Summary
La capacité de l'endothélium enflammé de recruter leucocytes du débit est régulé par les cellules stromales mésenchymateuses. Nous décrivons deux modèles in vitro incorporant cellules humaines primaires qui peuvent être utilisés pour évaluer le recrutement des neutrophiles de flux et d'examiner le rôle que les cellules stromales mésenchymateuses jouent dans la régulation de ce processus.
Abstract
Les cellules stromales réglementer le recrutement de leucocytes circulants cours de l'inflammation par la diaphonie avec des cellules endothéliales voisins. Nous décrivons ici deux vitro "vasculaires" modèles pour étudier le recrutement de neutrophiles circulants de flux par les cellules endothéliales enflammées. Un avantage majeur de ces modèles est la capacité d'analyser chaque étape de la cascade d'adhérence des leucocytes dans l'ordre, comme cela se produirait in vivo. Nous décrivons également comment les deux modèles peuvent être adaptés à étudier le rôle des cellules stromales, dans ce cas cellules souches mésenchymateuses (CSM), dans la régulation de recrutement des leucocytes.
Cellules endotheliales primaires ont été cultivées seules ou conjointement avec MSC humain en contact direct sur microplaques Ibidi ou sur des côtés opposés d'un filtre Transwell pendant 24 heures. Les cultures ont été stimulées avec le facteur de nécrose tumorale alpha (TNFa) pendant 4 heures et incorporés dans un essai d'adhérence flow-based. Un bolus de neutrophiles a été perfusésur l'endothélium pendant 4 min. La capture de neutrophiles et de leurs interactions avec l'endothélium fluide a été visualisé par microscopie à contraste de phase.
Dans les deux modèles, les cytokines stimulation augmente le recrutement de neutrophiles endothéliale se écoulant d'une manière dépendante de la dose. L'analyse du comportement des neutrophiles recrutés ont montré une diminution dose-dépendante de roulement et une augmentation dose-dépendante de la transmigration à travers l'endothélium. En co-culture, MSC supprimé l'adhésion des neutrophiles à l'endothélium de TNFa-stimulé.
Nos modèles d'adhésion basés sur le débit imitent les phases initiales de recrutement des leucocytes de la circulation. En plus de leucocytes, ils peuvent être utilisés pour examiner le recrutement d'autres types de cellules, comme les cellules tumorales circulantes MSC ou administrés thérapeutiquement. Notre modèle de co-culture multi-couches ont montré que les MSC communique avec endothélium de modifier leur réponse à des cytokines pro-inflammatoires, Altering le recrutement des neutrophiles. D'autres recherches utilisant ces modèles est nécessaire pour bien comprendre comment les cellules stromales de différents tissus et les conditions (troubles inflammatoires ou de cancer) influencer le recrutement des leucocytes pendant l'inflammation.
Introduction
L'inflammation est une réponse protectrice à une infection microbienne ou d'une blessure de tissu qui nécessite une réglementation stricte de l'entrée de leucocytes et la sortie de l'inflammation des tissus pour permettre la résolution 1,2. Diaphonie entre les cellules endothéliales (CE) que les vaisseaux sanguins de la ligne, leucocytes circulants et les cellules stromales tissus-résident est essentiel de coordonner ce processus 3. Cependant, le recrutement incontrôlée de leucocytes et de leur dédouanement inefficaces sous-tendent le développement de maladies inflammatoires chroniques 4. Notre compréhension actuelle de recrutement des leucocytes dans la santé et la maladie est incomplète et modèles plus robustes sont nécessaires pour analyser ce processus.
Les mécanismes de soutien au recrutement de leucocytes du sang à travers vasculaire CE veinules post-capillaires ont été bien décrits 1,2,5. Leucocytes circulants sont capturés par des récepteurs spécialisés (par exemple, VCAM-1, E-sélectine, la P-sélectine) quisont régulés à la hausse sur l'endothélium enflammé. Ces interactions transitoires permettent d'interagir avec les leucocytes surface lié chimiokines et médiateurs dérivés de lipides (soit stromales endotheliales ou d'origine) qui activent les intégrines exprimées par les leucocytes 6- 11. Cela stabilise l'adhérence et la migration disques à travers l'endothélium et dans le tissu 12 15. Dans le tissu, recrutés leucocytes sont soumis à des agents stromales dérivées qui influencent leur motilité, la fonction et la survie 16,17. L'évidence croissante suggère fortement que les signaux reçus à chaque étape des conditions de processus de recrutement des leucocytes pour la prochaine. Cependant, notre compréhension de recrutement des leucocytes reste incomplète et très peu est connu sur le mouvement des leucocytes composants de mise en forme dans le tissu.
A Birmingham, nous avons développé plusieurs in vitro "vasculaires" modèles pour étudier le recrutement de leucocytes9,18,19 écouler. Nous comprenons maintenant que vasculaire acte CE régulateurs immédiats de recrutement des leucocytes répondre aux changements dans leur micro-environnement local. Plus précisément, les cellules stromales tissus-résident peuvent activement réguler la réponse inflammatoire, en partie en conversant avec vasculaire CE voisine d'influencer leur rôle dans le recrutement 3. Nous avons précédemment montré que diverses cellules stromales modulent la capacité de CE pour soutenir l'adhérence et la migration des leucocytes d'une manière spécifique d'un tissu, et que ces effets deviennent altérée dans les maladies chroniques 13,16,20,21. Ainsi, les cellules stromales établissent tissus 'adresse-codes »qui définissent le contexte de chaque réponse inflammatoire 22. Plus récemment, nous avons démontré que la moelle osseuse provenant MSC (BMMSC) puissamment réguler à la baisse la réponse des CE à des cytokines, conduisant à une réduction dans le recrutement de deux neutrophiles et de lymphocytes 23.
Les mécanismes GOVrecrutement Erning élucidé in vitro ont largement utilisé les essais comportant un seul type de cellule (par exemple, CE) ou de protéines dans l'isolement. Cependant, ces études ne prennent pas en considération les effets de l'environnement tissulaire locale (ce est à dire, la présence de cellules stromales) sur le recrutement des leucocytes et leur migration ultérieure dans le tissu. Nous décrivons ici deux méthodes basées sur les flux dans lequel les cellules stromales, cellules souches mésenchymateuses spécifiquement (MSC), sont co-cultivées avec des CE 23. Ces modèles nous permettent d'examiner l'effet des cellules stromales sur les réponses endothéliales, en particulier leur capacité à soutenir le recrutement des leucocytes de l'écoulement.
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Protocol
1. Isolement et culture de cellules endothéliales humaines primaires et Cellules souches mésenchymateuses
- cellules d'isolement et de la culture des droits de l'endothéliales de veine ombilicale (HUVEC):
- Mettez cordon ombilical sur un plateau avec des serviettes en papier et pulvériser avec 70% d'éthanol. Placez dans une hotte de culture de tissu. Identifier la veine et Cathétériser aux deux extrémités. Placez une attache de câble autour de l'extrémité canule pour le fixer.
- Laver sang veineux avec du PBS en utilisant une seringue. Remplir la seringue avec de l'air et de passer à travers la veine de retirer et jeter le PBS résiduelle.
- Décongeler 10 mg / ml de collagénase de type Ia et diluer 1:10 dans du PBS (avec du calcium et chlorure de magnésium) à une concentration finale de 1 mg / ml. Passez une solution de collagénase dans la veine jusqu'à ce que les canules sont remplis. Fermez les pinces sur canules aux deux extrémités.
- Couvrir le bac avec le tissu et pulvériser avec 70% d'éthanol. Placez le cordon dans un incubateur pendant 20 min à 37 ° C et 5% de CO 2.
- Prenez le cordon surde l'incubateur et serrer des attaches de câble. Massez doucement sur le cordon pendant 1 min. Rincer la suspension cellulaire avec 10 ml de PBS et recueillir dans un tube de centrifugation de 50 ml.
- Remplir la seringue avec de l'air et de passer à travers la veine du PBS pour éliminer tout résidu deux fois, en recueillant le PBS dans un tube à centrifuger de 50 ml utilisé dans l'étape 1.1.5. Centrifuger à 400 g pendant 5 min à température ambiante.
- Aspirer le surnageant et remettre le culot dans 1 ml de milieu complet CE. Se compose de milieu EC M199 supplémenté avec 35 ug / ml de sulfate de gentamicine, 10 ng / ml de facteur de croissance épidermique humain, 1 ug / ml d'hydrocortisone, 2,5 pg / ml d'amphotéricine B, et 20% de sérum de veau foetal.
- Ajouter 4 ml de milieu CE et la suspension à un CE 2 flacon de 25 cm. Changer le support le jour suivant, puis tous les deux jours.
- CE présentent une morphologie pavée comme (Figure 1AI). Pour les essais d'adhérence, CE sont généralement ensemencé quand ils atteignent 100% de confluence (voir section 1.4
- Isolement de cellules souches mésenchymateuses de la gelée de Wharton (WJMSC) à partir de cordons ombilicaux humains:
- Isoler le MSC de la gelée de Wharton dérivé (WJMSC) à partir de cordons ombilicaux frais ou de cordons qui ont déjà été utilisées pour isoler CE. Couper le cordon ombilical en 5 cm de long morceaux. Coupez chaque morceau longitudinalement pour révéler les vaisseaux sanguins (2 artères [blancs, rigide] et une veine [jaune, distendu]).
- Avec des ciseaux et des pinces stériles supprimer les vaisseaux sanguins et le jeter. Coupez tous les tissus en 2-3 mm 3 morceaux. En utilisant des pinces lieu de 2 à 3 mm 3 morceaux dans un tube de 50 ml de la centrifugeuse.
- Décongeler 100 mg / ml de type II stock collagénase et diluer 1: 100 dans 10 ml de PBS à une concentration finale de 1 mg / ml. Décongeler 20 000 U / ml Stock hyaluronidase et diluer 1: 400 à une concentration finale de 50 U / ml dans la solution de collagénase.
- Ajouter cocktail enzymatique dans le tube à centrifugation contenant les fragments de tissus. Incuber les tissus fragments pour 5 heures à 37 ° C sur un agitateur lente.
- Diluer la suspension cellulaire à 1: 5 dans du PBS. Placer un filtre à pores de 100 pm dans 50 ml d'un nouveau tube de centrifugation. Verser la suspension de cellules sur le filtre de pores de 100 um.
REMARQUE: Restant fragments de tissus sera retenue sur le filtre et les cellules seront recueillis dans le tube 50ml centrifugeuse. - Jeter le filtre. Centrifuger la suspension de cellules à 400 xg pendant 10 min à température ambiante. Aspirer le surnageant et remettre en suspension le culot dans WJMSC 12 ml du milieu de culture complet de WJMSC (DMEM glucose faible, 10% de FCS et 100 U / ml de pénicilline + 100 pg / ml de streptomycine mix).
- Ensemencer toutes les cellules dans un 75 cm 2 flacon de culture tissulaire. Changer le milieu après 24 h avec 12 ml du milieu complet de culture WJMSC. Remplacer milieu tous les 2-3 jours. Les cellules doivent atteindre 70 à 80% de confluence dans les 2 semaines. Passage quand WJMSC atteindre 70 à 80% de confluence (voir section 1.4).
- L'expansion de MSC dérivées de moelle osseuse (BMMSC):
- Décongeler une fiole de p2 BMMSC en plaçant dans un bain d'eau à 37 ° pendant 2 min. Ajouter la suspension BMMSC au tube de centrifugeuse contenant MSCGM. Mélangez bien à la pipette.
- Centrifuger à 400 g pendant 5 min à température ambiante. Aspirer le surnageant complètement.
- Resuspendre les cellules dans 1 ml MSCGM et compter les cellules en utilisant un hémocytomètre ou un compteur cellulaire numérique tel qu'un Cellometer.
- cellules de semences dans 75 cm 2 flacons de culture à une densité de 5000 - 6000 cellules par cm 2 dans 12 ml MSCGM. Changer le milieu après 24 h avec 12 ml MSCGM. cellules d'alimentation avec 12 ml MSCGM tous les 2-3 jours.
- Passage quand BMMSC atteindre 70 à 80% de confluence (voir section 1.4). Les cellules présentent une morphologie fibroblastique (Figure 1Aii).
- Pour des passages de MSC, remettre le culot dans 3 ml de milieu de culture. Ajouter 11 ml de milieu de culture en trois flacons de 75 cm2 de culture distinctes. Ajouter 1 ml de suspension cellulaire dans chaque flacon de culture (1: 3 par division). Passage WJMSC BMMSC et 3 fois (P3) avant l'utilisation dans des essais de co-culture.
- Pour l'ensemencement CE ou MSC dans des essais d'adhérence - voir les sections 2 et 3.
- Au passage 3 détachement MSC comme décrit à la section 1.4. Aspirer le surnageant et remettre en suspension dans 3 ml glacée CryoSFM. Pipette aliquotes de 1 ml de suspension cellulaire dans 1,5 ml cryovials glacées. Mettre cryotubes dans un récipient de congélation.
- Entreposer le contenant à -80 ° CO / N. Transfert à l'azote liquide. Thaw flacon de MSC (Suivez les étapes 1.3.1 - 1.3.6). Remettre en suspension dans 5 ml MSC milieu de culture (choisir milieu approprié pour WJMSC ou BMMSC) et des semences dans un 2 flacon de 25 cm.
2. Établir Stem Cell co-cultures endothéliale-mésenchymateuses sur Ibidi microplaques
- Trypsiniser un cm 2 flacon de CE confluentes 25 (~ 1,5 x 10 6 Les cellules, comme la section 1.4). Remettre en suspension CE 380 pi MSCGM (1 x 25 cm 2 flacon sera ensemencer deux microplaques 6 canaux Ibidi (~ 1,25 x 10 5 / canal), pour des essais d'adhérence tout ty cellulairepes sont cultivées dans MSCGM). Ajouter 30 ul de suspension CE à chaque canal (ce couvrira la zone de croissance par capillarité). Incuber Ibidi microlame à 37 ° C et 5% de CO 2 pendant 1 heure.
- Ajouter 140 ul MSCGM à chaque canal, puis aspirer le tout. Répéter deux fois pour un total de trois lavages. Ajouter 140 ul MSCGM et le placer dans l'incubateur à 37 ° C et 5% de CO 2 pendant 24 heures.
- Pour les co-cultures détacher MSC (section 1.4). Effectuer une numération cellulaire en utilisant un hémocytomètre ou Cellometer. Ajuster la concentration de MSC à 1,5 x 10 5 cellules / ml.
- Aspirer excès moyen à partir des canaux (Ibidi ne laissant que la zone du canal dans un milieu de croissance). Ajouter 30 ul du MSC suspension aux canaux Ibidi. Aspirer le milieu qui a été éjecté de la zone du canal de la croissance et ajouter encore 30 ul de suspension MSC. Répéter une fois de plus, puis placer la microplaque Ibidi dans l'incubateur à 37 ° C et 5% de CO 2 </ Sub> pendant 1 heure.
- Ajouter 140 ul MSCGM à chaque canal, puis aspirer le tout. Répéter deux fois pour un total de trois lavages. Ajouter un volume final de 140 ul MSCGM à chaque canal et le placer dans l'incubateur à 37 ° C et 5% de CO 2 pendant 24 heures.
- Décongeler 1 x 10 5 U / stock ml de TNFa et diluer 1: 1000 dans MSCGM à une concentration finale de 100 U / ml (équivalent à ~ 10 ng / ml). Effectuer une dilution en série par dilution de 100 U / ml de TNFa par 01 heures 10 dans MSCGM pour obtenir 10 U / ml. Diluer 10 U / ml de TNFa par 01 heures 10 dans MSCGM pour obtenir 1 U / ml.
- Traiter les canaux avec le TNFa à 37 ° C pendant 4 heures avant le dosage. fluctuations de température pendant le traitement de cytokines vont modifier les modes de recrutement des neutrophiles observés. Ajouter MSCGM frais à canaux non traités.
3. Établir endothéliale-cellules souches mésenchymateuses Co-cultures sur Filtres
- Détachez WJ ou BMMSC comme décrit à la section 1.4. Reprendre le culotdans 1 ml MSCGM. Effectuez une des cellules de comptage cellulaire en utilisant un hémocytomètre ou Cellometer.
- Ajuster le volume de sorte que la concentration finale soit de 5 x 10 5 MSC dans 500 ul de MSCGM.
- Utilisation des pinces stériles inversent six puits, 0,4 um filtres Transwell PET et les placer dans une boîte stérile.
- Graine 5 x 10 5 MSC sur la surface extérieure des filtres. Incuber les filtres à 37 ° C et 5% de CO 2 pendant 1 heure.
- Recueillir médias de la surface extérieure du filtre. Comptez le nombre de non-adhérent MSC dans les médias. Re-filtres inverti utilisant des pinces stériles et les placer dans une plaque à 6 puits correspondant contenant 3 ml MSCGM.
- Ajouter 2 ml d'MSCGM sur la surface intérieure du filtre (figure 1B). Placer dans un incubateur à 37 ° C et 5% de CO 2 pendant 24 heures. Trypsiniser un cm 2 flacon de CE confluentes 25 (Figure 1AI, comme la section 1.4).
- Reprendre CE dans 8 ml MSCGM (1 x 25cm 2 flacon will graines de quatre filtres à 6 puits; ~ 5 x 10 5 CE / filtre). Aspirer le milieu à partir du haut et en bas des filtres poreux. Ajouter MSCGM 3 ml frais dans la chambre inférieure (sous le filtre). Ajouter 2 ml de suspension CE à la surface intérieure de chaque filtre. Incuber pendant 1 heure à 37 ° C et 5% de CO 2.
- Aspirer le milieu de se laver au large non adhérente CE et remplacer avec des produits frais MSCGM. Mettre en place des filtres mono-culture parallèles CE par ensemencement des cellules sur la surface intérieure sans premier MSC de semis. Incuber O / N à 37 ° C et 5% de CO 2.
- Vérifiez que la monocouche CE est confluent et ne contient pas les lacunes. Des monocouches sous-confluentes peuvent pas être utilisées pour des essais d'adhérence (figure 1B).
- Traiter les chambres supérieure et inférieure avec des filtres 1, 10 ou 100 U / ml de TNFa (équivalent à ~ 10 ng / ml) à 37 ° C pendant 4 heures avant le dosage (décrit dans la section 2).
4. Isolement de leucocytes
- Prenez veineusesang de volontaires sains et aliquote immédiatement dans des tubes EDTA. Inverser les tubes doucement pour mélanger.
- Couche 2,5 ml Histopaque 1077 SUR DES 2,5 ml Histopaque 1119 dans un 10 ml tube rond à fond. Couche 5 ml de sang total sur le gradient Histopaque. Centrifuger à 800 g pendant 40 min à température ambiante.
- Récolte neutrophiles périphériques polymorphonucléaires (PMN) à l'interface de Histopaque 1077 et 1119 (au-dessus de la couche d'érythrocytes). Placer dans un tube de 10 ml à fond rond et porter à 10 ml avec LNPP. Retourner doucement le tube et centrifuger à 400 g pendant 5 min à température ambiante.
- Diluer la solution de BSA à 7,5% 01 heures 50 dans 100 ml de PBS (avec du calcium et chlorure de magnésium) à une concentration finale de 0,15% (p / v; LNPP). Aspirer le surnageant et remettre en suspension dans 10 ml LNPP. Centrifuger à 400 g pendant 5 min à température ambiante.
- Remettre en suspension dans 1 ml LNPP. Prélever une partie aliquote de 20 ul de la suspension de cellules et ajouter 380 ul de PBSA (dilution 1:20). Compter les cellules en utilisant un hémocytomètre ou Cellometer. Diluer à la conce nécessairentration (1 x 10 6 / ml pour les filtres Transwell et Ibidi microlame) dans les pensions. Maintenir neutrophiles suspension à température ambiante jusqu'à ce que le dosage.
5. Montage de la Flow System
- Mettre en place le système d'écoulement comme indiqué à la figure 1C. Allumer le chauffage et réglez à 37 ° C. Fixez une seringue de 20 ml (retirer le piston) et une seringue de 5 ml à un robinet 3 voies. Fixez le robinet à la chambre en plexiglas avec du ruban Micropore.
- Mesurer et couper un long morceau de silicium 2/4 mm (épaisseur) tube qui est approximativement la distance entre la vanne et le 3-way robinet. Couper un 8-10 mm de long morceau de 1/3 mm (mince) tube et l'insérer dans une extrémité du tube d'épaisseur. Fixez le côté du tube d'épaisseur sur le 3-way robinet.
- Connectez l'extrémité du tube mince sur un port de l'électronique 3-way microvalve. Ce est le «réservoir de lavage". Coupez un 6 - long morceau de tube épais et mince 8 mm.
- Insérer le tube mince dans une extrémité du tube d'épaisseur. AttAch le tube épaisse fin sur une seringue de 2 ml (retirer le piston).
- Connectez l'extrémité du tuyau mince de la seringue de 2 ml sur un port sur la microvanne électronique à faire la "réservoir d'échantillon". Raccorder la vanne à la chambre de circulation du filtre en mesurant et en coupe d'un long morceau de tube mince qui est la distance entre le micro-soupape et le centre de la platine du microscope.
- Pour le modèle de microplaque, joindre un 8 - mm morceau de tube d'épaisseur 10 à l'extrémité du tube mince. Placer un connecteur en forme de L à l'extrémité de la tubulure d'épaisseur. Cela se connecter à la microplaque. Pour le modèle de filtre, joindre un 8 - mm morceau de Portex Blue Line manomètre 10 tubes de raccord à l'extrémité du tube mince.
- Placez l'extrémité du tuyau mince sur la microvanne. Ce est la sortie commune pour laver et échantillons réservoirs. Remplir les réservoirs avec LNPP. Premier tube en se écoulant à travers eux LNPP pour enlever les bulles d'air.
- Attacher Manomètre tubulure à une 29 mm (50 ml) de verreyringe. Premier la seringue en complétant avec 10 ml LNPP. Inverser la seringue de sorte que l'extrémité reliée à la tubulure orientée vers le haut et faire sortir toutes les bulles d'air. Remplir avec 5 ml LNPP.
- Pour le modèle de microlame seulement, attacher un 10 - morceau de tube de 12 mm d'épaisseur à l'extrémité de la tubulure de manomètre conduisant à la seringue en verre. Placer un connecteur en forme de L sur l'extrémité de la tubulure d'épaisseur. Placer la seringue en verre dans une pompe à seringue pour perfusion / retrait.
- Calculer le débit de remplissage (Q) nécessaire pour générer la contrainte de cisaillement de mur désiré (τ w en Pascal, Pa) de 0,1 (filtres Transwell) Pa ou 0,05 (microplaques Ibidi) Pa en utilisant les formules suivantes:
γ w = (6.Q) / (wh 2)
τ = n.γ
Où w = largeur interne et h = hauteur intérieure du canal d'écoulement. n = viscosité de la solution qui se écoule; LNPP est n = 0,7 mPa.s. Pour la chambre d'écoulement de filtre à plaques parallèles, la largeur (w) est de 4 mm et la profondeur (h) est 0,133 mm. Le depth de la chambre peut varier légèrement en raison des différences dans l'épaisseur du joint d'étanchéité utilisé Parafilm. Pour la microlame Ibidi, la largeur est de 3,8 mm et la profondeur est de 0,4 mm.
NOTE: En raison de différences dans les dimensions du canal d'écoulement, et la dynamique de capture différentes, nous utilisons des contraintes de cisaillement pour le modèle de microlame par rapport au modèle de filtre 6.
6. Configuration de la plaque parallèle Chambre flux d'intégrer des filtres
- Couper un morceau de Parafilm (la même taille que la lamelle de verre) à l'aide d'un modèle métallique. Découpez une fente 20 x 4 mm dans le Parafilm (pour créer le canal d'écoulement) en utilisant un modèle de métal. Utilisez le joint pour marquer le canal d'écoulement sur la lamelle de verre.
- Aligner les bords du filtre 6 puits sur la lamelle de verre. Assurez-vous que le filtre couvre les marques pour les canaux d'écoulement. Découpez soigneusement le filtre à l'aide d'un scalpel type 10A.
- Couvrir soigneusement le filtre avec un joint Parafilm, veiller à ce que le canal d'écoulementla fente se trouve au milieu du filtre (figure 1D). Utilisez un morceau de tissu propre et pousser les bulles.
- Placer la lamelle dans l'évidement de la plaque de fond de la chambre d'écoulement Perspex. Positionner la plaque supérieure en plexiglas sur le dessus du joint et visser les plaques ensemble (figure 1D).
- Tournez le robinet 3 voies pour permettre tampon de lavage (LNPP) de circuler à travers la vanne. Connectez manomètre tuyau à l'orifice d'entrée de la plaque de Persex dessus. Exécuter LNPP à travers le canal d'écoulement pour permettre aux bulles de passer à travers.
- Raccorder la conduite du manomètre de la pompe de la seringue dans l'orifice de sortie de la plaque Perspex. Réglez la pompe seringue pour remplir et appuyez sur run. Nettoyez toute LNPP qui a coulé sur la plaque supérieure de la chambre.
- Placez la chambre sur la scène d'un microscope à contraste de phase inverti. Réglez la mise à visualiser la CE au-dessus des filtres (figure 1B).
7. Configuration de microplaques pour débit </ P>
- Placez la microplaque sur la scène d'un microscope à contraste de phase inverti. Branchez le connecteur en forme de L dans le port d'entrée d'un canal. Exécuter LNPP à travers le canal d'écoulement.
- Placer le connecteur en forme de L à partir de la pompe de la seringue dans l'orifice de sortie du canal. Réglez la pompe seringue pour remplir et appuyez sur run. Nettoyez toute LNPP qui a coulé sur la microplaque. Réglez la mise à visualiser la monocouche CE.
8. perfusion de cellules endothéliales leucocytes fil
- Mettre 2 ml de neutrophiles purifiés dans le réservoir d'échantillon et laisser se réchauffer pendant 2 min. Laver l'endothélium avec LNPP pendant 2 min.
- Tournez la vanne ON pour perfuser neutrophiles sur l'endothélium. Livrer le bolus de neutrophiles pendant 4 min. Coupez le clapet et perfuser LNPP du réservoir de lavage pour le reste de l'expérience.
- Veiller à ce que des bulles d'air ne passent pas par le canal d'écoulement à tout moment pendant le test car cela perturbera le monolay CEer et le détachement cause de neutrophiles adhérentes.
9. Enregistrement neutrophiles capture et Comportement
- le recrutement des neutrophiles d'enregistrement soit pendant l'écoulement des neutrophiles ou post-perfusion.
- Faire tous les enregistrements numériques d'au moins 5 à 10 champs dans le centre du canal d'écoulement. Identifier le centre du canal en déplaçant l'objectif au bord du canal à l'orifice d'entrée et l'identification du milieu de l'orifice.
- Pour l'enregistrement pendant l'écoulement des neutrophiles, prendre des images d'un seul champ toutes les 10 secondes pendant 1 min. Avancez le long du canal et enregistrer un autre domaine pendant 1 min. Répétez l'opération pour la durée du bolus.
- Pour l'enregistrement de post-perfusion, faire 10 sec enregistrement de 5-10 champs vers le bas au centre du canal d'écoulement pour l'évaluation du comportement des leucocytes (généralement de 2 min après la fin du bolus de neutrophiles). Prenez des photos chaque seconde dans l'intervalle de 10 sec. Cela permet un temps suffisant pour la capture de flux et le comportement des neutro adhérentephils à analyser.
- Enregistrez un champ unique contenant au moins 10 neutrophiles transmigré pendant 5 min, prendre des images toutes les 30 secondes. Ceci peut être utilisé pour calculer la vitesse de cellules ayant migré (au-dessus ou en dessous de l'endothélium).
- Enregistrer une autre série de 10 champs de sec (typiquement 9 min post-perfusion). Cela permet neutrophiles temps de migrer à travers la monocouche endothéliale.
- Arrêter la pompe de la seringue et retirer le tuyau. Désassembler la chambre d'écoulement et rincer le réservoir d'échantillons et de tubes. Répétez l'opération pour filtres / canaux de Microslide ultérieures.
10. Analyse des leucocytes recrutement et Comportement
- Comptez le nombre de neutrophiles dans chaque domaine au cours des 10 enregistrements sec au point de temps de 2 min. Toutes les cellules doivent être présents dans la première seconde terrain afin d'être comptés. Les cellules qui sont partiellement dans le champ sur deux côtés (par exemple, en haut / frontières de droite) du champ de vue sont inclus dansLes chiffres, tant qu'ils restent dans le domaine de la pleine 10 sec.
- Calculer le nombre moyen de neutrophiles adhérente par champ. Mesurer la longueur et la largeur du champ enregistré. Calculer la surface du champ. Calculer le nombre de champs il ya dans 1 mm 2. Multiplier le nombre de neutrophiles moyenne par le nombre de champs dans 1 mm 2.
- Calculer le nombre total de neutrophiles perfusés en multipliant la quantité de polynucléaires neutrophiles perfusé (par exemple, 2 x 10 6 / ml * Q [par exemple, 0,0999 ml / min pour la chambre d'écoulement à plaques parallèles]) par la durée du bol (par exemple, 4 min ).
- Diviser le nombre de neutrophiles / mm 2 par le nombre total de neutrophiles perfusés pour déterminer le nombre total de cellules qui ont adhéré (adhérent cellules / mm 2/10 perfusé 6).
- Évaluer si les neutrophiles adhérents roulent, fermement adhérentes ou transmigré (vidéo supplémentaire 1 et 2).
- Unroulant neutrophiles est la phase lumineuse et se déplacera lentement le long de la monocouche endothéliale (1-10 um / sec; vidéo supplémentaire 1).
- Cellules adhérentes sont fermement la phase lumineuse et lié à la surface CE, soit en restant stationnaire (ce est à dire, ne bouge pas pendant l'enregistrement) ou ont subi des changements de forme et migrent sur la surface CE (Figure 1Ei).
- Un neutrophiles est transmigré phase sombre et en dessous de la couche CE (Figure 1Eii).
- Calculer le pourcentage de cellules adhérentes qui déploient, stationnaire et transmigré. En variante, le comportement des neutrophiles peut être exprimée comme le nombre total de cellules qui présentent des comportements différents en appliquant la même formule utilisée pour calculer adhérence totale (comme décrit dans les étapes 10.6 à 10.7).
- Marquez le bord d'attaque d'une neutrophiles roulement. Marquer le bord d'attaque de la même cellule à la fin de la séquence de 10 sec. Tracez une ligne pariween les 2 points et mesurer la distance que la cellule a voyagé.
- Diviser cette valeur par la durée de l'enregistrement, dans lequel la cellule est roulant (soit 10 sec). Essayez et sélectionnez neutrophiles qui sont dans le domaine de la totalité de l'intervalle de 10 sec.
- Pour calculer la vitesse de migration des neutrophiles sur la surface (en forme de changement de phase lumineuse) ou sous l'endothélium (phase sombre) utiliser le 5 min d'enregistrement (vidéo complémentaire 2).
- Dessiner un contour de cellules ayant migré au début de la séquence et de suivre leurs mouvements tout au long de la séquence. Notez les positions X et Y du centroïde à chaque intervalle d'une minute pour chaque cellule. Soustraire les valeurs de la position X et Y à partir de la première image de la séquence à partir des valeurs de la seconde image. Ceci est basé sur le théorème de Pythagore.
- Soustraire les valeurs de la seconde image de la troisième image. Faites cela pour toutes les images de la séquence. Place til valeurs X et Y et ajoutez-les ensemble.
- La racine carrée de la valeur résultante. Calculer la vitesse de chaque cellule faisant la moyenne des vitesses calculées à chaque intervalle de minute. Track 10 migré neutrophiles et de calculer la vitesse moyenne.
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Representative Results
Initialement, nous avons analysé l'effet de stimuler la CE avec du TNFa sur le recrutement de neutrophiles de flux en utilisant le modèle de microplaque Ibidi (article 7-9). En l'absence de TNFa, peu ou pas de neutrophiles ont adhéré à la monocouche endotheliale (figure 2A). Ceci a été prévu, en tant que non traité / CE repos ne expriment pas les molécules d'adhérence nécessaires (les sélectines) ou à l'appui de liaison de chimiokines 25,26. En revanche, la stimulation de cytokine augmenté de manière significative l'adhésion des neutrophiles à l'endothélium d'une manière dépendante de la dose (figure 2A). Adhérence reste normalement stable au cours de l'essai. La liaison des leucocytes à l'endothélium non traité indique que soit les CE sont activés (ce est contaminée avec du LPS pendant le processus de culture) et / ou les neutrophiles ont été activés au cours du processus d'isolement. En effet, le LPS a été montré pour augmenter l'expression de la E-sélectine, ICAM-1 et VCAM-25 à 27 janvier sur la surface du CE, ce qui leur permet de se lier neutrophiles.
Lors de l'analyse du comportement des neutrophiles recrutés on observe généralement une diminution dose-dépendante de la proportion de neutrophiles de roulement (figure 2B) avec une augmentation dépendante de la dose concomitante de la proportion de neutrophiles migrent à travers la monocouche endotheliale (figure 2C). Aux doses inférieures de TNF-stimulation (1 U / ml) une plus grande proportion de neutrophiles apparaître la phase lumineux indiquant qu'ils sont fixés à la surface apicale de l'endothélium (figure 2B). En revanche, à 10 et 100 U / ml (doses élevées) environ 40% des neutrophiles recrutés phase sombre apparaissent à 2 min, indiquant que ces cellules ont migré à travers la monocouche endotheliale et sont sous l'endothélium (figure 2C). Les neutrophiles sont capables de migrer à travers la CE dans 1-2 min, avec la transmigration atteindre mniveaux de aximal à ~ 10min post-perfusion 28. Ici, nous avons observé une augmentation de la transmigration des neutrophiles à partir de 40% à 2 min à 60% en 9 min après la perfusion (figure 2C). Nous avons observé aucun effet de la concentration de TNFa de la vitesse de roulement (~ 3 um / s) ou la migration (~ 10 à 12 um / min) neutrophiles.
Dans le modèle à base de filtre, TNFa-stimulation adhésion des neutrophiles a augmenté d'une manière dépendante de la dose similaire à celui observé en utilisant le modèle de microlame Ibidi (figure 3A). En termes de comportement, des neutrophiles n'a pas été affectée par laminage dose TNFa (figure 3B), tandis qu'une augmentation dose-dépendante de la transmigration pourcentage a été observée (Figure 3C). Dans cette série d'expériences, nous avons observé aucun effet significatif sur le temps de transmigration de neutrophiles (figure 3C).
Nous fournissons des méthodes sur la façon de générer deux constructions de co-culture différentes, chacune desqui est conçu pour répondre à des questions spécifiques. Dans le modèle de microplaque Ibidi, CE et MSC sont cultivées dans un monocouche en contact direct avec un de l'autre. Ce modèle est utile pour examiner l'effet de l'injection thérapeutique de MSC dans le sang et leur intégration ultérieure dans la monocouche CE. En revanche dans le modèle à base de filtre, CE et MSC sont cultivées sur des côtés opposés du filtre à proximité, mais pas nécessairement en contact direct. Cela ressemble davantage à un tissu, des cellules endotheliales avec la formation d'une monocouche représentant le vaisseau sanguin, et le CSM résidant dans le compartiment sous-endothélial. Cela nous permet d'examiner les effets de MSC de tissu-résident sur la réponse des CE à la stimulation de cytokines.
Basé sur nos expériences, nous observons que le recrutement des neutrophiles maximale et la migration se produit lorsque transendothéliale CE sont stimulés avec 100 U / ml de TNFa. En tant que tel, nous avons utilisé cette concentration pour examiner l'effet de MSC co-culturesur le recrutement des neutrophiles endothéliale de flux. Ici, nous présentons des données pour BMMSC en co-culture avec l'aide de la CE microplaque et les modèles à base de filtres par exemple cependant, d'autres types de MSC peuvent aussi être examinées, WJMSC. Dans les deux modèles présence d'BMMSC réduit de manière significative l'adhésion des neutrophiles à la CE par rapport à EC cultivées seules (figure 4A). Co-culture n'a eu aucun effet sur le comportement des neutrophiles recrutés, avec des niveaux similaires de roulement et la transmigration observées sur CE cultivé seul ou avec MSC (figure 4B et C). Ainsi, MSC peut modifier la réponse de la CE à la stimulation de cytokines, qui supprime leur capacité à soutenir le recrutement de neutrophiles de flux.
Figure 1. Établir CE-MSC co-culture et d'analyser le recrutement de neutrophiles en utilisant un test d'adhésion basé sur les flux. (A) (i) EC primaire et (ii) passage 3 BMMSC cultivées sur des flacons de culture tissulaire. (B) Micrographie de CE et le CSM cultivées sur 6 puits Transwell éléments filtrants. (C) Schéma du système de perfusion utilisé pour générer flux. (D) Représentation schématique de la chambre d'écoulement de filtre à plaques parallèles. (E) Micrographie de (i) est solidement adhérente (FA) et (ii) transmigré (TM) neutrophiles compter de l'embauche de l'écoulement de CE stimulé avec 100 U / TNFa ml . Images C et D sont prises à partir des figures 2 et 3 dans Methods in Molecular Biology:. traite des cellules T, 2010, pg 53-54 28 avec l'aimable autorisation de Springer Science Business Media et Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
. Figure 2. neutrophiles recrutement de l'écoulement au TNFa stimulée CE utilisant microplaques Ibidi CE ont été stimulées avec des concentrations croissantes de TNFa (0-100 U / ml) pendant 4 heures. A 4 min bolus de neutrophiles a été perfusé sur la monocouche CE à 0,05 Pa. (A) l'adhésion des neutrophiles évaluée à 2 min. ANOVA a montré un effet significatif du traitement TNFa sur l'adhérence des neutrophiles, p <0,01. le comportement des neutrophiles a été évaluée à 2 min et 9 et exprimée en pourcentage de cellules adhérentes qui étaient (B) laminage ou (C) transmigré. ANOVA a montré un effet significatif du traitement TNFa sur le comportement de l'neutrophiles adhérentes, p <0,001. En C, analyse de la variance a montré une beaucoup de temps à transmigré neutrophiles p <0,01. Les données sont la moyenne ± SEM de n = 3 expériences. * P <0,05 et **p <0,01 par rapport à la non stimulées (0 U / ml) contrôle CE par un post-test de Dunnett. ## p <0,01 et ### p <0,001 comparé au 1 U / ml CE au même point de temps par Bonferroni post- test.
. Figure 3. recrutement des neutrophiles à partir de flux de TNFa CE stimulée en utilisant un dosage à base de filtre-CE ont été stimulées avec des concentrations croissantes de TNF (0 - 100 U / ml) pendant 4 heures. A 4 min bolus de neutrophiles a été perfusé sur la monocouche CE à 0,1 Pa. (A) l'adhésion des neutrophiles évaluée à 2 min. ANOVA a montré un effet significatif du traitement TNFa sur l'adhérence des neutrophiles, p <0,001. le comportement des neutrophiles a été évaluée à 2 min et 9 et exprimée en pourcentage de cellules adhérentes qui étaient (B) laminage ou (C) transmigré. En C, ANOVA shoépouser un effet significatif de temps et le traitement de la cytokine sur la transmigration des neutrophiles, p <0,05. Les données sont la moyenne ± SEM de n = 3 expériences. ** P <0,01 et *** p <0,001 par rapport à la non stimulées (0 U / ml) contrôle CE par Dunnett post-test. # P <0,05 par rapport au 1 U / ml CE au même point de temps par la poste Bonferroni -test.
Figure 4. neutrophiles recrutement de l'écoulement à EC-BMMSC co-cultures TNFa-stimulés. BMMSC ont été co-cultivées avec des CE pendant 24 heures avant la stimulation avec 100 U / ml de TNFa pendant 4 heures. A 4 min bolus de neutrophiles a été perfusé sur la monocouche CE à 0,05 Pa pour (A, C, E) microplaques et 0,1 Pa pour (B, D, F) filtres. (AB) l'adhésion des neutrophiles a été évaluée à 2 min. comportement de neutrophiles a été évaluée à 2 et 9 mdans et exprimée en pourcentage de cellules adhérentes qui étaient (CD) ou laminage (EF) transmigré. En C et D, ANOVA a montré un effet significatif de conditions de culture sur des neutrophiles laminage, p <0,05. Dans E et F, ANOVA a montré un effet significatif sur le temps de transmigration de neutrophiles, p <0,05. Cependant, aucune différence significative n'a été observée entre les traitements à la transmigration individuels en post-test de Bonferroni. Les données sont la moyenne ± SEM de n = 5 expériences. * P <0,05 par rapport à la monoculture CE par test t apparié ou post-test de Bonferroni.
Vidéo supplémentaire 1. Analyse des vitesses de roulement des neutrophiles. EC cultivées sur un filtre Transwell ont été stimulées avec 100 U / ml de TNFa pendant 4 heures. Un bolus de neutrophiles a été perfusé sur la CE pour 4min. Séquence numérique représentant d'un seul champ de 10 sec prise 2post-perfusion min. Le changement de position d'un seul roulement des neutrophiles du début à la fin de la séquence de 10 secondes peut être utilisé pour calculer la vitesse à laquelle roule le neutrophile.
2. Analyse vidéo supplémentaire de vitesses de migration des neutrophiles. EC cultivées sur un filtre Transwell ont été stimulées avec 100 U / ml de TNFa pendant 4 heures. Un bolus de neutrophiles a été perfusé sur la CE pendant 4 min. Séquence numérique représentant d'un seul champ de 5 minutes pour suivre le mouvement des neutrophiles transmigré. Ceci peut être utilisé pour calculer la vitesse.
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Discussion
Nous décrivons ici deux vitro "vasculaires" modèles pour étudier le recrutement de neutrophiles circulants par l'endothélium enflammé. Un avantage majeur de ces modèles est la capacité d'analyser chaque étape de la cascade d'adhérence des leucocytes dans l'ordre, comme cela se produirait in vivo. Nous avons déjà observé une augmentation dose-dépendante de l'adhésion des neutrophiles à travers transmigration et stimulée par le TNFa CE 9,29. Nous décrivons également comment les deux modèles peuvent être adaptés pour étudier les effets de cellules stromales sur le recrutement des leucocytes. Ici, MSC ont été co-cultivées avec des CE dans une microlame Ibidi ou sur des côtés opposés d'un filtre poreux. Ceci permet deux types de cellules de communiquer entre eux, ce qui modifie le phénotype et la réponse de l'autre. Nous avons montré ici, et dans les études antérieures 23, que la présence de MSC supprimé le TNFa à l'adhésion des neutrophiles stimulés par CE. Ceci indique que les cellules stromales de modifier la réponse de la CEet par la suite à des cytokines altère le recrutement de leucocytes circulants.
En plus des modèles décrits ci-dessus, biopuces, des plaques Cellix Bioflux Glyotech et chambres d'écoulement à plaques parallèles sont commercialement disponibles des systèmes de canaux d'écoulement qui assurent une surface de culture de l'endothélium et recrutement observation. Dans tous les systèmes, certains paramètres doivent être pris en considération pendant l'établissement de cultures endotheliales et d'effectuer les tests d'adhésion basés sur le débit, dont certains sont mis en évidence ci-dessous et dans les rapports antérieurs 30,31. Tous les agents anti-inflammatoires, tels que l'hydrocortisone, qui peuvent affecter les réponses de cytokine doivent être omis du milieu pendant la durée de la culture et de dosage 18,29. Lorsque vous utilisez le Ibidi Microslide assurer qu'il n'y a pas de bulles présentes dans le canal d'écoulement d'air lors de la culture de la CE car ils perturbent la monocouche CE. L'intégrité de la monocouche endothéliale doit être confirmée avant cytokine-traitement, comme les neutrophiles se lient aux lacunes dans la monocouche où le BSA a revêtu la microplaque / filtre. Il est également essentiel de se assurer que CE sont maintenues à 37 ° C tout au long de la cytokine TNF-stimulation parce est sensible à la température et a seulement l'effet maximal à 37 ° C. Pour le test de flux lui-même, sélectionnez un tampon de lavage approprié, nous utilisons généralement les pensions pour les essais de courte durée (moins de 30 mn) et du milieu M199 additionné de BSA (0,15%) pour des essais plus longues (1-48 h) de 30,31. Enfin assurer qu'il n'y a pas de bulles présentes dans le canal d'écoulement d'air au cours de l'essai que cela perturbe le débit, la monocouche dommages CE et active neutrophiles adhérentes.
L'un des principaux avantages des modèles multi-cellulaires in vitro décrits ici, ce est leur capacité à reproduire les interactions in vivo entre la CE et les cellules stromales. Il est difficile d'isoler les effets des composants du stroma spécifiques in vivoet de les modifier d'une manière contrôlée. Dans nos modèles, les cellules stromales peuvent être manipulés à élucider comment ils communiquent avec la CE et influencent le processus inflammatoire dans la santé et la maladie. Par exemple, en utilisant la technologie siRNA nous avons précédemment montré que la production d'IL-6 par le CSM lors de la co-culture a été nécessaire pour leurs effets immunosuppresseurs 23. Chaque modèle peut être utilisé pour répondre à des questions spécifiques, à savoir l'effet de cellules de tissu-résident stromales (modèle à base de filtre) ou des cellules stromales thérapeutique administrés (microplaques Ibidi et d'autres systèmes disponibles dans le commerce) sur le recrutement des leucocytes. Dans les deux cas, nous avons titré différents types de cellules stromales pour assurer leur viabilité et à établir un rapport approprié des cellules stromales de CE pour les effets sur le recrutement 15,25 évaluation. De même milieu de culture doit être compatible avec chaque type de cellule incorporée dans le modèle. En nos mains co-cultures sont généralement effectuées dans la cellule stromale moyen 11,18,23,31.
En utilisant le modèle à base de filtre, nous avons précédemment montré que diverses cellules stromales modulent la capacité de CE pour soutenir l'adhérence et la migration des leucocytes d'une manière spécifique d'un tissu, et que ces effets deviennent altérée dans les maladies chroniques 3. Cela a conduit à la notion que les cellules stromales établir des "codes d'adresse" spécifique de tissus qui régulent activement le recrutement de leucocytes dans les tissus enflammés 24. Ces modèles sont conçus spécifiquement pour examiner les étapes initiales de recrutement dans les moindres détails, mais sont incapables d'étudier la migration ultérieure dans l'espace sous-endothélial (ie, loin de l'endothélium dans le tissu). Multi-cellulaires, constructions 3D multicouches tels que un essai de gel de collagène statique 12,32 serait plus approprié pour étudier ces dernières phases de recrutement.
Nos modèles d'adhésion basées sur les flux sont très polyvalents. Nous avons described leur utilisation dans le contexte du recrutement des neutrophiles, mais d'autres sous-ensembles de leucocytes peuvent être étudiés d'une manière similaire. Nous avons également utilisé le système de microplaque Ibidi pour enquêter sur le recrutement de circulation par MSC CE 23, et si cela se produit à travers la même cascade d'adhérence signalé pour les leucocytes. De même ces modèles pourraient être utilisés pour examiner le recrutement et l'intégration des lignes de cellules tumorales métastatiques, et leurs effets ultérieurs sur les réponses endothéliales et le recrutement des leucocytes. En variante, le modèle à base de filtre pourrait être adapté pour incorporer différents types de cellules stromales (par exemple, des fibroblastes, des podocytes, cellules musculaires lisses) à partir de tissus sains et les sites de 13,21 maladie 11,18,20. Cela permettrait à l'étude des voies de régulation tissu-spécifiques agissant au niveau de la CE et / ou leucocytes. Dans tous les cas, la perturbation des processus réglementaires normales dans une gamme de conditions de maladie peut être examiné pour identifier kemédiateurs réglementation y (telles que IL-6 et TGFß) et de nouvelles cibles thérapeutiques potentielles. Dans le contexte de l'inflammation chronique ces agents pourraient être utilisés pour éteindre le processus de recrutement, tandis que dans la biologie du cancer on pourrait imaginer leur utilisation pour tourner sur le recrutement pour cibler la tumeur.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Collagenase Type Ia | Sigma | C2674 | Dilute in 10 ml PBS to get a final concentration of 10 mg/ml. Store at -20 °C in 1 ml aliquots. |
| Dulbecco's PBS | Sigma | D8662 | With calcium and magnesium chloride. Keep sterile and store at RT. |
| 1X Medium M199 | Gibco | 31150-022 | Warm in 37 °C water bath before use. |
| Gentamicin sulphate | Sigma | G1397 | Store at 4 °C. Add to M199 500 ml bottle. |
| Human epidermal growth factor | Sigma | E9644 | Store at -20 °C in 10 µl aliquots. |
| Fetal calf serum (FCS) | Sigma | F9665 | FCS must be batch tested to ensure the growth and viability of isolated EC. Heat inactivate at 56 °C. Store in 10 ml aliquots at -20 °C. |
| Amphotericin B | Gibco | 15290-026 | Potent and becomes toxic within a week so fresh complete HUVEC medium must be made up every week. Store at -20 °C in 1 ml aliquots. |
| Hydrocortisone | Sigma | H0135 | Stock is in ethanol. Store at -20 °C in 10 µl aliquots. |
| Collagenase Type II | Sigma | C6885 | Dilute stock in PBS to a final concentration of 100 mg/ml. Store at -20 °C in 100 µl aliquots. |
| Hyaluronidase | Sigma | H3631 | Dilute stock in PBS to a final concentration of 20,000 U/ml. Store at -20 °C in 100 µl aliquots. |
| 100 µm cell strainer for 50 ml centifuge tube | Scientific Lab Supplies (SLS) | 352360 | Other commercially available cell strainers (e.g. Greiner bio-one) can also be used. |
| DMEM low glucose | Biosera | LM-D1102/500 | Warm in 37 °C water bath before use. |
| Penicillin/Streptomycin mix | Sigma | P4333 | Store at -20 °C in 1 ml aliquots. |
| 25 cc tissue culture flask | SLS | 353109 | |
| 75 cc tissue culture flask | SLS | 353136 | |
| Bone marrow mesenchymal stem cells vial | Lonza | PT-2501 | Store in liquid nitrogen upon arrival. Cells are at passage 2 upon arrival but are designated passage 0. Exapand to passage 3 and store in liquid nitrogen for later use. |
| Mesenchymal stem cell growth medium (MSCGM) | Lonza | PT-3001 | Warm in 37 °C water bath before use. For Cell Tracker Green staining use medium without FCS. |
| EDTA (0.02%) solution | Sigma | E8008 | Store at 4 °C. Warm in 37 °C water bath before use. |
| Trypsin solution | Sigma | T4424 | Store at -20 °C in 2 ml aliquots. Thaw at RT and use immediately. |
| Cryovials | Greiner bio-one | 2019-02 | Keep on ice before adding before adding cell suspension. |
| Mr. Frosty Freezing Container | Nalgene | 5100-0001 | Store at RT. When adding cryovials with cells store at -80 °C for 24 hr before transfering cells to liquid nitrogen. |
| Ibidi u-Slide VI (0.4), T/C treated, sterile | Ibidi | IB-80606 | Alternative models include glass capillaries, Cellix Biochips (www.cellixltd.com), BioFlux Plates (www.fluxionbio.com/bioflux/) and GlycoTech parallel plate flow chambers (http://www.glycotech.com/apparatus/parallel.html). |
| Cell tracker green dye | Life technologies | C2925 | Store in 5 µl aliquots at -20 °C. Dilute in 5 ml prewarmed (at 37 °C) MSCGM. |
| Cell counting chambers | Nexcelom | SD-100 | Alternatively a haemocytometer can be used. |
| Cellometer auto T4 cell counter | Nexcelom | Auto T4-203-0238 | |
| Tumor necrosis factor α (TNFα) | R&D Systems | 210-TA-100 | Dilute stock in PBS to a final concentration of 100,000 U/ml. Store at -80 °C in 10 µl aliquots. |
| 6-well, 0.4 µm PET Transwell filters | SLS | 353090 | |
| K2-EDTA in 10ml tubes | Sarstedt | Store at RT. | |
| Histopaque 1119 | Sigma | 11191 | Store at 4 °C. Warm to RT before use. |
| Histopaque 1077 | Sigma | 10771 | Store at 4 °C. Warm to RT before use. |
| 10 ml round bottomed tube | Appleton Woods | SC211 142 AS | |
| 7.5% BSA Fraction V solution | Life technologies | 15260-037 | Store at 4 °C. |
| 20 ml Plastipak syringes | BD falcon | 300613 | |
| 5 ml Plastipak syringes | BD falcon | 302187 | |
| 2 ml Plastipak syringes | BD falcon | 300185 | |
| 3M hypo-allergenic surgical tape 9 m x 2.5 cm | Micropore | 1530-1 | Use to secure the syringe tap onto the wall of the perspex chamber. |
| Silicon rubber tubing, internal diameter/external diameter (ID/OD) of 1/3 mm (thin tubing) | Fisher Scientific | FB68854 | Cut silicon tubing to the appropriate size. All tubing leading directly to the electronic microvalve must be thin. |
| Silicon rubber tubing ID/OD of 2/4 mm (thick tubing) | Fisher Scientific | FB68855 | |
| Portex Blue Line Manometer tubing | Smiths | 200/495/200 | Tubing leading to the syringe pump. |
| 3-way stopcock | BOC Ohmeda AB | ||
| Glass 50 ml syringe for pump | Popper Micromate | 550962 | Must be primed prior to use by removing any air bubbles. |
| Glass coverslip | Raymond A Lamb | 26 x 76 mm coverslips made to order. Lot number 2440980. | |
| Parafilm gasket | American National Can Company | Cut a 26 x 76 mm piece of parafilm using an aluminium template and cut a 20 x 4 mm slot into it using a scalpel 10a. Gasket thickness is approximately 133 µm. | |
| Two perspex parallel plates | Wolfson Applied Technology Laboratory | Specially designed chamber consisting of parallel plates held together by 8 screws. The lower plate has a viewing slot cut out in the middle and a shallow recess milled to allow space for the coverslip, filter and gasket. The upper perspex plate has an inlet and outlet hole positioned over the flow channel. | |
| Electronic 3-way microvalve with min. dead space | Lee Products Ltd. | LFYA1226032H | Electronically connected to a 12 volt DC power supply. |
| Syringe pump for infusion/withdrawal (PHD2000) | Harvard Apparatus | 70-2001 | Set the diameter to 29 mm and refill (flow) rate. |
| L-shaped connector | Labhut | LE876 | To attach to the inlet and outlet ports onto the Ibidi microslide channel. |
| Video camera | Qimaging | 01-QIC-F-M-12-C | Connected to a computer which enables digitall videos to be recorded. |
| Image-Pro Plus 7.0 | Media Cybernetics | 41N70000-61592 | For data analysis. Manually tag cells displaying the different behaviors. Track cells for analysis of rolling and migration velocities. |
| Refer to product datasheets for details on hazards of using the reagents described here. | |||
References
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