Abstract
Protocoles de bioévaluation rapide en utilisant les assemblages de macroinvertébrés benthiques ont été utilisés avec succès pour évaluer les impacts humains sur la qualité de l'eau. Malheureusement, les méthodes d'échantillonnage traditionnelles benthiques larvaires, comme l'épuisette, peuvent prendre beaucoup de temps et coûteux. Un autre protocole implique la collecte des Chironomidae exuvies de pupe flottant en surface (SFPE). Chironomidae est une famille de mouches (diptères) dont les stades immatures se produire généralement dans des habitats aquatiques riches en espèces. Chironomes adultes émergent de l'eau, laissant leurs peaux de nymphe, ou exuvie, flottant à la surface de l'eau. Exuviae accumulent souvent le long des berges ou derrière les obstructions par action du vent ou de l'eau courante, où ils peuvent être collectées pour évaluer la diversité et la richesse de chironomes. Chironomes peuvent être utilisés comme indicateurs biologiques importants, car certaines espèces sont plus tolérantes à la pollution que d'autres. Par conséquent, la composition d'abondance relative et les espèces d'collectées SFPE reflètechangements dans la qualité de l'eau. Ici, les méthodes associées à la collecte sur le terrain, le traitement en laboratoire, montage diapositive, et l'identification des chironomes SFPE sont décrites en détail. Avantages de la méthode SFPE comprennent une perturbation minimale à une zone d'échantillonnage, la collecte de l'échantillon efficace et économique et de la transformation de laboratoire, la facilité d'identification, d'application dans presque tous les milieux aquatiques, et une mesure potentiellement plus sensibles de stress de l'écosystème. Limitations comprennent l'incapacité de déterminer l'utilisation de micro-habitat larvaire et incapacité à identifier exuvie nymphale aux espèces si elles ne sont pas associées avec des mâles adultes.
Introduction
Programmes de surveillance biologique, qui utilisent des organismes vivants pour évaluer la santé de l'environnement, sont souvent utilisés pour évaluer la qualité de l'eau ou de surveiller le succès des programmes de restauration de l'écosystème. Protocoles d'évaluation biologique rapide (RBP) en utilisant les assemblages de macroinvertébrés benthiques ont été populaire parmi les agences des ressources en eau de l'Etat depuis 1989 1. Les méthodes traditionnelles d'échantillonnage des macroinvertébrés benthiques pour les pratiques commerciales restrictives, telles que l'épuisette, Surber sampler, et Hess sampler 2, peut être Time- , coûteux, et ne peut mesurer les assemblages à partir d'un micro-habitat particulier 3. Un efficace, RBP alternative pour générer des informations biologiques sur une masse d'eau donnée implique la collecte des Chironomidae exuviae pupe flottant en surface (SFPE) 3.
Le Chironomidae (Insecta: Diptera), communément connu sous le nom de moucherons piqueurs non, sont les mouches holométaboles, qui surviennent généralement dans les milieux aquatiques avant d'émerger comme des adultes 60, sur la surface de l'eau. La famille de chironomes est riche en espèces, avec environ 5.000 espèces décrites dans le monde entier; Cependant, autant que 20.000 espèces sont estimées à exister 4. Chironomes sont utiles dans la documentation de l'eau et de la qualité de l'habitat dans de nombreux écosystèmes aquatiques en raison de leur grande diversité et le niveau de tolérance de la pollution variables 5. En outre, ils sont souvent les macroinvertébrés benthiques les plus abondantes et généralisées dans les systèmes aquatiques, représente généralement 50% ou plus de l'espèce dans la communauté 5,6. Suite à l'émergence de l'adulte terrestre, le exuviae pupe (jeter la peau pupe) reste flottant à la surface de l'eau (Figure 1). Exuviae pupes accumulent le long des berges ou derrière les obstacles grâce à l'action du vent ou de l'eau courante et peuvent être facilement et rapidement collectés pour donner un échantillon complet des espèces de chironomes qui ont émergé au cours de la précédente 24-48 h 7.
ntent "> L'abondance relative et la composition taxonomique des collectées SFPE reflète la qualité de l'eau, étant donné que certaines espèces sont la pollution très tolérante, tandis que d'autres sont très sensibles 5 La méthode SFPE présente de nombreux avantages par rapport aux techniques traditionnelles d'échantillonnage de l'chironomes larvaire y compris:. (1) minimale , le cas échéant, la perturbation de l'habitat se produit à une zone d'échantillonnage; (2) échantillons ne se concentrent pas sur la collecte des organismes vivants, mais plutôt la peau non-vivant, de sorte que la trajectoire de la dynamique de la communauté ne sont pas affectés; (3) l'identification de genre, et souvent des espèces, est relativement facile étant donné les clés et descriptions 3 appropriées; (4) la collecte, le traitement et l'identification des échantillons est efficace et économique par rapport aux méthodes traditionnelles d'échantillonnage 3,8,9; (5) dépouilles accumulées représentent taxons qui sont issus de un large éventail de microhabitats 10; (6) la méthode est applicable dans presque tous les environnements aquatiques, y compris les ruisseaux et les rivières, les estuaires, lakes, les étangs, les piscines de roche, et les zones humides; et (7) SFPE peut-être être un indicateur plus sensible de la santé des écosystèmes, car ils représentent des individus qui ont terminé tous les stades immatures et devenir des adultes 11.La méthode SFPE est pas une nouvelle approche pour recueillir des informations sur les communautés de chironomes. L'utilisation de SFPE a d'abord été suggérée par Thienemann 12 au début des années 1900. Une variété d'études ont utilisé SFPE pour les enquêtes taxonomiques (par exemple, 13-15), de la biodiversité et des études écologiques (par exemple 7,16-19), et des évaluations biologiques (par exemple, 20-22). En outre, certaines études ont abordé différents aspects de la conception de l'échantillon, taille de l'échantillon, et le nombre d'événements d'échantillon requis pour la réalisation de différents niveaux d'espèces ou genres (par exemple, 8,9,23) détection. Ces études indiquent que des pourcentages relativement élevés d'espèces ou genres peuvent être détectés avec effor modéréet ou frais associés à la transformation de l'échantillon. Par exemple, Anderson et Ferrington 8 déterminé que basé sur un sous-échantillon de 100 comte, 1/3 moins de temps a été nécessaire pour prendre des échantillons SFPE rapport à l'épuisette échantillons. Une autre étude a déterminé que les échantillons 3-4 SFPE pourraient être classés et identifiés pour chaque échantillon à l'épuisette et que les échantillons SFPE étaient plus efficaces que les échantillons de l'épuisette à la détection des espèces comme la richesse en espèces ont augmenté de 3. Par exemple, sur les sites avec la richesse en espèces des valeurs de 15-16 espèces, l'efficacité épuisette moyenne était de 45,7%, tandis que les échantillons étaient SFPE 97,8% efficace 3.
Surtout, la méthode SFPE a été normalisé dans l'Union européenne 24 (connu sous le nom technique de chironomes pupe exuvies (CPET)) et en Amérique du Nord 25 pour l'évaluation écologique, mais la méthode n'a pas été décrite en détail. Une application de la méthode a été décrite par SFPE Ferrington, et al.
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Protocol
1. Préparation du terrain Collection Fournitures
- Déterminer le nombre d'échantillons SFPE qui devraient être recueillies sur la base de la conception de l'étude et acquièrent un pot de l'échantillon (par exemple, 60 ml) pour chaque échantillon.
- Préparer deux étiquettes de date et localité pour chaque pot de l'échantillon. Placer une à l'intérieur et fixer l'autre à l'extérieur du bocal. Assurez-vous que chaque étiquette de la date et de la localité comprend les informations suivantes: pays, état, comté, ville, plan d'eau, coordonnées GPS, la date et le nom de la personne (s) de collecte de l'échantillon.
- Rassemblez d'autres matériaux et de l'équipement (voir le tableau de matériaux spécifiques / Équipement) spécifiques.
Collection champ 2.
- Maintenez un plateau larvaire dans une main et un tamis dans l'autre. Trempez le plateau des larves dans l'eau où SFPE accumuler (par exemple, les accumulations de mousse, des chicots, la végétation émergente, de débris, de retour tourbillons, et le long des bords de la banque) (figure 2A), permettent water, exuvies, et les débris d'entrer dans le bac larvaire, et versez ce matériau à travers le tamis. Si l'échantillonnage dans un système lotique, commence à l'extrémité aval de l'échantillon portée et de travailler en amont (figure 2B). Si l'échantillonnage dans un système lentique, commencera à la côte sous le vent.
- Répétez l'étape 2.1 pour 10 min (ou qui est définie pour un régime spécifique d'échantillonnage) au sein de chaque portée de l'échantillon pré-défini (généralement 100-200 m pour les échantillons collectés dans les rivières, mais dépend de la surface globale du site de surveillance aquatique); déplacer entre les zones d'accumulation SFPE le cas échéant.
- Concentrez débris dans une zone du tamis en utilisant un vaporisateur rempli d'eau à partir du site de l'échantillon et transférer soigneusement échantillon SFPE d'effectuer une pré-étiquetés pot de l'échantillon à l'aide d'une pince et un flux d'éthanol à partir d'une bouteille d'injection. Remplissez pot de l'échantillon avec de l'éthanol.
- Répétez les étapes 2.1 à 2.2 pour tous les échantillons.
3. Cueillette de l'échantillon
NOTE: Le reste de ce protocole se rapporte à un sous-échantillon de 300 SFPE et peut-être besoin d'être modifié pour d'autres tailles de sous-échantillon. Voir 9 sous-échantillonnage et la fréquence d'échantillonnage des lignes directrices de Bouchard et Ferrington pour adapter les méthodes de SFPE pour atteindre les objectifs et les ressources spécifiques à une étude.
- Allouer un flacon de 1 dram pour chaque échantillon SFPE; préparer une étiquette de la date et de la localité de placer à l'intérieur de chaque flacon et remplir le flacon ¾ avec de l'éthanol.
- Retirer le couvercle du pot de l'échantillon correspondant et vérifier exuviae pupe ci-joint. Rincer délicatement le contenu hors du couvercle sur une boîte de Pétri en utilisant un vaporisateur rempli avec de l'éthanol. Localiser et retirer l'étiquette de l'intérieur du pot de l'échantillon en utilisant une pince et rincez délicatement le contenu hors l'étiquette sur la boîte de Pétri. Réglez l'étiquette de côté.
- Transférer le contenu de la fiole d'échantillon dans un bac larvaire, le rinçage avec de l'éthanol pour assurer SFPE pas rester dans le pot de l'échantillon. Transférer une partie de l'exuvie nymphale, Resiraison, et de l'éthanol à partir du bac à la boîte de Pétri. Assurez-vous que l'échantillon est traité dans l'éthanol.
- Placer la boîte de Pétri sous un microscope stéréo. Analyser systématiquement le contenu de la boîte de Pétri pour exuviae chrysalide. Cueillez tous les dépouilles des pupes de la boîte en utilisant une pince et le lieu dans le flacon. Ne pas ramasser des spécimens qui sont cassés (à savoir, ne pas avoir au moins la moitié du céphalothorax et l'abdomen), séché, comprimé ou d'éviter des problèmes d'identification plus tard.
NOTE: L'identification des espèces nécessite souvent que l'ensemble du spécimen est présent, bien que dans certains cas, l'identification du niveau de genre peut être possible avec des échantillons partiels.- Swirl plat et rechercher les dépouilles supplémentaires pupe, y compris celles qui pourraient être collé sur les côtés du plat, ainsi que d'éventuelles petites et translucides spécimens qui peuvent ne pas avoir être détectée initialement. Répétez jusqu'à ce que deux analyses consécutives ne révèlent aucun exuvie nymphale supplémentaire.
- Répétez les étapes 3,3 et3.4 jusqu'à ce que tous ou 300 dépouilles des pupes ont été cueillis. Lorsque 300 dépouilles des pupes ont été cueillis, retourner le résidu de la boîte de Pétri sur le plateau des larves et rincer la boîte de Pétri avec de l'éthanol. Ensuite, transférer le résidu du bac larvaire à l'échantillon pot vide, ajouter la date et la localité étiquette, et de mettre le couvercle sur le pot. Conserver ou éliminer des résidus selon des protocoles spécifiques au projet.
4. Exemple de tri
- Verser les recueille tous exuviae pupe du flacon marqué dans une boîte de Pétri remplie de suffisamment d'éthanol pour couvrir tout spécimens.
- Sous un microscope stéréo, spécimens séparés en groupes morphologiques distinctes (c.-à-morphotaxons) et placer chaque morphotaxons en flacons étiquetés séparément un remplis 3/4 ème complète avec de l'éthanol.
- Utiliser caractéristiques morphologiques externes pour séparer chironomes morphotaxons. Par exemple, à partir du céphalothorax, utiliser les différences dans la présence, la taille, la forme etcoloration des tubercules céphaliques, verrues frontaux, soies frontales, et corne thoracique. De l'abdomen, utiliser épines, hookrows, galuchat, soies, et contreforts des segments abdominaux, en plus des lobes anales pour la séparation de morphotaxons (figure 4A). Voir Ferrington, et al. 5, Sæther 26, Pinder et Reiss 27 pour les descriptions et les figures de caractéristiques morphologiques supplémentaires.
- Utiliser de l'éthanol supplémentaire si spécimens commencent à sécher.
5. Faites glisser montage
- Remplir un puits d'une plaque multi-puits pour chaque morphotaxons avec 95% d'éthanol.
- Placer plusieurs représentations (par exemple, 25% du total) de chaque morphotaxons à coulisseau monté dans des puits individuels de la plaque. Autoriser les spécimens de siéger dans le bien pendant au moins 10 min pour déshydrater suffisamment.
- Les marquer avec site approprié, la collecte et informati d'identificationsur (Figure 3).
- Placer la lame sur le microscope stéréo.
NOTA: Le modèle de la diapositive enregistrée à l'étape est utile pour le placement uniforme. - Placer une goutte de Euparal sur la lame; répandre la Euparal de sorte qu'il se rapproche de la taille de la lamelle. Utilisez une ventilation adéquate lorsque vous travaillez avec Euparal.
NOTE: Utilisez une ventilation adéquate lorsque vous travaillez avec Euparal. - Incluez un représentant de la première morphotaxons dans le Euparal aide d'une pince.
REMARQUE: Pour annuler un excès d'éthanol à partir de l'échantillon, à l'aide d'une pince, tapotez doucement échantillon sur laboratoire lingettes avant l'enrobage dans Euparal. - Séparer le céphalothorax de l'abdomen en utilisant une pince à pointe fine et / ou des sondes de dissection (figure 4A).
- Diviser le long de la suture cephalothorax ecdysial (figure 4B) et ouvrir la cephalothorax sorte que les bords de suture sont sur des côtés opposés (Figure 4C).
- Orientez le cephalothorax de sorte que la face ventrale est orientée vers le haut (figure 4C).
- Placez la face dorsale de l'abdomen jusqu'à; placer immédiatement sous le céphalothorax (figure 4C).
- Déposer une lamelle couvre-objet sur le spécimen. Tenez lamelle à un angle, avec un bord de toucher la lame, puis abaissez lentement et déposer la lamelle pour réduire la formation de bulles d'air. Appuyez légèrement sur la lamelle pour aplatir le spécimen.
- Répétez les étapes 5.3 à 5.7 pour tous les spécimens déshydratés.
6. Genre identification
- Déterminer genre de spécimens de diapositives montées à l'aide d'un microscope composé. Identifier les spécimens au genre en utilisant les touches et les diagnostics en Wiederholm 28 et Ferrington, et al. 5. Si nécessaire, confirmer l'identification du niveau de la famille à l'aide Ferrington, et al. 5. NOTE: Il ya eu de nombreuses descriptions génériques et les révisions depuis Wiederholm 28 et Ferrington,et al. 5, par conséquent, ces touches et les diagnostics sont incomplètes et doivent être complétées avec la littérature primaire.
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Representative Results
La figure 1 illustre le cycle de vie de chironomes; stades immatures (œuf, larve, nymphe) ont généralement lieu dans, ou étroitement associées à un environnement aquatique. À la fin du stade larvaire, la larve construit un abri en forme de tube et se fixe avec des sécrétions de soie au substrat environnante et se transforment en chrysalides. Une fois que l'adulte en développement a mûri, la nymphe se libère et nage à la surface de l'eau où l'adulte peut émerger de la exuviae chrysalide. Le dépouilles se remplit d'air, et en vertu d'une couche de cire externe de la cuticule, il reste flottant à la surface de l'eau jusqu'à ce que les bactéries commencent à se décomposer la couche de cire.
courants d'eau ou le vent concentré pupe flottants exuvies dans les zones d'accumulation, par exemple lorsque la végétation riveraine ou des arbres tombés en contact avec la surface de l'eau, illustrés à la figure 2A. Un plateau larvaire et tamis peuvent être utilisés pour recueillir des pupes &# 160; à partir de ces zones d'accumulation naturelle et d'évaluer l'émergence de Chironomidae à partir d'un large spectre de micro-habitats, comme le montre la figure 2B. Pour certaines applications, il est important de recueillir des échantillons d'une manière standardisée cohérente afin que des comparaisons puissent être effectuées entre plusieurs sites d'échantillonnage ou dans le temps à un site d'échantillonnage donné. Périodes de collecte de dix minutes ont été montré pour fournir des évaluations adéquates de chironomes abondance relative 3,25. Par exemple, Ferrington, et al. 3 a examiné les estimations de l'émergence de l'espèce Chironomus riparius et constaté que les estimations ne varient pas sensiblement après 12 trempettes pan ont été analysés. Dans une période de collecte de 10 min, beaucoup plus que 12 trempettes sont généralement obtenus, donc nous sommes confiants que la majorité des espèces abondantes dans un échantillon portée sera détecté dans ce délai. 3
Une fois les échantillons SFPE ont été collectées, ramassé et trié, specimens sont coulisseau monté au genre ou l'identification des espèces et de la création de spécimens. Marquer les diapositives avec site approprié, la collecte, et des informations d'identification est recommandé, comme dans la figure 3. Typiquement, l'étiquette de la localité affiche des informations sur le pays, l'état, le corps de l'eau, coordonnées GPS, site d'étude ID, la date de collecte, et le nom de personne qui a recueilli l'échantillon. En outre, ce label aura un numéro de diapositive unique pour chaque échantillon de diapositives montées. L'étiquette d'identification indique le genre et l'espèce (le cas échéant) l'identification et le nom de la personne qui a identifié le spécimen.
Exuviae pupes doivent être correctement disséqué et orientée pour l'identification du genre et de la préparation de bon spécimen. La figure 4A montre le bon côté de la dorsale jusqu'à placement pupe de dépouilles sur la diapositive. Lors du placement sur la lame, les échantillons peuvent ne mentent pas initialement partie dorsale parce qu'ils sont cylindriques en forme et souvent rempli de bulles d'éthanol et de l'air. Par conséquent, en utilisant une pince ou une sonde de dissection pour comprimer légèrement l'abdomen dans le Euparal vers la diapositive est suggéré. La compression doit orienter l'échantillon en vue dorsale et expulser la plupart des bulles d'air et l'éthanol. La figure 4B montre la dissection qui sépare le cephalothorax de l'abdomen. Au cours de cette dissection, il est typique pour les débutants de déchirer l'abdomen entre le premier et le deuxième segment abdominal. La prudence devrait être placé dans le maintien de la première segment abdominal avec le reste de l'abdomen. Figure 4C montre la dissection et l'orientation correctes de l'exuvie nymphale avant le positionnement de la lamelle. Pour certains échantillons, il peut être difficile d'ouvrir le céphalothorax sorte que les bords de suture sont sur des côtés opposés et le céphalothorax est orienté en vue ventrale. Encore une fois, une légère compression dorso-ventral du céphalothorax pour atteindre cet Placement est recommandé.
Collections de SFPE ont été utilisés avec succès dans les lacs urbains dans le Minnesota pour déterminer l'accumulation des espèces (figure 5A) et genre richesse (figure 5B) et la composition des espèces cumulatif le long d'un gradient de concentration de phosphore moyen / profondeur moyenne du lac (figure 6) 23. Basé sur ces résultats, une étude de preuve de concept a été mis en place pour la surveillance à long terme de Chironomidae par rapport au changement climatique dans les lacs sentinelles à travers le Minnesota ( http://midge.cfans.umn.edu/research/biodiversity/chironomidae -slice-lacs / ). Rufer et Ferrington 23 déterminé que quatre échantillons SFPE par lac par saison récupéré la majorité de la communauté de chironomes et détectés variation saisonnière importante dans les lacs urbains (figure 5A, B). Dans l'ensemble des 16 lacs, des échantillons contenaient avril différent taxons de mai à travers des échantillons de septembre. Par conséquent, dans les régions du nord-tempérées, échantillonnage quatre fois par saison est recommandée, avec un échantillon en Avril et trois échantillons entre Mai et Septembre. Toutefois, pour les différentes zones géographiques et de climats, le régime d'échantillonnage doit être adaptée à la région afin de maximiser la partie de la communauté recueillis.
Figure 1. cycle de vie des chironomes. Il ya quatre étapes de la vie, œuf, larve, nymphe et adulte, dans le cycle de vie de chironomes. Les femelles adultes pondent leurs œufs sur la surface de l'eau. Oeufs tombent au fond et éclosent généralement en quelques jours à une semaine. Après avoir quitté la masse d'oeufs, les larves creusent dans la boue ou de construire de petits tubes dans lesquels ils vivent, se nourrissent et se développer. Larves se transforment en nymphes tout en restant dans leurs tubes. Après la nymphose, les pupes nager activement à la surface de lal'eau et les adultes émergent de la pupe exuvies. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2. Exemples d'une zone d'accumulation et de collecte sur le terrain des techniques SFPE dans un ruisseau. (A) Un exemple de l'endroit où serait SFPE s'accumuler en amont d'un journal. Le blanc, matière mousseuse est une combinaison de la matière organique, tels que les macrophytes et les algues, et peut contenir des centaines de milliers de dépouilles chrysalide. (B) Un exemple de la façon dont un collectionneur serait utiliser un tamis et le plateau des larves de recueillir SFPE des banques riverains du ruisseau. S'il vous plaît, cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 3. Schéma montrant l'emplacement de la date de diapositives et l'étiquette de la localité (à gauche), l'étiquette d'identification (à droite), et coulissant monté exuviae pupe sous lamelle (centre). S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 4. pupe Étape par étape exuviae dissection et l'orientation. (A) Undissected pupe exuvies (céphalothorax et l'abdomen avec des segments numérotés en vue dorsale). (B) Dissected exuviae pupe (céphalothorax et l'abdomen en vue dorsale). (C) disséqués et exuvie nymphale orientée (céphalothorax: venvue trale; abdomen:. vue dorsale) S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 5: courbes d'accumulation taxonomiques pour les échantillons SFPE recueillies à partir de 16 lacs urbains dans le Minnesota. Pour les deux panneaux, chaque ligne de couleur représente l'un des 16 lacs. Voir Rufer et Ferrington 23 pour une description détaillée des caractéristiques de chaque lac. Chaque point de données représente un mensuel de 10 min SFPE échantillon prélevé le long de la rive sous le vent pendant les mois sans glace de l'année 2005 (d'avril à Octobre). A) courbes d'accumulation des espèces pour les échantillons SFPE. B) courbes d'accumulation de Genre pour les échantillons SFPE. S'il vous plaît, cliquez ici pour voir une version plus grande de this figure.
Figure 6: espèces cumulatifs détectés à travers un gradient de chimies de lac à partir de plusieurs échantillons SFPE en fonction de la concentration moyenne de phosphore épilimnétique (ug / L) sur la profondeur moyenne du lac (m) à partir de 16 lacs urbains dans le Minnesota. Chaque point de données représente l'un des 16 lacs; lacs sont triés du plus bas au plus élevé de phosphore moyennes / profondeur moyenne. Voir Rufer et Ferrington 23 pour une description détaillée des caractéristiques de chaque lac. Nombre cumulé d'espèces augmente rencontrées comme le rapport de la concentration de phosphore moyenne moyenne sur la profondeur du lac augmente.
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Discussion
Les étapes les plus critiques pour la réussite de la collecte de l'échantillon SFPE, la cueillette, le tri, montage diapositive, et l'identification sont: (1) la localisation des zones de forte accumulation SFPE au sein de la zone d'étude lors de la collecte de terrain (figure 2A); (2) balayer lentement le contenu de la boîte de Pétri pour la détection de tous SFPE pendant échantillon cueillette; (3) développer la dextérité manuelle nécessaire pour disséquer le céphalothorax de l'abdomen pendant le montage (figure 4A) coulissant; et (4) la reconnaissance de caractères morphologiques clés de chironomes pupe exuvies d'identifier correctement au genre.
Les zones d'accumulation haute SFPE (figure 2A) de détection est l'étape la plus importante dans la collecte réussie de l'échantillon SFPE. Exuviae pupes sont pris dans la végétation aquatique ou les structures humaines comme les rampes d'accès, et les vagues peuvent se concentrer matériel flottant en «andains« offshore 30. Pour les plus grands plans d'eau,l'identification des zones naturelles de l'accumulation peut exiger la localisation des sites d'étude en fonction des modèles de vent ou utiliser des véhicules aux zones d'accès où exuvie nymphale amassent. Un échantillon avec un nombre suffisant de SFPE doivent être collectées pour détecter la présence d'espèces émergentes et d'estimer l'abondance relative des espèces individuelles avec un degré élevé de précision. Pendant échantillon tri, il est nécessaire de balayer lentement la boîte de Petri à plusieurs reprises pour les plus petits (3-6 mm de longueur), les spécimens légèrement pigmentés. SFPE collent souvent à des algues, des feuilles, des bâtons, des graines et des fleurs, et, par conséquent, peut ne pas être détecté lors de l'analyse initiale. En outre, ce protocole nécessite dissection minutieuse et glisser le montage du céphalothorax de l'abdomen pour genre identifications (figure 4A). Utilisez une pince à pointe fine et / ou des sondes de dissection disséquer dépouilles entre le céphalothorax et le premier segment abdominal. Enfin, l'identification de genre peut être difficile pour les nouveaux taxonomistes.Prenez le temps d'étudier la morphologie et la terminologie de chironomes pupes avant de commencer à identifier les spécimens au genre. Voir Wiederholm 28 et Ferrington, et al. 5 pour les touches et les diagnostics des chironomes genres. Si les compétences d'identification sont une préoccupation, toutes les diapositives ou un sous-ensemble de spécimens peuvent être envoyés à un laboratoire avec les capacités appropriées.
Basé sur émergences adultes décalés dans la plupart des communautés, plusieurs événements d'échantillonnage sont invités, ainsi que des études à long terme, un projet pilote peuvent déterminer les temps d'échantillonnage les plus utiles avant de finaliser méthodes. Même avec de multiples événements d'échantillonnage ciblées saisonnières, une partie de la communauté restera inaperçue, bien que ceux-ci sont souvent rares taxons 31. Pour l'échantillonnage des recommandations de fréquence, voir Bouchard et Ferrington 9 pour les flux et Rufer et Ferrington 23 pour les lacs. La principale préoccupation concernant la méthodologie d'échantillonnage concerne SFPE distance de flottement. Dans les ruisseaux, la dérive typique est entre 50-250 m, tandis que dans les grandes rivières exuvies peuvent se déplacer jusqu'à 2 km 30. Les données de terrain suggère que cinquante pour cent ou plus des dépouilles ne déplacent pas plus de 100 mètres en aval de l'endroit où l'adulte émerge 20. Par conséquent, si une SFPE est la collecte d'un échantillon sur la portée de 500 mètres en aval d'une source de pollution suspectée, il est probable que la majorité des échantillons recueillis ont terminé leur cycle de vie à l'intérieur de la zone d'impact 25 soupçonné. Dans les lacs, les étangs et les piscines, exuvies pupe se déplace avec les courants de surface et souvent de recueillir en grand nombre sur le côté sous le vent de la masse d'eau.
Bien que le coût-efficace, il ya des limites potentiels associés à cette méthode, y compris: (1) l'incapacité de déterminer microhabitats utilisés par les larves 32; (2) l'incapacité d'évaluer les grands événements de cycle de vie et la durée de stade avant l'éclosion, depuis voltinisme est souventen mettant au défi de déterminer 7; (3) une forte variabilité saisonnière à des assemblages détecté 30; (4) un préjugé contre les espèces avec exuviae légèrement chitinisées qui décomposent ou couler à un rythme plus rapide 33; (5) de ne pas être en mesure d'identifier les spécimens d'espèces si les nymphes et les adultes mâles ont pas été précédemment associé 5; et (6) la difficulté d'estimer la densité de surface ou de la biomasse.
Comme décrit ci-dessus, exuvie nymphale sont parmi les stades de vie les plus utiles et rentables à inclure dans les études de biosurveillance aquatiques 5. Les futures études visant à améliorer la méthode SFPE comprennent des tests: (1) réplications appropriées; (2) sous-échantillon de tailles; (3) la fréquence appropriée des événements d'échantillonnage en fonction de la localité et le corps de l'eau d'intérêt; et (4) naufrage et les taux de dégradation des dépouilles dans diverses conditions de température, d'humidité, de décomposition inoculation, et les perturbations mécaniques. En outre, les études futures devraient inclure raffinementdes techniques d'identification moléculaire à base, tels que codes-barres ADN, d'associer exuviae pupe avec des larves et les adultes 34-35.
Ici, nous avons décrit la collecte de chironomes SFPE de l'échantillon, le traitement en laboratoire, montage diapositive, et l'identification de genre en détail. La méthode SFPE est efficace pour évaluer les diverses communautés de chironomes, généralisées et peut augmenter échantillons benthiques dans les études de réponses biologiques à l'évolution de la qualité de l'eau. Ce, RBP alternative rentable offre plusieurs avantages distincts qui font qu'il est bien adapté à grande échelle des analyses qui comprennent des échantillonnages répétés sur de longues périodes de temps.
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Disclosures
Les auteurs déclarent qu'ils ont aucun intérêt financier concurrentes.
Acknowledgments
Financement pour la composition et la publication de ce document a été fourni à travers de multiples subventions et des contrats à Research Group Chironomidae (LC Ferrington, Jr., PI) dans le département d'entomologie à l'Université du Minnesota. Merci à Nathan Roberts pour le partage de photographies de terrain utilisés comme des figures dans la vidéo associée à ce manuscrit.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Ethanol | Fisher Scientific | S25309B | 70-95% |
| Plastic wash bottles | Fisher Scientific | 0340923B | |
| Sample jar | Fisher Scientific | 0333510B | Glass or plastic, 60-mL recommended |
| Testing sieve | Advantech | 120SS12F | 125-micron mesh size |
| Larval tray | BioQuip | 5524 | White |
| Stereo microscope | |||
| Glass shell vials | Fisher Scientific | 0333926B | 1-dram size |
| Plastic dropper | Thermo Scientific | 1371110 | 30 to 35 drops/mL |
| Fine forceps | BioQuip | 4524 | #5 |
| Petri dish | Carolina | 741158 | Glass or plastic |
| Multi-well plate | Thermo Scientific | 144530 | Glass or plastic |
| Glass microslides | Thermo Scientific | 3010002 | 3 x 1 in. |
| Glass cover slips | Thermo Scientific | 12-519-21G | Circular or square |
| Euparal mounting medium | BioQuip | 6372B | |
| Pigma pen | BioQuip | 1154F | Black |
| Probe | BioQuip | 4751 | |
| Kimwipes | Kimberly-Clark Professional™ | 34120 |
References
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