Abstract
Molte malattie neurologiche progressive negli esseri umani, come l'epilessia, richiedono modelli animali pre-clinici che lentamente si sviluppano la malattia, al fine di verificare gli interventi nelle varie fasi del processo di malattia. Questi modelli animali sono particolarmente difficili da implementare nei roditori immaturi, un organismo modello classico per studio di laboratorio di questi disturbi. La registrazione EEG continuo in giovani modelli animali di epilessia e altri disturbi neurologici rappresenta una sfida tecnica a causa delle ridotte dimensioni fisiche dei giovani roditori e la loro dipendenza sulla diga prima dello svezzamento. Pertanto, non c'è solo una chiara necessità di migliorare la ricerca pre-clinica in grado di meglio individuare le terapie idonee alla traduzione alla clinica, ma anche la necessità di nuovi dispositivi in grado di registrare in continuo EEG nei roditori immaturi. Qui, descriviamo la tecnologia alla base e dimostrare l'uso di un sistema di telemetria in miniatura romanzo, specificamente progettati per l'utilizzo in ratti immaturi otopi r, che è anche efficace per l'uso in animali adulti.
Introduction
Il più vecchio - e tuttora il più utilizzato - tecnica per la registrazione biopotenziali nel cervello è l'elettroencefalogramma (EEG). È usato clinicamente per alterazioni neurologiche, tra cui il rilevamento sequestro 1, localizzazione del sequestro focolai 2, e la diagnosi di trauma cranico 3,4. Questa tecnica è anche ampiamente usato per fornire informazioni fondamentali sui meccanismi di sonno e per diagnosticare disturbi del sonno 5,6.
Come nella diagnosi clinica delle epilessie, l'EEG è diventato indispensabile per la ricerca traslazionale in modelli animali di epilessia sia genetici e acquisiti. Nelle applicazioni di ricerca in corso, "wired" o registrazioni "legato" sono standard, e vengono regolarmente eseguite in roditori adulti per settimane alla volta 7. Tuttavia, il rumore elettrico, artefatti da movimento, e il rischio che legava animali si ferirà tirando il cavo hanno lunghi compromised questi esperimenti. Così, per migliorare le condizioni e tassi di successo sperimentale, abbiamo bisogno di sviluppare nuove tecnologie che consentano di eliminazione dell'interfaccia cablata tra l'animale e la strumentazione. La zona più evidente di sviluppo è la progettazione e l'implementazione di sistemi di telemetria che consente registrazioni di alta qualità, pur mantenendo una vita utile lunga e riducendo al minimo il disagio per i soggetti animali. La riduzione delle dimensioni fisiche di questi dispositivi permetterà ricerca traslazionale in modelli di roditori neonatali e giovanili di disturbi neurologici.
Basso numero di canali EEG nei ratti sono impiegati ampiamente per lo sviluppo di nuove terapie per sopprimere gli attacchi epilettici in grado di traduzioni per gli esseri umani. Le registrazioni da uno o più siti per un periodo prolungato aprono molte possibilità per l'utilizzo di modelli di roditori di epilessia nella ricerca traslazionale. Gran parte della ricerca contemporanea in questo campo mira a bloccare il verificarsi di Seiz cronicaUres o lo sviluppo di epilessia (ad esempio, epilettogenesi), e tali sforzi di ricerca richiedono ampie se il monitoraggio EEG non continuo per saggiare l'efficacia della terapia proposta 8; un piccolo sistema di telemetria, semplice, con uno, due o quattro canali operativi tra 0.1-100 Hz per canale promuoverà fortemente questo tipo di ricerca traslazionale. Sequestri elettrografici si verificano spesso a comportamenti minimi (certamente senza convulsioni), che limita l'utilità del test basati sui sequestri comportamentali. La strategia di combinare la registrazione EEG e video controllo simultaneo permette la possibilità di catturare ogni sequestro; e, inoltre, questi approcci analitici possono consentire la valutazione quantitativa delle punte interictali che si verificano nel cervello epilettico tra eventi 9 "ictale" (o sequestro). Inoltre, la capacità di ottenere continuo ad alta qualità a basso artefatto EEG registrazioni, per cui la tecnologia wireless è generalmentesuperiore, permetterà lo sviluppo di uso di algoritmi basati su computer per studiare specifiche forme d'onda EEG (ad esempio, theta, gamma), così come il rilevamento automatico di convulsioni, riducendo notevolmente il carico di lavoro dello sperimentatore.
Il modello pre-clinico primario per studiare epilessia cronica dopo una lesione cerebrale è il ratto adulto o il mouse, tramite una chemio-convulsivante (cioè acido kainico o pilocarpina) o stato indotto elettricamente epilettico (SE), che è seguita da epilessia cronica. In queste condizioni, le convulsioni gravi associati SE o successivi convulsioni negli animali epilettiche possono causare lesioni da strappo animale o tirando il tether e allentando le viti che mantengono il fissaggio del headcap. In definitiva, è questo problema che termina di solito questi esperimenti, e tuttavia la necessità di ottenere ad alta risoluzione record EEG a lungo termine per gli esperimenti volti a sviluppare nuove terapie per la cronicaepilessia è fondamentale. Inoltre, l'alloggio, il monitoraggio e l'analisi dei dati provenienti da animali a lungo termine impiantati è un notevole investimento sia dei costi diretti e tempo sperimentatore; Pertanto, risoluzione anticipata del esperimento può comportare costi significativi per i ricercatori. Poiché questi modelli di progresso epilessia, le convulsioni di solito diventano più frequenti e più gravi 10-12, aumentando la probabilità che gli animali sono feriti, così come la loro utilità per lo sviluppo di nuove terapie diventa più grande. Questi animali possono sviluppare sistematicamente decine di attacchi convulsivi al giorno, spesso si verificano in grappoli 13.
Probabilmente uno degli sviluppi più importanti della scienza biomedica è stato l'uso di gene targeting in modelli murini. Questo approccio ha permesso, e continuerà a permettere lo sviluppo di modelli animali di epilessia genetica che riproducono effettivi sindromi umane 14-16. Manipolazioni genetiche possono essere intraprese comeproof-of-principle terapie per sopprimere crisi epilettiche o addirittura bloccare lo sviluppo di epilessia dopo danno cerebrale 17-20. Questo tipo di ricerca beneficerebbe notevolmente da la capacità di eseguire high-throughput registrazione continua della EEG. Attualmente, è possibile registrare da topi sia con sistemi frenati o di telemetria; tuttavia, le sfide di ottenere alta qualità, registrazioni prive di artefatti sono sostanzialmente più difficile che i ratti, e spesso questo richiede varie forme di zaini che i topi continuamente tentano di rimuovere. Lo stress potrebbe aumentare gravità delle crisi, la frequenza e / o durata, e quindi in ultima analisi modificare l'epilessia degli animali da esperimento, confondendo così lo studio. Un piccolo, leggero, low-profile sistema di telemetria in miniatura faciliteranno la registrazione di lungo termine EEG da modelli genetici murini di malattie umane.
In aggiunta ai problemi sopra descritti, la registrazione EEG nel modello di roditore immatures di malattia ha una propria serie di sfide. Animali immaturi possono pesare il meno 6 g (P8 mouse) per 17 g (P6 ratto). E 'praticamente impossibile fare di serie più giorni frenati registrazioni di EEG a causa di un aumento dello stress da cavezza e l'incapacità di permettere all'animale di impennarsi del cucciolo dalla diga. Fino a quando gli animali vengono svezzati, devono rimanere nella cura della diga. La diga è incline a distruggere qualsiasi complesso connettore esteriorizzato sul cucciolo, interrompere il cucciolo, e in alcuni casi terminare l'intera cucciolata. Inoltre, il roditore teschio immaturo rende difficile montare qualsiasi piedistallo elettrodo al cranio con integrità meccanica. Queste sfide, uniche per roditori immaturi, richiedono una nuova soluzione per effettuare registrazioni elettrografiche robusto, lungo termine. Qui ci concentriamo sulla dimostrazione l'impianto e la registrazione di EEG usando un nuovo trasmettitore wireless in miniatura e presenti tre esperimenti proof-of-principio come esempi per l'uso del sistema di telemetria wireless in miniatura: 1) l'immaturo modello di ratto pup di ipossia-ischemia, 2) topi adulti trattati con DFP per indurre lo stato di male epilettico e successive crisi spontanee, e 3) il modello genetico di malformazioni cavernose vascolari che si traducono in convulsioni e morte nei topi adulti.
Il sistema di telemetria wireless in miniatura è stato progettato per soddisfare quattro esigenze principali: (1) impianto chirurgico minimamente invasivo; (2) la compatibilità per l'alloggiamento dei cuccioli roditori con la diga e fratellini; (3) un basso consumo di potenza dell'unità, permettendo così mesi di monitoraggio continuo senza chirurgica reimpianto; e (4) possibilità di registrare forme d'onda EEG di alta qualità con il minimo artefatti da movimento. Il trasmettitore wireless pesa <0.6, 2.3 e 4 g ed è <0,3, 0,8, e 1,4 cm 3 in funzione della batteria con un ingombro di 5 x 7, 7 x 9, o 7 x 12 mm che monta facilmente al cranio dell'animale con gel di cianoacrilato. Senza tasselli osseo sono necessari per apporre saldamente il dispositivocranio, riducendo il numero di fori che devono essere perforati nel cranio e il tempo chirurgico. Il dispositivo è in grado di amplificare due canali di EEG o potenziali di campo locale di strutture cerebrali profonde, come l'ippocampo, per oltre 2 settimane, 2 mesi o 6 mesi in questa configurazione. Le piccole dimensioni del trasmettitore wireless riduce il rischio di infezione, aumenta la mobilità degli animali, e, infine, riduce la morbilità e la mortalità che aumenta in caso contrario il tempo, denaro, e il numero di animali necessari per un esperimento. Tutta l'elettronica e la batteria sono in vaso in resina epossidica medico-grado che rende il dispositivo impermeabile e resistente, impedendo la diga da masticare sul trasmettitore che altrimenti potrebbero rendere il dispositivo inutilizzabile. Diversamente trasmettitori radio-frequenza, il sistema di telemetria utilizza accoppiamento capacitivo tra il trasmettitore ed un'antenna ricevente che si trova sotto la gabbia per animali, permettendo all'utente di mantenere gli animali in abitazioni roditore standard. Più canali di recording consentire la registrazione di biopotenziali multimodali, come elettrocardiogramma e l'elettroencefalogramma. Modelli animali di comorbidità beneficeranno dalla possibilità di registrare biopotenziali durante il comportamento 21-23. La combinazione di comportamento con monitoraggio EEG sarà fornire ai ricercatori uno strumento migliore per la ricerca e gli studi pre-clinici.
Protocol
Seguire le linee guida istituzionali per la cura degli animali per strumento chirurgico di sterilizzazione, e modificare il protocollo se necessario per rispettare gli orientamenti e ottenere l'approvazione da parte Istituzionale Animal Care and Use Committee dell'istituto (IACUC).
1. Preparazione chirurgica
- Pulire e preparare il trasmettitore al fine di garantire un intervento chirurgico sicuro e sterile. Rimuovere il trasmettitore dal suo imballo antistatico e sia spruzzo o immergersi nel 70% di etanolo. Trasmettitore Sciacquare con soluzione salina sterile e posto tra le spugne di cotone sterili imbevute di soluzione salina sterile o tenere immersi in soluzione fisiologica sterile.
- Raccogliere e sterilizzare gli strumenti necessari per un intervento chirurgico; autoclave a vapore per la sterilizzazione. Vedi tabella dei materiali e reagenti per l'elenco degli strumenti chirurgici.
2. impianto chirurgico
- Anestetizzare animali e mantenere l'anestesia secondo il protocollo IACUC approvato. Presso dell'inizio e durante surcontrollare gery il riflesso punta pizzico ogni 15 min. La mancanza di risposta indica sufficiente livello di anestesia.
- Per cuccioli, utilizzare anestesia isoflurano (4%) con O 2 (100%). Per gli adulti, utilizzare ketamina (100 mg / kg) con xilazina (10 mg / kg).
- Fissare posizione nel telaio stereotassico. Posizionare i suggerimenti della barra orecchio nel meato uditivo. Non stringere eccessivamente bar orecchie come il cranio è molto morbido in giovani cuccioli di ratto. Fissare il cono anestesia naso.
- Tenere il caldo animale durante l'intervento chirurgico ponendolo sulla rampa di riscaldamento impostato a 37 ° C. In animali adulti, applicare lubrificante unguento per gli occhi dell'animale.
- Sterilizzare sito di incisione e mantenere campo chirurgico sterile.
- Tampone il cuoio capelluto con alternanza di applicazioni del 70% di etanolo e betadine. Avviare al centro del cuoio capelluto e rendere sempre più ampi cerchi concentrici.
- Coprire l'animale con drappeggio e condurre l'intervento chirurgico su animali drappeggiato. Mantenere i steriLe campo operatorio allineando la chirurgica set-up con teli sterili, le apparecchiature a spruzzo con il 70% di etanolo.
- Indossare guanti chirurgici sterili e di abito (o come richiesto dall'istituzione). Per aiutare a mantenere campo sterile, utilizzare un assistente di chirurgia.
- Fare un'incisione sul cuoio capelluto dell'animale leggermente dietro gli occhi lungo la linea mediana, di circa 2 cm. Prestare attenzione quando si inserisce il bisturi come il cranio è ancora molto morbido in giovani cuccioli di ratto. Fare un unico taglio così l'incisione sanguina meno, e guarisce più veloce.
- Esporre il cranio. Preparare una superficie pulita e asciutta per massimizzare il legame tra il trasmettitore e le ossa del cranio. Utilizzare clip aneurisma di cogliere cuoio capelluto.
- Tirare delicatamente il cuoio capelluto lontano dalla linea mediana a quattro angoli. Cercare punti di riferimento anatomici come bregma e lambda nel cranio. Ricorda ossa del cranio non sono fuse in animali a questa età. Utilizzare l'atlante Paxinos di coordinate stereotassica per trovare la posizione corretta per il foro cranico.
- Utilizzare uno strumento Dremel-tipo con un po 'radica di tipo trapano. Creare due fori radica in posizioni di registrazione desiderati con i fori di essere più grandi di 300 micron di diametro. Posizionare il foro cranico per l'elettrodo di riferimento nel cervelletto dietro il lambda del cranio.
- Assicurarsi che i fili del trasmettitore siano allineati con i fori bava. Se i fili degli elettrodi non sono allineati, la contaminazione colla degli elettrodi è probabile, e si tradurrà in segnale debole. Per allineare i fili, controllare la misura del trasmettitore e delicatamente piegare gli elettrodi per allineare sui siti previsti per i fori bava.
- Tagliare i cavi degli elettrodi. Utilizzare forbici chirurgiche per tagliare gli elettrodi alla lunghezza desiderata. La profondità dell'elettrodo è importante per il tipo di registrazione richiesto per l'esperimento (cioè, gli elettrodi sopra dura per le registrazioni EEG, o utilizzare le coordinate stereotassica per strutture cerebrali definiti).
- Applicare generosamente cianoacrilato sulla base del trasmettitore to coprire l'area avendo cura di evitare rivestimento elettrodi. Colla cianoacrilato è un isolante elettrico, contaminando elettrodi con colla provocherà alcun segnale.
- Se si registra da strutture cerebrali profonde, montare il trasmettitore sul supporto della cannula e collocarlo nel braccio stereotassica per il controllo z. Abbassare il trasmettitore con il braccio stereotassico di appropriarsi di profondità e il luogo gel cianoacrilato intorno al trasmettitore.
- Cranio completamente asciutto prima di collocare il trasmettitore per assicurare una forte legame adesivo. Applicare trasmettitore rivestito con cianoacrilato al cranio. Fate attenzione ad allineare gli elettrodi con corrispondenti fori bava.
- Cercate di evitare le principali strutture vascolari dannosi. Mantenere il trasmettitore in posizione con una leggera pressione per un minuto. Utilizzare leggera pressione per formare un forte legame tra il trasmettitore e il cranio.
- Applicare cianoacrilato aggiuntivo, abbastanza per sigillare completamente interfaccia trasmettitore / cranio. Per garantire agood forma e forte legame, massimizzare la superficie della colla che contatta il cranio. Applicare l'adesivo cianoacrilato in un cerchio intorno al trasmettitore, assicurandosi che sia il cranio e la parete del trasmettitore sono coperti.
- Applicare accelerante chimico (0,1 ml) attraverso una siringa attorno al cianoacrilato alla base del trasmettitore impiantato. Utilizzare accelerante con parsimonia, facendo attenzione a non applicare ai tessuti adiacenti.
Nota: accelerazione chimica della reticolazione cianoacrilato assicura che il forte legame tra il trasmettitore e il cranio si forma rapidamente. Cianoacrilato accelerante è utile per polimerizzazione velocità di adesivo, ma non è necessario. - Rimuovere l'accelerante lavando accuratamente la zona con soluzione salina sterile. Cianoacrilato acceleratore può causare irritazione dei tessuti se non lavate dalla zona di incisione. Per lavare l'area, riempire una siringa da 1,0 ml di soluzione fisiologica sterile e irrigare l'area attraverso un ago di siringa. Generalmente 0,5 ml di soluzione salina è sufficiente per lavarel'acceleratore.
- Suturare la pelle intorno alla base del trasmettitore, ma non coprire il trasmettitore. Top of trasmettitore deve essere al di sopra della pelle per trasmettere in modo efficiente segnali neurali. Pelle deve essere ragionevolmente stretto intorno il trasmettitore e il collante intorno all'unità. Utilizzare Vicryl o sutura di seta (filo molle); pelle negli animali immaturi è morbido ed è facilmente danneggiato se non si usano suture morbide. Per gli animali adulti, utilizzare qualsiasi materiale di sutura.
- Rimuovere animale dal telaio stereotassico e posto sulla coperta riscaldata per il recupero.
- Assicurarsi che gli animali sono calde (37 ° C) e ambulatoriale (ad esempio, completamente recuperata) prima di tornare alla diga. Assicurarsi che l'animale è idratata pizzicando la pelle sul dorso dell'animale (se l'animale è disidratata, la pelle rimarrà deformata). Se animale è disidratato, somministrare l'iniezione sottocutanea di tampone di Ringer lattato. Non lasciare l'animale incustodito fino a quando non ha ripreso conoscenza sufficiente a manteneredecubito sternale.
- Somministrare buprenorfina (0,05 mg / kg) di animali per la gestione del dolore post-operatorio e una iniezione sottocutanea di 0,1 ml di bupivacaina attorno al sito di iniezione.
Nota: Dall'inizio alla fine l'intera procedura dovrebbe essere completata in 5-10 minuti per animali di questa età (giorno di vita 6). Tempo chirurgica può richiedere più tempo per gli animali più anziani.
- Somministrare buprenorfina (0,05 mg / kg) di animali per la gestione del dolore post-operatorio e una iniezione sottocutanea di 0,1 ml di bupivacaina attorno al sito di iniezione.
3. Cura e dell'edilizia abitativa
Nota: alcuni dighe potrebbero non tollerare cuccioli impiantati con il dispositivo. Dighe possono avere bisogno di essere selezionati che sono tolleranti. È accettabile per la diga di muoversi intorno alla gabbia cuccioli prendendoli dal trasmettitore.
- Una volta che gli animali sono svezzati, singolarmente-ospitarli per evitare la rimozione dei dispositivi da loro compagno gabbia.
- Eutanasia animali da dose letale di pentobarbital (25 mg / kg) o isoflurano (in una campana) quando sono presenti segni di sofferenza.
- Nota, alcune gabbie di ricovero per animali con inserti di filo possono inFere con i trasmettitori impiantati. Assicuratevi di controllare l'altezza dell'inserto filo per assicurarsi che gli animali non possono ottenere il trasmettitore stretta tra le "barre" dell'inserto filo. Consultare il proprio veterinario per aiuto.
4. Registrazione EEG
- Inserite l'animale in una gabbia da solo o co-ospitato con fratellini e la diga. Tuttavia, posto solo uno impiantato animale in una gabbia singola. Non lasciare cuccioli soli nella camera di registrazione per più di 2 ore. Monitorare gli animali per i segni di sofferenza e di disidratazione.
- Collegare l'alimentatore fornito alla base del ricevitore e verificare che l'indicatore di alimentazione è illuminato. Collegare la base ricevitore ad un sistema di acquisizione dati utilizzando cavi (Bayonet Neil-Concelman) BNC.
- Posizionare la gabbia animale sulla parte superiore della base del ricevitore (Figura 2). La spia "segnale" si accenderà indicando un trasmettitore è stato rilevato. I dati possono ora essere registrati.
- To registrare dati, connettere la base ricevente ad un convertitore analogico-digitale e collegare il convertitore a un computer (Figura 1).
- Impostare la frequenza di campionamento della registrazione. Assicurarsi che i dati vengono campionati correttamente. Selezionare almeno 250 Hz frequenza di campionamento (500 Hz consigliata) per la registrazione (banda del trasmettitore è 0,1-100 Hz).
- Salvare i dati digitalizzati e analizzare utilizzando pacchetti software-elaborazione del segnale come Matlab.
5. EEG Analysis - Generali
- Eseguire FFT (trasformata di Fourier veloce) per trasformare i dati EEG temporali nel dominio della frequenza da 0-100 Hz.
- Effettuare una stima della densità spettrale di potenza (PSD) dal FFT con 256 segmenti Hann-finestre in base al metodo di Welch e normalizzato da 10 x 10 log (PSD). Gli spettri di potenza mostrano le frequenze specifiche che dominano il segnale EEG nel periodo di tempo desiderato.
- Dati Group in tutta animali prendendo la media del PSD da ciascun animalerispetto alle terapie in tempo abbinato. Creare intervalli di confidenza al 95% da 1,96 x media (PSD) / radice quadrata (n), dove n è il numero di animali (tracce PSD). Tracciare i media e il 95% intervallo di confidenza dei dati per generare una relazione quantitativa di tutto il contenuto in frequenza del EEG attraverso coorti di animali come il confronto gruppi trattati contro gruppi di controllo.
6. perinatale ipossia-ischemia (HI) modello di protocollo
- Anestetizzare il P6 - 7 dei ratti usando isoflurano (4% al 100% O 2) ponendo l'animale in una scatola anestesia (box con il contributo di anestesia vaporizzatore). In avvio e durante l'intervento verificare la convergenza pizzico reflex ogni 15 min. La mancanza di risposta indica sufficiente livello di anestesia.
- Posizionare il cucciolo sul dorso, esporre il collo e strofinare con alternanza applicazioni di etanolo al 70% e il 10% betadine. Ripetere la macchia di etanolo / Betadine 3 volte.
- Fare da 1 cm incisione nella pelle del collo con scissors alla linea mediana del collo. Sollevare la pelle con una pinza ed effettuare il taglio con le forbici. Fare attenzione a non tagliare il tessuto muscolare quando si effettua l'incisione.
- Utilizzare tecnica smussa per esporre carotide. Per eseguire smussa, usare due coppie di pinze smussato-naso. Inserire le punte nel tessuto e lasciare che l'azione della molla dello strumento chirurgico diffondere il tessuto. Ripetere l'operazione fino a quando carotide è esposto. Identificare carotide da un colore rosso vivo e la presenza dell'impulso visibile.
- Separate carotide dal nervo vago con pinze smussato. Inserire le pinze smussato a punta tra l'arteria e il nervo. Rilasciare le pinze e lasciare l'azione primavera dello strumento separato carotide dal nervo vago.
- Luogo aneurism morsetti 4-5 mm l'uno dall'altro sulla carotide. Fare attenzione a non danneggiare l'arteria con le pinze, evitando movimenti rapidi.
- Cauterizzare la carotide tra i morsetti aneurisma. Per cauterizzare l'arteria, Toccare l'arteria fra le ganasce con una punta cauterizer caldo. Dopo che l'arteria è tagliata, garantire entrambe le estremità siano correttamente cauterizzato per evitare emorragie.
- Rimuovere i morsetti, chiudere l'incisione collo con 3 punti di sutura. Solo suturare la pelle, fare attenzione a non suturare il tessuto muscolare.
- Permettere agli animali di recuperare per 1 ora. Monitorare respirazione dell'animale e sanguinamento dal collo. Se il sanguinamento è presente, non sottoporre l'animale a HI (passo 6.10).
- Posto l'animale in una camera a temperatura controllata a 37 ° C e continuamente introdurre O 2/92% miscela 8% N 2 nella camera per 2 ore.
Representative Results
Abbiamo sviluppato e attuato il concetto di registrazione EEG da un singolo roditore adulto, schematizzato nella figura 1 per il processo di approvazione IACUC, il disegno deve integrare bene nel stabulari istituzionali esistenti.; Pertanto, il sistema è stato progettato per essere facilmente installato in un impianto animale standard senza uso di spazio aggiuntivo: l'animale è alloggiato in un "animale impianto edizione" gabbia rettangolare alloggiamento che viene inserito all'interno di un ricevitore con una gabbia di Faraday integrato per ridurre rumore elettrico. Il segnale da ciascuna base ricevente è condotta con funi ad un digitalizzatore che è collegato a un computer (Figura 1). È necessario un singolo computer per raccogliere dati da fino a 32 animali registrati contemporaneamente, a seconda della capacità del sistema di acquisizione dati dell'utente. Questo tipo di impostazione consuma poca energia e produce poco calore, una caratteristica compatibile con strutture di animali clima controllato. I dati possono esserevisualizzati in tempo reale sul monitor, consentendo il monitoraggio sperimentale, e conservato a lungo termine su dischi rigidi esterni (unità di memoria 10 TB).
Al fine di minimizzare i danni da lettiera compagni e pup cannibalizzazione dalla diga, abbiamo testato vari fattori di forma del trasmettitore. Il progetto definitivo è stato di un cilindro a cupola; una forma difficile per i ratti a mordere e danni. Un singolo trasmettitore sul cranio di un ratto adulto è mostrato in Figura 2A e una prima versione di alta densità (32 animali) basi ricevitore e impianti di registrazione in cui le case roditori standard viene collocato è mostrato in Figura 2B. L'efficienza energetica è un fattore estremamente importante; abbiamo scelto accoppiamento capacitivo come un protocollo di trasmissione dati. Il seguente disegno permette di registrare in continuo EEG per oltre 6 mesi, a seconda della capacità della batteria (Figura 2A). I topi giovani come giorno di vita 12 (P12, figura 3A) e nei ratti giovani come P6 (Figure 3B) tollerare il trasmettitore abbastanza bene. Aderendo il trasmettitore al cranio con cianoacrilato permette animali di crescere con il trasmettitore nell'età adulta (Figura 3C), mantenendo continua acquisizione di dati EEG.
L'unico fattore forma miniaturizzata dell'interfaccia trasmettitore wireless e si presta per il lavoro con modelli animali di condizioni neo e perinatali. I dati della figura 4 mostra due canali di registrazione EEG di sub-acuta attività convulsiva che segue ipossico-ischemica (HI) (legatura dell'arteria carotide seguito da 2 ore di ipossia con 8% O 2 miscela) infarto in un P7 Sprague-Dawley dei ratti 13. Il trattamento HI provoca una grande lesione ipsilaterale emisfero carotide legatura. Qui, le registrazioni mostrano un gruppo di due crisi generalizzate su entrambi gli emisferi del cervello danneggiato. La traccia nera raffigura attività EEG nel controlaterale emisfero alla lesione, lablue traccia mostra EEG negli emisferi ipsilaterale (cioè nella zona della lesione). Mentre l'attività di sequestro è presente in entrambi gli emisferi del cervello, l'emisfero omolaterale mostra soppressione di sfondo EEG, che è indicativo di un danno cerebrale permanente 21.
Stato di male epilettico può essere indotta in ratti adulti iniettando gli animali con il organofosfati, DFP 22,23. I dati della figura 5 mostra ripetitive scariche EEG, indicativi dello stato epilettico (vedi espansioni temporali Figura 5A, B). Sotto le tracce di esempio, la durata dello stato epilettico oltre 12 ore è stato analizzato con un modello a effetti misti non lineari che quantifica l'intensità delle convulsioni nel tempo. La gravità dello stato epilettico è definito dal potere EEG nella banda gamma (20-60 Hz). Qui, il potere sopra descritta è stata in media in 12 animali e tracciati oltre 12 ore con intervalli di confidenza al 95%. Th e dati mostrano un marcato aumento della potenza gamma entro la prima ora di trattamento DFP, che persiste oltre 12 ore durante il quale gli animali sono stati continuamente monitorati. Il seguente metodo di analisi consente una misura quantitativa della gravità dello stato epilettico acuta, un fenomeno precedentemente analizzato principalmente con misure comportamentali. Includiamo questa tecnica di analisi come esempio, perché utilizza computazione potenza nelle bande EEG classici ed è stato ampiamente utilizzato in studi preclinici per testare l'efficacia dei farmaci anticonvulsivanti nel nostro laboratorio 24-26. Forse l'aspetto più prezioso di fare continui, registrazioni wireless senza interruzioni con la telemetria wireless è la possibilità di registrare gli eventi spontanei anomali che si verificano con bassa incidenza. Questi tipi di dati dimostrano l'ampia utilità del sistema trasmettitore wireless.
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Figura 1:. Schematica del sistema di registrazione Epoch Il sistema di registrazione wireless consiste di due componenti: 1) un trasmettitore da cranio wireless che amplifica il Biosignal, e 2) una piastra ricevente posto sotto custodia roditore standard. L'uscita della base ricevente è un segnale analogico costituito dal demodulato Biosignal amplificato ad un massimo di 4 V picco-picco. Questo segnale può quindi essere alimentato in un sistema di acquisizione dati per la registrazione.
Figura 2:. Il trasmettitore e il ricevitore Questo particolare trasmettitore senza fili (A) pesa 4 ge spiazza <1,4 centimetri 3 di volume e con un ingombro di 7 x 12 mm è facilmente montato al cranio di ratti e topi. Il trasmettitore può amplificare 2 canali biopotenziali per un massimo di 6 mesi dopo che la batteria è scaricoed. Batterie più grandi possono essere utilizzate per tempi di registrazione più lunghi. Gli animali vengono posti in gabbie roditori standard superiore del ricevitore Epoch (B). Mostrato a destra è un primo esempio di due impianti di registrazione distinte ciascuna in grado di registrare da 16 animali contemporaneamente dimostrare la relativamente piccola impronta (2 'x 4', circa 60 cm x 120 cm) di ciascuna delle piattaforme di registrazione.
Figura 3:. Impianto del trasmettitore wireless in ratti e topi Il trasmettitore consente registrazioni di EEG in continuo per un massimo di sei mesi nei topi giovani come giorno di vita 12 (P12, in alto). La fotografia centrale è di un cucciolo P7 ratto impiantato con il trasmettitore in miniatura. Il trasmettitore rimane saldamente attaccato al cranio come l'animale matura. L'animale, in fondo, è P280 ed è stato impiantato con un trasmettitore farsa all'età P7. Il sistema consente contemregistrazioni EEG tanei e continui da più animali di età P7 attraverso svezzamento, riducendo il numero di cucciolate necessari per la pre-clinica, a lungo termine, studi di monitoraggio EEG.
Figura 4: la registrazione di ipossia-ischemia crisi indotte con il sistema di telemetria a doppio canale registrazioni a due canali di anormale EEG con la telemetria wireless in un cucciolo P7 topo dopo carotidea legatura (ischemia) durante l'8% O 2 trattamento (ipossia).. (A) e (B), espansi vista delle forme d'onda. Attività sequestro è presente in entrambi gli emisferi (nero, blu) con sostanziale soppressione EEG presenti nell'emisfero con infarto ischemico (blu).
Figura 5: Stato di registrazione Epilepticus in ratti adulti. registrazioni di EEG di superficie (cioè durale) con il sistema di telemetria wireless in miniatura, in risposta a diisopropylfluorophosphate (DFP) trattamento in un ratto adulto. I periodi d'ombra nella traccia superiore (A e B) vengono espanse vista delle forme d'onda in tracce sottostanti. I dati registrati con il trasmettitore wireless possono poi essere analizzati nel dominio della frequenza che consente confronti statistici in una coorte di animali. (C) I dati sono gli intervalli medi e il 95% di fiducia di potere banda gamma (20-60 Hz) seguenti epilettico DFP-indotta stato (N = 12) oltre 12 ore dopo la somministrazione di DFP.
Figura 6:. Registrazione dei sequestri e cambiamenti di EEG in un modello di topo transgenico di malformazioni cavernose vascolari Qui, registriamo da un topo transgenico (A) tha è in fase di attività di sequestro. Dapprima, normale pattern EEG è presente (1); immediatamente prima del sequestro vi è un periodo di depressione pre-ictal (2), che è seguita da un gruppo di cinque convulsioni (3). Seguendo le convulsioni, scarichi ictali anormali sono presenti nel segnale (4). Controllo degli animali non ha crisi epilettiche e senza caratteristiche EEG anormali (B).
Discussion
Può essere molto costoso per effettuare registrazioni elettrografiche a lungo termine in modelli piccoli animali della malattia. Facendo affidamento su semplici circuiti elettrici ed enfatizzando consumo a bassa potenza, siamo stati in grado di creare un sistema di trasmettitore (figure 1 e 2) che riduce il costo di esperimenti di monitoraggio a lungo termine. Il costo totale di un esperimento di controllo sei mesi potrebbe essere a partire da $ 470, più il costo di un animale (~ 1,5 dollari animale diaria, 200 dollari trasmettitore). Le piccole dimensioni del trasmettitore consente registrazioni continue elettrografiche ininterrotte in piccoli animali, modelli pre-clinici di malattie umane, che sono molto difficili da ottenere con i sistemi di registrazione wireless basati radiofrequenza tethered o (Figura 4). Infine, la natura montato cranio del trasmettitore riduce il tempo di intervento chirurgico e stress sul animale che può altrimenti compromettere un esperimento. Qui vi mostriamo proof-of-principle esperimenti da tre differenti modelli sperimentali di epilessia: perinatale ipossia-ischemia 13, 27, 28 in un cucciolo di ratto (figura 4), epilettico DFP-indotta stato (Figura 5) e convulsioni in un modello geneticamente indotta malformazioni vascolari cavernosi (Figura 6).
Forse l'aspetto più critico per l'ottenimento di registrazioni elettrografiche privo di artefatti, a lungo termine è quello di verificare l'accesso elettrodo disinibito alla regione corticale di interesse (Figura 4-6). Ciò include l'elettrodo comune di riferimento / terra. Particolarmente critico è collegare il trasmettitore al cranio per le applicazioni EEG epidurale. Durante questo processo, è possibile inavvertitamente rivestire la punta degli elettrodi con cianoacrilato data la lunghezza molto breve degli elettrodi. Rivestimento gli elettrodi in cianoacrilato può attenuare le segnali EEG o completamente isolarli nel peggiore dei casi. Allo stesso modo, la mancanza di una buona connessione elettrica bra comune di riferimento / terra e cervello dell'animale impedisce il corretto funzionamento dell'amplificatore differenziale nel trasmettitore, con conseguente elettricamente "noisy" uscita del segnale. Spesso, dopo l'intervento chirurgico, i segnali di buona qualità può essere compromessa per un massimo di 48 ore a causa di un edema che circondano i buchi bave nel cranio. Come l'edema si abbassa, i segnali generalmente migliorano. Ciò può essere evitato inserendo gli elettrodi sulla superficie del cranio senza foratura bave. Le conseguenze di questo processo sono aumentati potenziale per rivestire gli elettrodi con cianoacrilato, una ridotta attività ad alta frequenza a causa dei passa-basso caratteristiche elettriche delle ossa del cranio, e la possibilità di isolare elettricamente il comune di riferimento / terra rumore rendendo nei segnali. Praticando il corretto posizionamento degli elettrodi può essere fatto con un pezzo sottile di legno o impiallacciatura che imita lo spessore del mouse o ratto cranio. I risultati presentati in questo manoscritto illustrano la qualità di registrazioni che si possono ottenere con la tecnologia telemetria wireless.
Impianto chirurgico utilizzando il metodo qui descritto può richiedere un minimo di 10 minuti, a seconda della complessità della chirurgia. Per accesso chirurgico strutture cerebrali profonde, come la regione CA1 dell'ippocampo, è preferibile fissare il trasmettitore ad un micromanipolatore montato su un telaio stereotassico. Il micromanipolatore fornirà il chirurgo con la precisione di impiantare il trasmettitore secondo coordinate stereotassica pubblicati nell'atlante dei topo e ratto 29 30 cervello. Questo può essere fatto semplicemente imbastitura un pezzo di tubo ipodermico al trasmettitore con cianoacrilato e quindi montare il ago ipodermico in micromanipolatore. Controllo micromanipolatore di x, y, e Z fornirà stabilità durante il montaggio del trasmettitore al cranio prima sutura della pelle chiuso. L'aggiunta di viti ossee intorno al perimeter del trasmettitore può contribuire ad ancorare il trasmettitore al cranio, anche se non sono necessarie. Viti ossee potrebbero essere efficaci, tuttavia, in alcuni modelli animali di epilessia ed epilessia, come ratto adulto litio-pilocarpina trattati. Questi animali tendono ad avere convulsioni spontanee con l'attività motoria intensa che potrebbero danneggiare il trasmettitore durante il sequestro. Complessità aggiuntiva potrebbe essere aggiunto a questi esperimenti. Per esempio, il trasmettitore è compatibile con molti modelli differenti di lesioni cerebrali traumatiche, come l'impatto corticale controllato 31. La durata del dispositivo trasmettitore è stato testato da impianto di animali con trasmettitori a P7, e poi li ospita nella struttura animali. Dopo 12 mesi, la maggior parte degli impianti è rimasta intatta sul cranio. Quando gli animali sono stati sottoposti ad eutanasia, i teschi sembrava essere normale e il trasmettitore è stato incorporato nelle ossa del cranio, che richiede una forza notevole per estrarlo. Fare attenzione quando strutture cerebrali profondesono studiati; come il cervello cresce, e gli elettrodi rimane ferma, la posizione finale degli elettrodi si penserebbe che cambiare. Per le tecniche qui descritte, gli elettrodi sono stati generalmente posizionati sopra la dura madre, che ha permesso sia il cervello e il cranio di crescere e per gli elettrodi di rimanere nelle loro posizioni originali. Il fattore limitante in quanto tempo il trasmettitore può essere utilizzato è la dimensione della batteria (vale a dire fino a quando la batteria si esaurisce).
Un design monolitico autonomo (cioè il trasmettitore è incorporato in hard epossidica) di abitazioni del trasmettitore si presta per l'uso con i cuccioli immaturi sono alloggiati con la diga e loro fratellini. Spesso, co-housing impiantato animali con Tethers cablati risultati nella distruzione dell'hardware impiantato o cannibalizzazione dei cuccioli dalla diga. La forma liscia parete del trasmettitore permette per l'impianto praticamente senza guasti hardware o una perdita di cuccioli a causa di cannibalizzazione.
Disclosures
Drs. Lehmkuhle e Dudek hanno un interesse finanziario in Epitel, Inc., i progettisti del sistema di registrazione biopotenziale wireless Epoca.
Acknowledgments
Questo lavoro è stato finanziato attraverso l'Istituto Nazionale di Malattie Neurologiche e Stroke R43 / R44 NS064661.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Sterile Surgical Gloves | Protective Industrial Products | 100-3201 PF | Powder Free Sterile Latex Surgical Glove |
| Scalpel Handle | FST | 10003-12 | |
| Scalpel Blade #15 | FST | 10015-00 | |
| Fine Scissors | FST | 14090-09 | |
| Burr tool | Ram Products, Inc. | Microtorque II | |
| Fine burr | FST | 19007-07 | |
| Aneurism clip | ROBOZ | RS-5422 | |
| Toothed Forceps | FST | 11022-14 | |
| Cotton-Tipped applicators | McKesson | 24-103 | |
| Needle Driver | WPI | 521725 | Olsen-Hegar Needle Holder |
| Cyanoacrylate gel | Henkel | Loctite 4541 | |
| Cyanoacrylate accelerant | Henkel | Loctite 7452 | |
| Suture | Ethicon | Vicryl RB-1 J304 | |
| Elecrocautery disposable | Bovie | AA01 | Fine Tip |
| Surgical Tray | FST | 20311-21 | |
| Epitel Receiver Base | Epitel Inc | N/A | |
| Epitel wireless transmitter | Epitel Inc | N/A | |
| Biopac digitizer | Biopac | MP-150 | |
| PC-compatible computer |
References
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