Abstract
深部脑刺激（DBS）的手术，靶向脑的各个区域，例如基底神经节，丘脑和丘脑底区域，是一种有效的治疗该未能对药物响应的几个运动障碍。在DBS外科领域的最新进展已经开始扩展这个手术技术的其他条件等不同的病态肥胖，抑郁症和强迫症的应用。尽管有这些迹象不断扩大，鲜为人知的是，潜在的生理机制，以促进DBS手术的有利影响。一种方法这个问题是在接受电刺激的神经元进行基因表达分析。以前的研究已经表明，神经发生在大鼠海马齿状回被引发在DBS丘脑1的前核的定位。 DBS手术针对ATN被广泛用于治疗难治性癫痫。因此，这是多大的INTERES吨为我们探索诱发电刺激ATN的转录变化。在这个手稿中，我们描述了立体定位引导下DBS手术针对ATN成年雄性Wistar大鼠我们的方法。我们还讨论了组织解剖，RNA分离，cDNA的制备和定量RT-PCR的随后步骤，用于测量基因表达的改变。这种方法可用于修改用于刺激基底节和脑的其它区域通常临床目标。这里所描述的基因表达研究假设的发现分子球员可以指挥机制DBS一个候选目标基因的方法。
Introduction
背后深部脑刺激的发展作为一个神经外科技术的历史可以追溯到19世纪70年代时的电刺激大脑电路的可能性进行了探讨2。采用慢性高频刺激作为治疗神经疾病始于20世纪60年代3。后来在上世纪90年代慢性植入电极DBS 4-6的来临，这是由DBS治疗神经疾病的人数不断增加。深部脑刺激，第一次在美国用作用于原发性震颤6的处理。今天的手术被广泛用于治疗神经元疾病是目前无法治疗由药物干预。 DBS是目前用于治疗帕金森氏病和肌张力障碍7-9的运动障碍。阿耳茨海默氏型痴呆，亨廷顿氏病，癫痫症，疼痛和神经精神疾病，例如抑郁症，强迫症，图雷特7综合症和成瘾是一些适合治疗由DBS 10-12的条件。而DBS手术是FDA批准的用于治疗帕金森氏症，肌张力障碍和原发性震颤，利用DBS用于治疗上面提到的其他条件都在实验室将提供很大希望给患者13,14的各个阶段和临床研究。
在临床上，DBS手术是在两个阶段中进行。使用放射性定位的组合的第一阶段包括通过外科手术定位DBS电极在所述靶向解剖结构的位置，CT，MRI以及微电极读数提高精度。第二阶段涉及植入在病人的胸部上的脉冲发生器和从头皮到脉冲发生器安装延伸引线。基于所述神经系统疾病，用于脉冲发生器编程几个方案已被标准化，并将被用来提供所需的电压。最终卷塔格达到以逐步的方式，以便接收与 最小电压15的最好的临床响应。然而，在我们的研究中，不像慢性DBS植入物应用于临床，为简单起见，我们已采取在我们的动物模型研究的一次性高频刺激（1小时）。
我们组的研究的一部分集中在研究使用DBS手术治疗难治性癫痫。采用高频电刺激立体定向手术方法已探索了许多人作为一种有效的选择治疗构成约30％的癫痫10,16,17的各个发病的医学难治性癫痫。小脑刺激靶向皮质表面以及深层小脑核已经使用在过去作为目标，以治疗癫痫10,18,19。此外，海马的刺激也已试过，但用不同的结果20,21。一些其它的研究DBS目标癫痫包括大脑皮质，丘脑，丘脑下核和迷走神经8。然而，从在过去的几年中的几项研究，结果如下，前丘脑核（ATN）已经成为最常见的DBS目标为癫痫的治疗10,22。建立在有关神经解剖学电路和从动物模型的研究结果，一些研究已经在治疗癫痫23-26集中的ATN的深部脑刺激的治疗效果。使ATN是边缘电路的一部分，并位于影响发作频率的大脑区域。所学专业哈马尼等人 ，已经测试ATN-DBS的疗效在毛果芸香碱诱发癫痫模型，发现双侧ATN刺激潜伏期延长的毛果芸香碱诱发的癫痫发作和癫痫持续状态24。此外，ATN的高频刺激发现，以减少在戊四氮（PTZ）模型EP的发作频率ilepsy 25,27-29。 Lee 等人 ，已经报道经ATN慢性脑深部刺激的平均降低发作频率由约75％在治疗顽固性部分癫痫30。
在治疗难治性癫痫最近的临床研究表明DBS手术后有希望的结果针对前丘脑核（ATN）22。多中心的随机临床试验110例患者接受了ATN的双边DBS治疗难治性癫痫（SANTE试行）表示癫痫发作频率下降了约40％31。从本研究的结果还暗示上在2-3个月后的手术观察延迟最优抗癫痫作用。户田等人的进一步研究。，证实与这些发现，他们表现出神经发生发生在稍后的时间交 的DBS（3-5天）在动物模型1。此外，恩西纳斯。等，已经报道海马neurogene矽统后的ATN 32的高频刺激成年小鼠海马齿状回。以前的研究33-35报道下滑在某些情况下，癫痫海马神经发生，如慢性颞叶癫痫和学习赤字的关联，记忆障碍和自发的反复运动性发作。另外，还有在神经干细胞祖因素如FGF2和IGF-1中的动物模型33长期痫海马的降低。考虑到这一点，介入策略，如星展，显示神经发生在齿状回的增强是令人兴奋的途径进行研究。这些发现促使我们进一步深入探索到底层机制的神经发生后DBS治疗癫痫。我们有针对性的ATN单方面双方（未报告数据），以及双边（有代表性的结果），看到高架神经营养因子（BDNF）的表达在大鼠海马齿状回。我们的C光凭目前的假设是，BDNF表达启动基因表达的级联高潮在神经发生该转换为DBS手术的抗癫痫作用。在本文中，我们提出我们的方法DBS手术针对ATN大鼠其次是基因表达分析作为一个有吸引力的方法来研究DBS的好处背后的机制。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
注：伦理学声明：本稿件讨论的所有程序都是按照NIH指南动物研究（指南护理和使用实验动物）和哈佛医学院IACUC委员会的批准。
1.预外科制备
- 确保所有的手术器械是由任一高压灭菌或通过用消毒液和/或乙醇作为必要清洁消毒。如果可能的话，使用一次性无菌设备，如手术刀，针头和注射器。
- 覆盖手术单工作台，并确保有一个生物危险废物处置可供。
- 称量大鼠和计算麻醉剂量。用氯胺酮/赛拉嗪混合物（氯胺酮75 mg / kg和赛拉嗪10毫克/千克）麻醉大鼠。
注：介于200-250克是在立体定位框架的动物的正确的固定，以及用于ATN的精确定位的最佳权重。 Isoflur烷也可以被用作麻醉剂。 - 装载和安全两无菌电极上的电极保持器（通过高压灭菌或用环氧乙烷灭菌）立体定向手术帧和用显微镜（倍率10-40X）的帮助下（ 图2），检查电极的正确的提示对齐。固定在两个电极3.0毫米分开。
注：请注意，以避免触及坚硬的表面损坏电极尖端。
2. DBS手术
- 注射氯胺酮/甲苯噻嗪混合腹腔内的动物，确认该动物已达到麻醉的手术平面（通过检查的脚趾捏反射，呼吸频率和深度，呼吸规律）。从将要切开头皮的区域去除毛发和消毒用3交替磨砂每个优碘和任一醇或无菌盐水头皮。固定并且在立体定向FRAM定位动物即
- 使用循环热水垫保持动物的体温在最佳水平。适用于眼部润滑剂，以动物的眼睛过度干燥保护。
- 使用下面的立体坐标定位的ATN（前丘脑核）：anterioposterior -1.6毫米，中侧1.5mm，且背腹5.2毫米1。
注：立体坐标基于所述Paxinos和Watson（ 第 6版）的大鼠脑图谱36。 - 使头皮切口矢状露出头骨。使用一对拉钩固定切开头皮暴露颅骨。用无菌盐水冲洗切口。如果切口过湿，用消毒棉签擦干。找到前囟门和带黑色标记标记。从矢状缝和1.6毫米后向科伦引导毛刺孔的位置，使两个标记在约1.5mm mediolaterally两侧人缝合。
- 使用一个手持电钻，使毛刺的孔。确保钻孔的前端是无菌的用乙醇消毒它。钻时，应举行演习以大约45°角的颅骨表面。两毛刺孔之间频繁切换，以避免过度的热在任何钻孔的位置。
- 继续钻进直到硬脑膜露出。使用的针，其前端弯曲类似的“L”的形状，除去任何破骨片，将阻碍电极的插入。小心以避免损坏底层硬脑膜和/或脑组织，同时使用弯曲的针除去骨头碎片。
注意：使用钝针或细钝钳也是一种选择。 - 固定的双重电极组件的立体定位框架的旋转手柄和固定在90°角柄。利用立体定位框架的调整，定位离开电极的前囟门正好上方。
- 使用立体声策略调整对中侧定位，精确地移动所述左电极1.5mm到前囟的左侧，使得现在有两个电极沿冠状缝完全对齐但间隔开在1.5毫米mediolaterally从囟。
- 使用anterioposterior立体定向调整，将电极1.6毫米后到冠状缝。
- 使用背腹的调整，以降低电极以首先检查，如果毛刺孔已在正确的位置，使得电极可插入自如，而不触及毛刺孔的粗糙边缘。如果是这样，插入电极至5.2毫米的颅骨的表面的深度。
- 通过导线将电极连接到刺激器设置为130赫兹，2.5 V和90微秒脉冲宽度1。
- 提供的高频刺激一小时（或时间按照实验装置的所需时间）。在刺激过程中，切记要保证P罗珀麻醉深度经常通过检查的情况下的脚撤回响应于脚趾捏。补充麻醉用约一半用于诱导麻醉的初始剂量。检查麻醉深度时，为了避免您的无菌手套的污染，必要时更换它们。执行基于一个人的实验需要单侧或双侧刺激。包括控制诸如低频刺激（对于如 ，10赫兹）和未刺激的动物（无后续刺激插入电极）。
- 刺激结束后，小心地取出电极和缝合切口缝合3-0或无菌手术主食。
- 施用丁丙诺啡（0.05毫克/千克）经皮下作为镇痛。监测动物，直到它返回到正常活动，然后将其返回到所述壳体设施。
- 后的时间基于所述实验设计的一组时间段（ 例如 ，0，3,6或12小时后的DBS手术），安乐死麻醉过量的动物。确认没有生命体征后，斩首动物。
- 首先去除用剪刀将皮肤剖析了大脑。通过利用沿解剖剪刀矢状缝骨切开。使通过在两个横向侧的骨两个切口（大约一英寸的每个）。使用镊子，解除部分切开骨片从头骨顶部以暴露脑。
- 用细剪刀或镊子，从头骨去除脑和在冰上转移至培养皿用冷PBS。
注：请注意，以避免同时通过骨做切口损伤大脑。
3.海马隔离
注意：请在此部分上的冰的所有后续步骤。
- 将脑在冰上预冷的丙烯酸类脑基质。用剃刀刀片，从最前编切开大脑冠状在约7-8毫米GE的大脑。使一第二切口冠和后向第一切口，使得约5毫米厚的脑切片可以被除去。
- 脑切片转移至培养皿用冰冷的PBS中。使用刀片，切断两个半球部分，并照顾到注意哪个半分别对应于左，右两侧。这是特别重要的，同时执行单边刺激。
- 用细镊子和剪刀小心地取出海马。
- 闪存冻结的干冰，并存储在-20°C冰箱的海马组织，直到准备随后的RNA提取步骤。
注：对于长期贮存，最好是存储组织在-80℃冷冻机中。
4. RNA提取和定量PCR
- 确保组织撑干冰冷冻，直到准备同质化。
- 注：执行该步骤在引擎盖。
- 加入1毫升三试剂来HIPP在1.5ml的离心管ocampal组织和由第一分注多次均化，直到组织中更小的碎片破裂。通过一个注射器通过与地下25针，直到没有不间断组织可见进一步均质化组织。进行冰上同质化的步骤。
- 均质化的组织后，使细胞悬浮液静置在室温下5分钟，以允许细胞裂解。
注：在该点之后的细胞悬浮液可以是快速冷冻并储存在-70℃直到进一步处理。
- 中加入0.2ml氯仿，并通过涡旋混合20秒，让溶液静止在室温下15分钟。
- 离心样品在12000×g离心15分钟，在4℃。离心后，小心地取出管，而不会干扰三个独立的层，这将是可见的。
注：底部（红色）相含有蛋白质，中部阴天相含有DNA和顶部清晰的阶段包含řNA。 - 转移的顶部清楚相位（RNA）成一个新的1.5毫升离心管中（通常为500微升含有相RNA的获得）。这种加入0.5毫升异丙醇和涡旋混合。这个加2-3微升糖原（20毫克/毫升）为载体的RNA。使样品休息在桌子上，在室温下放置10分钟。
- 离心样品在12000×g离心1小时，在4℃下。确保该RNA沉淀是在管的底部可见。
- 弃去上清液，并通过加入1ml 75％的乙醇洗涤RNA沉淀（用不含核酸酶的水制成）。倒置样品多次，直到沉淀驱逐出来从管的底部，并漂浮在溶液中。离心在4℃下将溶液在12000×g离心10分钟。
注：在75％乙醇将沉淀可以储存在-20℃直到进一步的步骤。 - 通过使管子打开5分钟，在室温下使RNA沉淀风干。采取预防措施，避免奥雅纳ř干燥，因为这可能会影响其溶解在水中，在随后的步骤中的小球。
5.从RNA准备删除DNA
- 加入9微升的核酸自由水的RNA颗粒，并确保小球进行轻轻涡旋管之前溶解。向该加1微升10×DNA酶I缓冲液和1μl重组DNA酶（从DNA酶I试剂盒），通过轻弹管混合，短暂离心所述管，并在水浴中孵育在37℃下30分钟。
- 添加2微升DNA酶失活试剂（由DNA酶I盒）到样品并在室温下孵育2分钟，并通过轻弹管经常混合。离心机在12,000rpm离心10分钟，并转移大约10微升上层清液，以一个新的1.5毫升离心管中。
- 使用NanoDrop或分光光度计测量RNA浓度。
6.从RNA制作的cDNA
- 添加所需量日在含有1微克的RNA和通过加入不含核酸酶的水，使总体积至8微升。这种加1微升10毫米的dNTP混合和1微升从标第一链合成试剂盒随机六聚体。轻轻混合并在任一水浴上或预编程热循环孵育在65℃下5分钟。
- 使含有下列试剂预混物：2微升10×RT缓冲液，4微升25男的MgCl 2，2微升的0.1M DTT和1μlRNA酶OUT的（40U /微升）。
注：卷是给每个反应，用户需要根据自己的实验需要扩大规模。 - 去除含样品从65℃将RNA后，将管在室温下放置一分钟。加9微升预混溶液并在室温下孵育2分钟。加入1微升的Superscript II逆转录酶（50U /微升），然后在室温下孵育10分钟。
- 孵育样品在42℃下为50分的反转录发生。
- 孵育样品在70℃下15分钟以终止反应。
- 将样品在冰上短暂，并添加1μl的RNA酶H（2U /微升）和孵育在37℃下20分钟。
- 短暂离心管在3000 XG降速冷凝液。
注意：这是将用于定量PCR中的cDNA。 cDNA可被存储在-20℃下冷冻直到PCR设置。的cDNA，也可以用无核酸酶的水在进行PCR之前稀释。
7.定量PCR
- 使含有下列试剂主混合物（体积定为每反应）：6.3微升2倍的SYBR Green混合，0.6微升正向引物（10μM），0.6微升反向引物（10μM）和0.5微升不含核酸酶的水。
注：使用做引物设计的“引物接”在NCBI的核苷酸序列页面选项感兴趣的基因。 - 添加10微升mastermix到96良好PCR板的每个孔中。加入2.5微升cDNA的早期到井含mastermix进行。确保设立一式三份PCR反应每个样本。
- 在完成加入mastermix和cDNA后，盖上使用光学粘合剂片以密封所述孔的PCR板。短暂离心板5分钟，在500 XG在台式离心机沉降所有液体到井的底部。
- 加载PCR板到一个预编程的RT-PCR的机器。使用在表1中提供的PCR参数。
- 数据分析：从定量PCR输出进一步的计算使用了C 吨值。随着测试基因，建立了PCR反应用于内部对照基因，18S rRNA基因（以确保相等的输入）和β-actin（阴性对照）。计算基于ΔΔCT方法37倍的变化。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
图1A和1B示出BDNF和GABRD相对于对照基因β肌动蛋白的相对表达。 BDNF，神经营养蛋白经常与在许多神经元疾病38-41神经保护作用相关联。因此，有趣的分析响应于它产生于癫痫患者的治疗益处的ATN刺激BDNF的表达谱。在图1A中示出了其中的BDNF横跨指示时间点的基因表达图谱发表的DBS刺激，BDNF上调立即（0小时）的DBS手术后第3小时观察到随着峰值表达式（3倍比未刺激更大）后刺激。这一观察表明，提高BDNF表达和产生神经保护可能有助于DBS的治疗效果。另一基因GABRD（ 图1B）还研究了使用的qPCR方法。 GABRD是GABA受体WHICH是设计抗癫痫药物42的潜在目标之一。 GABRD的表达谱也显示了在刺激的动物的表达增强相比未刺激的对照动物在3小时后的DBS。考虑到GABA受体激动剂作为有效抑制癫痫发作，这是有趣的观察增强GABRD表达DBS后，提示为GABA在DBS的抗癫痫作用可能发挥的作用。
这里所描述的，RT-PCR方案产生揭示基因表达模式并与对照组动物的相对折叠的差异可重现和定量结果。以下面的方式执行数据分析：qPCR的输出给出了测试基因分析各样品的阈（C T）值。 （C T）的值也得到了控制基因β肌动蛋白和18S rRNA基因（输入控制）。所述ΔΔC 吨方法将被用于计算基因的expr使用这些（C T）分裂国家的配置文件值37。例如，为了计算对于BDNF的基因表达的变化，对于给定的样品，对BDNF和18S rRNA基因的（C T）的值之间的差被计算，并且是第一个ΔC 吨 。对于相同的样品，对于β肌动蛋白和18S rRNA基因的（C T）的值之间的差被计算，得到第二ΔC 吨 。两个ΔC 吨值之间的差被计算，得到ΔΔC 吨 。此ΔΔCT值用于计算2 ^（-ΔΔC 吨 ），其给出的相对丰度的模板为BDNF相比β肌动蛋白。通过绘制在不同的时间点，这个值沿着未刺激的对照，跨越的时间点由DBS诱导的基因表达的改变，可以可视化。可以有效地利用上述的方法来调查对于其他基因，其是潜在的坦率变化表达茨是响应于DBS刺激并调查一些调节这些基因的表达的下游效应。
图1：BDNF表达的响应于ATN的高频刺激（A）的时间过程分析。组织收获，RNA提取，cDNA的制备和q-PCR法进行在协议中说明。在基因表达的相对变化对于输入正火（通过扩增18S rRNA基因），以及作为对照的基因（β肌动蛋白）后计算。从实时PCR获得的（C T）的值，使用由ΔΔ（C T）法37计算表达水平。的时间点进行分析是0，3,6和12小时后的DBS刺激。注意：此处所选择的时间点是相对于一个特定的研究，并受按照所述HY改变假说和实验方案。（B）中的GABA A受体δ亚基（GABRD）响应于DBS在130赫兹靶向ATN水平的时间过程分析。方法和计算被完成为类似于BDNF数据。
图2：DBS电极和刺激设置。
| PCR循环 | |||
| 阶段1： | 最初的变性 | 95℃ | 15分钟 |
| 第2阶段： | 变性 | 95℃ | 15秒 |
| 退火 | 60℃ | 30秒 | |
| 延期 | 72℃ | 30秒 | |
| 步骤2的40个循环 | |||
| 注意：根据退火温度变化 | |||
| 引物的熔化温度。引物通常设计 | |||
| 以具有60℃的最佳退火温度 | |||
表1：PCR参数。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
继Benabid 等具有里程碑意义的工作，用脑深部电刺激治疗帕金森氏病和特发性震颤，在DBS手术技术已经研究了很大的兴趣在过去十年来治疗许多神经系统疾病6,10,43。针对大脑电路的各种神经解剖区域DBS的研究，许多团体正在执行，以解决主要的神经元疾病是临床试验的各个阶段。底丘脑核（STN）或苍白球（GPI）的内段的刺激被FDA批准并用于治疗运动障碍在帕金森氏病10使用。该SANTE临床试验已显示出可喜的趋势接收前丘脑核31的高频刺激癫痫患者。结果从第一阶段的双边穹窿刺激的临床试验显示，在认知功能减退和重新的速度延迟通用开葡萄糖低代谢摄取见于阿尔茨海默氏病，以及激活所述存储器电路8,44的。此外，在最近几年的神经外科医生已经用于治疗神经精神障碍，如OCD（强迫症），难治性抑郁症，图雷特综合征和成瘾10,45-55进行DBS试验。
除了 临床试验，在过去的几年中，动物外科手术已为我们提供了巨大的机会，学习无以伦比任何体外技术在活的动物，手术技术引起的生理变化，在一个方式。在这个手稿，我们已经讨论涉及在啮齿类动物中进行深部脑刺激手术的方法。在如这里所描述的啮齿动物的立体定向手术也可用于潜在的DBS目标搜索和测试出使用疾病模型动物的手术的功效。一对实验者小时挑战ERE是能够瞄准正确的解剖位点可重复的方式。有特别需要一种熟练的技术人员对手术，因为检查正确定位是可能的之后，才刺激完成和动物安乐死。也偶尔，人们可能误伤的关键血管可能导致显著失血，有时甚至是死亡的动物。此外，需要解剖出海马作进一步的生化分析限制免疫组织学验证为在相同的动物，需要一个完整的脑标本为组织切片靶向合适电极的可能性。适当的电极定位可能可以在不同的动物以相同方式刺激检查。然而，这并不对在测试动物正确定位提供了证据，是这种方法的一个限制。最近的出版物试图通过开展DBS手术simultaneou绕过这个问题Š功能磁共振成像56。此处所描述的技术中的一个可能的改进可以是对慢性刺激的影响的研究，通过在动物植入刺激器。然而，我们已经限制了我们分析的高频刺激单剂量（1小时）作为第一步骤，以了解在细胞水平引起的DBS的更改。
考虑使用的DBS手术的，适用于各种神经元病症的，很重要的是，我们知道的DBS的有益效果背后的机制。该信息对于发展中的手术未来的改进并探讨DBS的效用作为已没有了研究的专家DBS其他条件治疗的关键。此外，修改的手术技术可被实现，以避免该过程的某些有害的副作用，并有效地处理与复发的疾病状况。
在深入机械ANADBS的裂解可以通过检查诱导的DBS的基因表达的变化。任一候选基因的方法基于关于该响应去极化刺激神经通路如高频刺激，或全局转录组分析可以给重要的见解通过DBS触发的分子事件的现有知识。基因表达分析技术（候选基因的方法，以及高通量方法）是有力的工具，是关键的探索的分子机制和与DBS手术相关的细胞变化。在这方面的最新发展使得我们有可能获得大量的信息关于细胞生理学的在很短的时间内的几个方面，这是不可能的，几年前。用高通量测序技术的出现，如ChIPseq，能够表征的其中DBS 57,58响应重要的转录因子的基因组范围的位置。联非最近的发现-coding RNA，如microRNA的神经退行性疾病，让我们来分析神经元后DBS采用miRNA的测序技术在59,60 miRNA水平可能出现的变化。在回应DBS后生签名这样的DNA甲基化和组蛋白修饰可能发生的变化也可以探讨。然而，尽管有优点，承认某些这些技术的局限性，以及在分析中可能产生的潜在的问题是很重要的。与基因表达的一个重要关注分析已经重现性和技术性错误。重要的是，实验者利用了本说明，并计划在具有重复足够次数，以确保可靠性。一个共同的问题的一些高通量筛选研究已经在数据的生成的大量解释的难度。有时它以确定所观察到的基因表达的改变是否是由于直接影响变得很重要实验治疗的或为下游效应。这通常需要，旨在解决这一问题进一步的研究。
除了基因组学研究中，这给DBS应对关键球员的时空定位和变化在他们的大脑中的不同区域水平定量进行了广泛的免疫组化分析将是一笔巨大的财富的未来发展DBS外科手术。从基因表达的累积结果分析以及免疫组织化学研究可以揭示关键因素，以及调节细胞过程，如神经或神经变性关键分子事件之间新的相互作用。这样的关键分子标记鉴定还可使未来的药物发现。这些发现有助于了解大脑电路的一般功能，这是科学家们的工作，了解人的角度看有价值的信息光Ÿ神经元疾病。指导我们今后努力的整合在临床取得了最新的技术进步以及实验室很可能为我们提供了巨大的优势在我们与疾病斗争。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Deep Brain Stimulation Surgery | |||
| Stereotactic frame | Kopf Instruments | Model 900 | |
| Drill | Dremmel | 7700, 7.2 V | |
| Scalpel | BD | 372610 | |
| Ketamine | Patterson Veterinary | 07-803-6637 | Schedule III Controlled Substance, procurement, use and storage according to institutional rules |
| Xylazine | Patterson Veterinary | 07-808-1947 | |
| Buprenorphine | Patterson Veterinary | 07-850-2280 | Schedule III Controlled Substance, procurement, use and storage according to institutional rules |
| Surgical staples | ConMed Corporation | 8035 | |
| Sutures (3-0) | Harvard Apparatus | 72-3333 | |
| Syringe (1 ml, 29 1/2 G) | BD | 329464 | Sterile, use for Anesthesia administration intraperitoneally |
| Syringe (3 ml, 25 G) | BD | 309570 | Sterile, use for Analgesia administration subcutaneously |
| Needles | BD | 305761 | Sterile, use for clearing broken bone pieces from the burr holes |
| Ethanol | Fisher Scientific | S25309B | Use for general sterilization |
| Eye Lubricant | Fisher Scientific | 19-898-350 | |
| Stimulator | Medtronic | Model 3628 | |
| DBS electrodes | Rhodes Medical Instruments, CA | SNEX100x-100 mm | Electrodes are platinum, concentric and bipolar |
| Betadine (Povidone-Iodine) | PDI | S23125 | Single use swabsticks, use for sterilizing the scalp before making incision |
| Brain Dissection and Hippocampal tissue isolation | |||
| Acrylic Rodent Brain Matrix | Electron Microscopy Sciences | 175-300 | www.emsdiasum.com |
| Razor Blade | V W R | 55411-050 | |
| Guillotine Scissors | Clauss | 18039 | For decapitation, make sure these scissors are maintained in clean and working condition |
| Scissors | Codman Classic | 34-4098 | Use for removing the brain from the skull |
| Forceps | Electron Microscopy Sciences | 72957-06 | Use for removing the brain from the skull and for handling during dissection |
| Phosphate Buffered Saline | Boston Bioproducts | BM-220 | |
| RNA Extraction and cDNA Preparation | |||
| Tri Reagent | Sigma | T9424 | Always use in a fume hood and wear protective goggles while handling; avoid contact with skin |
| Syringe (3 ml, 25 G) | BD | 309570 | Use for tissue homogenization |
| Chloroform | Fisher Scientific | BP1145-1 | Always use in a fume hood and wear protective goggles while handling; avoid contact with skin |
| Isopropanol | Fisher Scientific | A416-1 | |
| Glycogen | Thermo Scientific | R0561 | |
| Dnase I Kit | Ambion | AM1906 | |
| Superscript First Strand Synthesis Kit | Invitrogen | 11904-018 | |
| Tabletop Microcentrifuge | Eppendorf | 5415D | |
| Quantitative PCR | |||
| SYBR Green PCR Kit | Qiagen | 204143 | |
| Custom Oligos | Invitrogen | 10668051 | |
| PCR Plates (96 wells) | Denville Scientific | C18080-10 | |
| Optical Adhesive Sheets | Thermo Scientific | AB1170 | |
| Nuclease free Water | Thermo Scientific | SH30538-02 | |
| Real Time PCR Machine | Applied Biosystems | 7500 |
References
- Toda, H., Hamani, C., Fawcett, A. P., Hutchison, W. D., Lozano, A. M. The regulation of adult rodent hippocampal neurogenesis by deep brain stimulation. Journal of. 108, 132-138 (2008).
- Perlmutter, J. S., Mink, J. W. Deep brain stimulation. Annual review of neuroscience. 29, 229-257 (2006).
- Bergstrom, M. R., Johansson, G. G., Laitinen, L. V., Sipponen, P. Electrical stimulation of the thalamic and subthalamic area in cerebral palsy. Acta physiologica Scandinavica. 67, 208-213 (1966).
- Benabid, A. L., et al. Chronic electrical stimulation of the ventralis intermedius nucleus of the thalamus as a treatment of movement disorders. Journal of neurosurgery. 84, 203-214 (1996).
- Benabid, A. L., et al. Long-term electrical inhibition of deep brain targets in movement disorders. Movement disorders : official journal of the Movement Disorder Society. 13, Suppl 3. 119-125 (1998).
- Benabid, A. L., et al. Long-term suppression of tremor by chronic stimulation of the ventral intermediate thalamic nucleus. Lancet. 337, 403-406 (1991).
- Tierney, T. S., Lozano, A. M. Surgical treatment for secondary dystonia. Movement disorders : official journal of the Movement Disorder Society. 27, 1598-1605 (2012).
- Tierney, T. S., Sankar, T., Lozano, A. M. Some recent trends and further promising directions in functional neurosurgery. Acta neurochirurgica. Supplement. 117, 87-92 (2013).
- Tierney, T. S., Sankar, T., Lozano, A. M. Deep brain stimulation emerging indications. Progress in brain research. 194, 83-95 (2011).
- Sankar, T., Tierney, T. S., Hamani, C. Novel applications of deep brain stimulation. Surgical neurology international. 3, S26-S33 (2012).
- Tierney, T. S., Vasudeva, V. S., Weir, S., Hayes, M. T. Neuromodulation for neurodegenerative conditions. Frontiers in bioscience. 5, 490-499 (2013).
- Mayberg, H. S., et al. Deep brain stimulation for treatment-resistant depression. Neuron. 45, 651-660 (2005).
- Lyons, M. K. Deep brain stimulation: current and future clinical applications. Mayo Clinic proceedings. 86, 662-672 (2011).
- Ch. 4. Rehabilitation in movement disorders. Lansek, R., Morris, M. E. , Cambridge University Press. 36-43 (2013).
- Goodwin, R., Tierney, T., Lenz, F., Anderson, W. Ch. 15. Single Neuron Studies of the Human Brain: Probing Cognition. Fried, I., Rutishauser, U., Cerf, M., Kreiman, G. 15, MIT Press. 275-293 (2014).
- Hauser, W. A. Epidemiology of epilepsy in children. Neurosurgery clinics of North America. 6, 419-429 (1995).
- Hauser, W. A. Recent developments in the epidemiology of epilepsy. Acta neurologica Scandinavica. Supplementum. 162, 17-21 (1995).
- Davis, R., Emmonds, S. E. Cerebellar stimulation for seizure control: 17-year study. Stereotactic and functional neurosurgery. 58, 200-208 (1992).
- Levy, L. F., Auchterlonie, W. C. Chronic cerebellar stimulation in the treatment of epilepsy. Epilepsia. 20, 235-245 (1979).
- Velasco, A. L., et al. Electrical stimulation of the hippocampal epileptic foci for seizure control: a double-blind, long-term follow-up study. Epilepsia. 48, 1895-1903 (2007).
- Tellez-Zenteno, J. F., McLachlan, R. S., Parrent, A., Kubu, C. S., Wiebe, S. Hippocampal electrical stimulation in mesial temporal lobe epilepsy. Neurology. 66, 1490-1494 (2006).
- Kerrigan, J. F., et al. Electrical stimulation of the anterior nucleus of the thalamus for the treatment of intractable epilepsy. Epilepsia. 45, 346-354 (2004).
- Hamani, C., et al. Deep brain stimulation of the anterior nucleus of the thalamus: effects of electrical stimulation on pilocarpine-induced seizures and status epilepticus. Epilepsy research. 78, 117-123 (2008).
- Hamani, C., et al. Bilateral anterior thalamic nucleus lesions and high-frequency stimulation are protective against pilocarpine-induced seizures and status epilepticus. Neurosurgery. 54, 191-195 (2004).
- Mirski, M. A., Rossell, L. A., Terry, J. B., Fisher, R. S. Anticonvulsant effect of anterior thalamic high frequency electrical stimulation in the rat. Epilepsy research. 28, 89-100 (1997).
- Mirski, M. A., Ferrendelli, J. A. Interruption of the mammillothalamic tract prevents seizures in guinea pigs. Science. 226, 72-74 (1984).
- Mirski, M. A., Ferrendelli, J. A. Anterior thalamic mediation of generalized pentylenetetrazol seizures. Brain research. 399, 212-223 (1986).
- Mirski, M. A., Ferrendelli, J. A. Interruption of the connections of the mammillary bodies protects against generalized pentylenetetrazol seizures in guinea pigs. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 7, 662-670 (1987).
- Mirski, M. A., McKeon, A. C., Ferrendelli, J. A. Anterior thalamus and substantia nigra: two distinct structures mediating experimental generalized seizures. Brain research. 397, 377-380 (1986).
- Lee, K. J., Jang, K. S., Shon, Y. M. Chronic deep brain stimulation of subthalamic and anterior thalamic nuclei for controlling refractory partial epilepsy. Acta neurochirurgica. Supplement. 99, 87-91 (2006).
- Fisher, R., et al. Electrical stimulation of the anterior nucleus of thalamus for treatment of refractory epilepsy. Epilepsia. 51, 899-908 (2010).
- Encinas, J. M., Hamani, C., Lozano, A. M., Enikolopov, G. Neurogenic hippocampal targets of deep brain stimulation. The Journal of comparative neurology. 519, 6-20 (2011).
- Hattiangady, B., Rao, M. S., Shetty, A. K. Chronic temporal lobe epilepsy is associated with severely declined dentate neurogenesis in the adult hippocampus. Neurobiology of disease. 17, 473-490 (2004).
- Kuruba, R., Hattiangady, B., Shetty, A. K. Hippocampal neurogenesis and neural stem cells in temporal lobe epilepsy. Epilepsy & behavior : E&B. 14, Suppl 1. 65-73 (2009).
- Hattiangady, B., Shetty, A. K. Implications of decreased hippocampal neurogenesis in chronic temporal lobe epilepsy. Epilepsia. 49, Suppl 5. 26-41 (2008).
- Paxinos, G., Watson, C. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , Elsevier Inc. (2007).
- Livak, K. J., Schmittgen, T. D. Analysis of Relative Gene Expression Data Using Real-Time Quantitative PCR and the 22DDCT Method. METHODS. 25, 402-408 (2001).
- Kells, A. P., et al. AAV-mediated gene delivery of BDNF or GDNF is neuroprotective in a model of Huntington disease. Molecular therapy : the journal of the American Society of Gene Therapy. 9, 682-688 (2004).
- Han, B. H., Holtzman, D. M. BDNF protects the neonatal brain from hypoxic-ischemic injury in vivo via the ERK pathway. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 20, 5775-5781 (2000).
- Hetman, M., Kanning, K., Cavanaugh, J. E., Xia, Z. Neuroprotection by brain-derived neurotrophic factor is mediated by extracellular signal-regulated kinase and phosphatidylinositol 3-kinase. The Journal of biological chemistry. 274, 22569-22580 (1999).
- Stadelmann, C., et al. BDNF and gp145trkB in multiple sclerosis brain lesions: neuroprotective interactions between immune and neuronal cells. Brain : a journal of neurology. 125, 75-85 (2002).
- Treiman, D. M. GABAergic mechanisms in epilepsy. Epilepsia. 42, Suppl 3. 8-12 (2001).
- Benabid, A. L., Pollak, P., Louveau, A., Henry, S., de Rougemont, J. Combined (thalamotomy and stimulation) stereotactic surgery of the VIM thalamic nucleus for bilateral Parkinson disease. Applied neurophysiology. 50, 344-346 (1987).
- Laxton, A. W., et al. A phase I trial of deep brain stimulation of memory circuits in Alzheimer's disease. Annals of. 68, 521-534 (2010).
- Tierney, T. S., Abd-El-Barr, M. M., Stanford, A. D., Foote, K. D., Okun, M. S. Deep brain stimulation and ablation for obsessive compulsive disorder: evolution of contemporary indications, targets and techniques. The International journal of neuroscience. 124, 394-402 (2014).
- Kennedy, S. H., et al. Deep brain stimulation for treatment-resistant depression: follow-up after 3 to 6 years. The American journal of psychiatry. 168, 502-510 (2011).
- Lozano, A. M., et al. Subcallosal cingulate gyrus deep brain stimulation for treatment-resistant depression. Biological psychiatry. 64, 461-467 (2008).
- Ackermans, L., et al. Double-blind clinical trial of thalamic stimulation in patients with Tourette syndrome. Brain : a journal of neurology. 134, 832-844 (2011).
- Houeto, J. L., et al. Tourette's syndrome and deep brain stimulation. Journal of neurology, neurosurgery, and psychiatry. 76, 992-995 (2005).
- Maciunas, R. J., et al. Prospective randomized double-blind trial of bilateral thalamic deep brain stimulation in adults with Tourette syndrome. Journal of neurosurgery. 107, 1004-1014 (2007).
- Koning, P. P., Figee, M., van den Munckhof, P., Schuurman, P. R., Denys, D. Current status of deep brain stimulation for obsessive-compulsive disorder: a clinical review of different targets. Current psychiatry reports. 13, 274-282 (2011).
- Greenberg, B. D., et al. Deep brain stimulation of the ventral internal capsule/ventral striatum for obsessive-compulsive disorder: worldwide experience. Molecular psychiatry. 15, 64-79 (2010).
- Muller, U. J., et al. Successful treatment of chronic resistant alcoholism by deep brain stimulation of nucleus accumbens: first experience with three cases. Pharmacopsychiatry. 42, 288-291 (2009).
- Zhou, H., Xu, J., Jiang, J. Deep brain stimulation of nucleus accumbens on heroin-seeking behaviors: a case report. Biological psychiatry. 69, e41-e42 (2011).
- Porta, M., et al. Thalamic deep brain stimulation for treatment-refractory Tourette syndrome: two-year outcome. Neurology. 73, 1375-1380 (2009).
- Younce, J. R., Albaugh, D. L., Shih, Y. Y. Deep brain stimulation with simultaneous FMRI in rodents. Journal of visualized experiments : JoVE. , e51271 (2014).
- Park, P. J. ChIP-seq: advantages and challenges of a maturing technology. Nature reviews. Genetics. 10, 669-680 (2009).
- Valouev, A., et al. Genome-wide analysis of transcription factor binding sites based on ChIP-Seq data. Nature methods. 5, 829-834 (2008).
- Fiore, R., Siegel, G., Schratt, G. MicroRNA function in neuronal development, plasticity and disease. Biochimica et biophysica acta. 1779, 471-478 (2008).
- Hebert, S. S., De Strooper, B. Alterations of the microRNA network cause neurodegenerative disease. Trends in neurosciences. 32, 199-206 (2009).
