2009).
  54. Zhou, H., Xu, J., Jiang, J. Deep brain stimulation of nucleus accumbens on heroin-seeking behaviors: a case report. Biological psychiatry. 69, e41-e42 (2011).
  55. Porta, M., et al. Thalamic deep brain stimulation for treatment-refractory Tourette syndrome: two-year outcome. Neurology. 73, 1375-1380 (2009).
  56. Younce, J. R., Albaugh, D. L., Shih, Y. Y. Deep brain stimulation with simultaneous FMRI in rodents. Journal of visualized experiments : JoVE. , e51271 (2014).
  57. Park, P. J. ChIP-seq: advantages and challenges of a maturing technology. Nature reviews. Genetics. 10, 669-680 (2009).
  58. Valouev, A., et al. Genome-wide analysis of transcription factor binding sites based on ChIP-Seq data. Nature methods. 5, 829-834 (2008).
  59. Fiore, R., Siegel, G., Schratt, G. MicroRNA function in neuronal development, plasticity and disease. Biochimica et biophysica acta. 1779, 471-478 (2008).
  60. Hebert, S. S., De Strooper, B. Alterations of the microRNA network cause neurodegenerative disease. Trends in neurosciences. 32, 199-206 (2009).

Tags

Neurowetenschappen anterieure thalamus nucleus deep brain stimulation dentate gyrus hippocampus epilepsie genexpressie hoogfrequente stimulatie kwantitatieve RT-PCR
Analyse van genexpressie Veranderingen in het Rat Hippocampus Na Deep Brain Stimulation van de Anterior Thalamic Nucleus
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Selvakumar, T., Alavian, K. N.,… More

Selvakumar, T., Alavian, K. N., Tierney, T. Analysis of Gene Expression Changes in the Rat Hippocampus After Deep Brain Stimulation of the Anterior Thalamic Nucleus. J. Vis. Exp. (97), e52457, doi:10.3791/52457 (2015).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter