Abstract
Protocolos Bioavaliação rápidas usando assembléias de macroinvertebrados bentônicos foram utilizados com êxito para avaliar os impactos humanos sobre a qualidade da água. Infelizmente, os métodos de amostragem tradicionais bentônicos larvais, tais como o mergulho-net, pode ser demorado e caro. Um protocolo alternativo envolve a coleta de Chironomidae pupa exuviae flutuante superfície (SFPE). Chironomidae é uma família rica em espécies de moscas (Diptera) cujos estágios imaturos normalmente ocorrem em habitats aquáticos. Quironomídeos adultos emergem da água, deixando a pele pupa, ou exuviae, flutuando na superfície da água. Exuviae muitas vezes se acumulam ao longo das margens ou atrás de obstruções por acção da corrente de vento ou água, onde podem ser recolhidos para avaliar a diversidade e riqueza chironomid. Chironomidae podem ser utilizados como indicadores biológicos importantes, uma vez que algumas espécies são mais tolerantes à poluição do que outros. Portanto, a abundância e composição de espécies coletadas SFPE relativa de refletiralterações na qualidade da água. Aqui, métodos associados com a coleta de campo, processamento laboratorial, montagem slide, e identificação de chironomid SFPE são descritos em detalhes. Vantagens do método SFPE incluem o mínimo de perturbação em uma área de amostragem, coleta de amostra eficiente e econômica e processamento laboratorial, a facilidade de identificação, aplicabilidade em quase todos os ambientes aquáticos, e uma medida potencialmente mais sensível do estresse do ecossistema. As limitações incluem a incapacidade para determinar a utilização do ambiente larval e incapacidade de identificar exuviae pupa para espécies que não tenham sido associadas com machos adultos.
Introduction
Programas de monitorização biológica, que utilizam organismos vivos para avaliar a saúde do meio ambiente, são muitas vezes utilizados para avaliar a qualidade da água ou monitorar o sucesso de programas de restauração do ecossistema. Protocolos Bioavaliação rápidas (RBP) usando assembléias de macroinvertebrados bentônicos têm sido muito populares entre as agências de recursos hídricos do estado desde 1989 1. Os métodos tradicionais de amostragem macroinvertebrados bentônicos para RBPs, tais como o mergulho-net, Surber sampler, e Hess amostrador 2, pode ser tempo- demorado, caro e só pode medir assemblages de um determinado microhabitat 3. Um eficiente, RBP alternativa para gerar informações biológicas sobre um corpo de água particular envolve coleção de Chironomidae exúvias de pupa flutuante superfície (SFPE) 3.
O Chironomidae (Insecta: Diptera), vulgarmente conhecida como mosquitos não picam, são moscas holometabolous que normalmente ocorrem em ambientes aquáticos antes de emergir como adultos 60; na superfície da água. A família chironomid é rica em espécies, com cerca de 5.000 espécies descritas em todo o mundo; no entanto, cerca de 20.000 espécies são estimadas a existir 4. Quironomídeos são úteis para documentar água e qualidade do habitat em muitos ecossistemas aquáticos devido à sua elevada diversidade e os níveis de tolerância poluição variáveis 5. Além disso, são muitas vezes os macroinvertebrados bentônicos mais abundantes e disseminadas em sistemas aquáticos, tipicamente responsável por 50% ou mais das espécies na comunidade 5,6. Seguindo emergência do adulto terrestre, o exúvias de pupa (cast pele pupa) continua flutuando na superfície da água (Figura 1). Exúvias de pupa se acumulam ao longo das margens ou atrás de obstruções através da ação do vento ou água corrente e pode ser facilmente e rapidamente recolhido para dar uma amostra global de espécies de Chironomidae que surgiram durante o anterior 24-48 h 7.
ntent "> A abundância relativa e composição taxonômica da recolhido SFPE reflete a qualidade da água, considerando-se que algumas espécies são muito tolerantes a poluição, enquanto outros são bastante sensíveis 5 O método SFPE tem muitas vantagens sobre técnicas de amostragem chironomid larval tradicionais, incluindo:. (1) mínima , se houver, perturbação do habitat ocorre em uma área de amostragem; (2) as amostras não se concentrar na coleta de organismos vivos, mas a pele não-vivos, então a trajetória da dinâmica da comunidade não seja afectada; (3) a identificação de gênero, e muitas vezes espécie, é relativamente fácil dado as chaves e descrições 3 adequados; (4) a coleta, processamento e identificação de amostras é eficiente e econômica em comparação com os métodos de amostragem tradicionais 3,8,9; (5) exuviae acumulados representam táxons que tenham originado uma vasta gama de micro-habitats 10; (6) o método é aplicável em quase todos os ambientes aquáticos, incluindo córregos e rios, estuários, lakes, lagoas, piscinas naturais e zonas húmidas; e (7) SFPE talvez ser um indicador mais sensível de saúde do ecossistema, uma vez que representam indivíduos que completaram todas as fases imaturas e emergiram com sucesso como adultos 11.O método SFPE não é uma nova abordagem para a coleta de informações sobre as comunidades de quironomídeos. Uso de SFPE foi sugerida pela primeira vez por Thienemann 12 no início de 1900. Uma variedade de estudos têm utilizado SFPE para levantamentos taxonômicos (por exemplo, 13-15), a biodiversidade e estudos ecológicos (por exemplo, 7,16-19), e avaliações biológicas (por exemplo, 20-22). Além disso, alguns estudos têm abordado diferentes aspectos do desenho da amostra, tamanho da amostra e número de eventos de amostra necessários para atingir vários níveis de detecção de espécies ou gêneros (por exemplo, 8,9,23). Estes estudos indicam que relativamente elevadas percentagens de espécies ou gêneros pode ser detectada com effor moderadat ou despesas associadas com o processamento da amostra. Por exemplo, Anderson e Ferrington 8 determinaram que baseado em uma subamostra de 100 contagem, 1/3 menos tempo foi necessário para pegar amostras SFPE em comparação a mergulhar-net amostras. Outro estudo determinou que 04/03 amostras SFPE poderiam ser classificados e identificados para cada amostra dip-net e que as amostras SFPE foram mais eficientes do que as amostras dip-net em espécies de detecção como riqueza de espécies aumentou 3. Por exemplo, em locais com valores de riqueza de espécies de 15-16 espécies, a eficiência dip-líquido médio foi de 45,7%, enquanto as amostras SFPE eram 97,8% eficiente 3.
Mais importante, o método SFPE foi padronizado na União Europeia 24 (conhecida como técnica de pupa exuviae Chironomidae (TCP)) e América do Norte 25 para avaliação ecológica, mas o método não foi descrito em pormenor. Uma aplicação da metodologia SFPE foi descrito por Ferrington, et ai.
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Protocol
1. Preparação da coleção de campos Suprimentos
- Determinar o número de amostras SFPE que devem ser coletados com base no desenho do estudo e adquirir um frasco da amostra (por exemplo, 60 ml) para cada amostra.
- Prepare duas etiquetas de data e localidade para cada frasco de amostra. Coloque um no interior do outro e apor para o exterior do frasco. Certifique-se que cada etiqueta data e localidade inclui as seguintes informações: país, estado, município, cidade, corpo água, coordenadas GPS, a data eo nome da pessoa (s) de coletar a amostra.
- Reúna outros materiais e equipamentos (ver Tabela de Específico materiais / equipamentos) específicos.
2. Campo Colecção
- Segure uma bandeja larval em uma mão e uma peneira na outra. Mergulhe a bandeja larval na água onde SFPE acumulam (por exemplo, acumulação de espuma, senões, vegetação emergente, restos, de volta turbilhões, e ao longo das bordas bancários) (Figura 2A), permitem water, exuviae, e detritos para entrar no tabuleiro larval, e despeje este material através da peneira. Se a amostragem em um sistema lótica, inicia-se na extremidade a jusante do alcance da amostra e trabalhar a montante (Figura 2B). Se a amostragem em um sistema lêntico, começam na linha costeira na direção do vento.
- Repita o passo 2,1 para 10 min (ou conforme definido para um regime de amostragem específico) dentro de cada alcance amostra pré-definido (normalmente 100-200 m de amostras coletadas a partir de fluxos, mas depende da área total do local de monitorização da água); mover-se entre SFPE áreas de acumulação, conforme apropriado.
- Concentra-se os detritos em uma área do crivo usando uma garrafa de esguicho enchido com água a partir do site da amostra e transferir cuidadosamente amostra SFPE frasco de amostra de pré-marcado com o auxílio de uma pinça e um fluxo de etanol a partir de uma garrafa de esguicho. Preencha frasco da amostra com etanol.
- Repita os passos 2.1 e 2.2 para todas as amostras.
3. Amostra Picking
NOTA: O restante deste protocolo se refere a uma subamostra SFPE 300 e pode precisar ser modificado para outros tamanhos subamostra. Ver de Bouchard e Ferrington 9 diretrizes subamostragem e frequência de amostragem para adaptar métodos SFPE para cumprir as metas e os recursos específicos do estudo.
- Alocar um frasco de 1 dram para cada amostra SFPE; preparar um rótulo de data e localidade de colocar dentro de cada frasco e preencher o frasco ¾ cheio com etanol.
- Retire a tampa do frasco da amostra correspondente e verificar se há exúvias de pupa em anexo. Suavemente lavar conteúdos fora da tampa sobre uma placa de Petri utilizando uma garrafa de esguicho cheio com etanol. Localizar e remover o rótulo a partir do interior do frasco de amostra, utilizando uma pinça e lavar suavemente o conteúdo para fora da etiqueta para a placa de Petri. Definir rótulo de lado.
- Transferir o conteúdo do frasco de amostra dentro de um tabuleiro de larvas, lavagem com etanol para se garantir que não haja SFPE permanecem no frasco de amostra. Transferir uma parte do exúvias de pupa, residevido, e etanol a partir da bandeja para a placa de Petri. Certifique-se de que a amostra é coberto em etanol.
- Coloque a placa de Petri sob um microscópio estéreo. Sistematicamente digitalizar o conteúdo da placa de Petri para exúvias de pupa. Pegue tudo exuviae pupa do prato usando uma pinça e coloque dentro do frasco. Não escolher os espécimes que são quebradas (ou seja, não têm, pelo menos, metade do cefalotórax e abdômen), seca, ou comprimido para evitar problemas de identificação posteriores.
NOTA: Identificação de espécies, muitas vezes requer que a totalidade da amostra está presente, embora em alguns casos, a identificação de nível género pode ser possível com espécimes parciais.- Prato redemoinho e digitalizar para exuviae adicional de pupa, incluindo qualquer que poderia ser preso para os lados do prato, bem como, quaisquer pequenas e translúcidas espécimes que pode não ter ser detectada inicialmente. Repita até que dois exames consecutivos não revelam exúvias de pupa adicional.
- Repita os passos 3.3 e3.4 ou até que todos os 300 exúvias de pupa foram colhidos. Quando 300 exúvias de pupa foram colhidos, devolver o resíduo da placa de Petri para a bandeja larval e lavar a placa de Petri com etanol. Em seguida, transferir o resíduo da bandeja larval para o frasco de amostra vazio, adicione o rótulo data e localidade, e colocar a tampa do frasco. Conservar ou alienar resíduo de acordo com protocolos específicos do projeto.
4. Amostra Classificando
- Despeje tudo pegou exúvias de pupa do frasco etiquetado em uma placa de Petri cheia com etanol suficiente para cobrir apenas espécimes.
- Sob um microscópio estéreo, as amostras separadas em grupos morfológicos distintos (ou seja, morphotaxa) e coloque cada um separadamente morphotaxon em frascos rotulados preenchido 3/4 th cheio com etanol.
- Utilize características morfológicas externas para separar chironomid morphotaxa. Por exemplo, a partir do cefalotòrax, usar diferenças na presença, tamanho, forma, ecoloração dos tubérculos cefálica, verrugas frontais, sedas frontal e chifre torácica. A partir do abdómen, usar espinhas, hookrows, chagrém, cerdas, e as esporas de segmentos abdominais, para além dos lóbulos anal para a separação morphotaxa (Figura 4A). Veja Ferrington, et al. 5, Sæther 26, Pinder e Reiss 27 para obter descrições e figuras de características morfológicas adicionais.
- Use etanol adicional se as amostras começam a secar.
5. Deslize Montagem
- Encher um poço de uma placa multi-poços para cada morphotaxon com etanol a 95%.
- Coloque representações múltiplas (por exemplo, 25% do total) de cada corrediça morphotaxon para ser montado em poços individuais da placa. Permitir espécimes para sentar-se bem por pelo menos 10 min para desidratar suficientemente.
- Etiqueta desliza com local adequado, coleta e identificação informatina (Figura 3).
- Colocar a lâmina no microscópio estéreo.
NOTA: Um modelo do slide colado na etapa é útil para a colocação consistente. - Colocar uma gota de Euparal na corrediça; espalhar a Euparal de modo que ele se aproxima do tamanho da lamela. Use ventilação adequada quando se trabalha com Euparal.
NOTA: Use ventilação adequada quando se trabalha com Euparal. - Incorporar um representante do primeiro morphotaxon no Euparal usando uma pinça.
NOTA: Para anular o excesso de etanol a partir da amostra, usando uma pinça, bata suavemente espécime no laboratório limpa antes de incorporá-lo em Euparal. - Separe o cefalotórax do abdômen usando uma pinça de ponta fina e / ou sondas de dissecção (Figura 4A).
- Dividir o cefalotòrax ao longo da sutura ecdysial (Figura 4B) e abrir a cefalotòrax de modo que as bordas são de sutura em lados opostos (Figura 4C).
- Orientar o cephalothorax de modo que o lado ventral está virada para cima (Figura 4C).
- Posicione o lado dorsal do abdômen para cima; colocar imediatamente abaixo da cefalotòrax (Figura 4C).
- Coloque uma lamela sobre o espécime. Segure lamela em um ângulo, com uma borda de tocar a lâmina, e então lentamente mais baixo e soltar a lamela para reduzir a formação de bolhas de ar. Pressione levemente a lamela para achatar o espécime.
- Repita os passos 5.3 a 5.7 para todos os espécimes desidratados.
6. Identificação Género
- Determinar género de espécimes montados em slides usando um microscópio composto. Identificar as amostras utilizando as teclas ao gênero e diagnósticos em Wiederholm 28 e Ferrington, et al. 5. Se necessário, confirmar a identificação em nível de família usando Ferrington, et al. 5. NOTA: Houve inúmeras descrições genéricas e revisões desde Wiederholm 28 e Ferrington,et al. 5, portanto, essas chaves e diagnósticos são incompletos e precisam ser complementadas com a literatura primária.
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Representative Results
A Figura 1 ilustra o ciclo de vida Chironomidae; estágios imaturos (ovo, larva, pupa) ocorrem tipicamente dentro, ou estreitamente associados, um ambiente aquático. Após a conclusão da fase de vida larvar, as larvas constrói um abrigo de tubo, e atribui-se com secreções de seda para o substrato circundante e pupation ocorre. Uma vez que o adulto desenvolvimento amadureceu, a pupa liberta-se e nada para a superfície da água onde o adulto pode emergir da exúvias de pupa. O exuviae se enche de ar, e em virtude de uma camada de cera exterior da cutícula, continua a ser que flutua na superfície da água, até as bactérias começam a decompor-se a camada de cera.
Correntes de água ou concentrado de vento de pupa flutuantes exuviae em áreas de acumulação, tais como onde a vegetação ciliar ou árvores caídas fazer contato com a superfície da água, ilustrados na figura 2A. Uma bandeja larval e peneira podem ser usados para coletar e pupas# 160; a partir destas zonas de acumulação natural e avaliar o aparecimento de Chironomidae a partir de um largo espectro de microambientes, como mostrado na Figura 2B. Para certas aplicações, é importante para coletar amostras de uma forma consistente e padronizada de modo que possam ser feitas comparações entre vários sites de exemplo ou ao longo do tempo em um determinado site de exemplo. Os períodos de recolha de dez minutos foram mostrados para fornecer avaliações adequadas de chironomid abundância relativa 3,25. Por exemplo, Ferrington, et al. 3 examinado estimativas emergência das espécies Chironomus riparius e descobriu que as estimativas não variou substancialmente depois de 12 mergulhos pan foram analisados. Dentro de um período de coleta de 10 min, muitos mais de 12 mergulhos são normalmente obtidas, assim nos sentimos confiantes de que a maioria das espécies abundantes dentro de um alcance de amostra será detectado neste período. 3
Uma vez que as amostras foram coletadas SFPE, escolhido, e classificada, specimens são slides montado para gênero ou espécie de identificação e criação de amostras de comprovação. Rotular as lâminas com local adequado, coleta e informação de identificação é recomendado, como na Figura 3. Normalmente, o rótulo localidade exibe informações sobre o país, o estado, o corpo de água, coordenadas GPS, local de estudo de identificação, data de coleta, eo nome do pessoa que coletou a amostra. Além disso, esta etiqueta terá um número único slide para cada espécime-montado slides. A etiqueta de identificação mostra a gênero e espécie (quando aplicável) identificação e nome da pessoa que identificou o espécime.
Exúvias de pupa precisam ser corretamente dissecados e orientada para a identificação género e preparação de amostras voucher. Figura 4A mostra o lado dorsal correta até colocação de pupa exuviae no slide. Durante a colocação para o slide, as amostras podem não inicialmente mentir lado dorsal até porque eles são CylindRical em forma e muitas vezes cheios de etanol e bolhas de ar. Portanto, usando uma pinça ou uma sonda de dissecação para comprimir um pouco do abdômen para o Euparal para o slide é sugerido. Compressão deve orientar a amostra em vista dorsal e expulsar maior parte do etanol e bolhas de ar. Figura 4B demonstra a dissecção que separa o cefalotórax do abdômen. Durante esta dissecção, é típico para principiantes para rasgar o abdómen entre o primeiro e segundo segmento abdominal. O cuidado deve ser colocado na manutenção do primeiro segmento abdominal com o resto do abdómen. A Figura 4C mostra a dissecção e orientação correctas do exuviae pupa antes de posicionamento da lamela. Para algumas amostras, que podem ser difíceis de abrir o cefalotòrax de modo que as bordas são de sutura em lados opostos e a cefalotòrax é orientada em vista ventral. Mais uma vez, uma ligeira compressão dorsoventral da cefalotòrax para alcançar este PlacemeNT é recomendado.
Coleções de SFPE têm sido utilizados com sucesso em lagos urbanos em Minnesota para determinar a acumulação de espécies (Figura 5A) e riqueza gênero (Figura 5B) e composição de espécies cumulativo ao longo de um gradiente de concentração média de fósforo / profundidade média do lago (Figura 6) 23. Com base nesses resultados, um estudo de prova de conceito foi implementado para o monitoramento de longo prazo de Chironomidae em relação às mudanças climáticas em lagos sentinela em todo Minnesota ( http://midge.cfans.umn.edu/research/biodiversity/chironomidae -slice-lagos / ). Rufer e Ferrington 23 determinou que quatro amostras por SFPE lago por temporada recuperado a maioria da comunidade chironomid e detectado importante variação sazonal em lagos urbanos (Figura 5A, B). Em todos os 16 lagos, amostras de abril contida different taxa de maio a setembro amostras. Por isso, nas regiões norte-temperadas, é recomendado amostragem quatro vezes por temporada, com uma amostra em abril e três amostras entre maio e setembro. No entanto, para diferentes áreas geográficas e climas, o regime de amostragem deve ser adaptado à região para maximizar a parte da comunidade recolhido.
Figura 1. ciclo de vida de Chironomidae. Há quatro fases da vida, ovo, larva, pupa e adulta, no ciclo de vida chironomid. Fêmeas adultos depositam os ovos na superfície da água. Ovos de afundar para o fundo e, normalmente eclodem em vários dias a uma semana. Depois de deixar a massa de ovos, larvas enterrar na lama ou construir pequenos tubos em que vivem, alimentação, e se desenvolver. As larvas se transformam em pupas enquanto ainda em seus tubos. Após a formação da pupa, pupas nadar activamente para a superfície doágua e adultos emergem da pupa exuviae. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2. Exemplos de uma área de SFPE de acumulação e de coleta de campo em técnicas de um córrego. (A) Um exemplo de onde SFPE acumularia a montante de um log. O material espumoso branco é uma combinação de matéria orgânica, tais como macrófitas e algas, e pode conter centenas de milhares de exuviae pupas. (B) Um exemplo de como um coletor usaria uma peneira e bandeja larval para recolher SFPE das margens ribeirinhas do rio. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3. Diagrama com a localização dos data slide e etiqueta localidade (à esquerda), etiqueta de identificação (à direita), e deslize montada exúvias de pupa sob lamela (centro). Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4. pupa Passo-a-passo exuviae dissecção e orientação. (A) não dissecado pupa exuviae (cefalotórax e abdômen, com segmentos numerados em vista dorsal). (B) Dissected exúvias de pupa (cefalotórax e abdômen em vista dorsal). (C) dissecado e exúvias de pupa orientado (cefalotórax: venvista tral; abdome:. vista dorsal) Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5: taxonômicos curvas de acúmulo de amostras coletadas de 16 SFPE lagos urbanos em Minnesota. Para ambos os painéis, cada linha colorida representa um dos 16 lagos. Ver Rufer Ferrington e 23 para uma descrição detalhada das características de cada um lago. Cada ponto de dados representa um 10 min amostra mensal SFPE recolhidos ao longo da costa na direção do vento durante os meses livres de gelo de 2005 (Abril a Outubro). A) curvas de acumulação de espécies para as amostras SFPE. B) As curvas de acumulação de Gênero para amostras SFPE. Por favor clique aqui para ver uma versão maior do this figura.
Figura 6: cumulativas espécies detectadas através de um gradiente de produtos químicos para o lago de múltiplas amostras SFPE como uma função da concentração média epilimnetic fósforo (ug / L) ao longo da profundidade do lago significativo (m) a partir de 16 lagos urbanos em Minnesota. Cada ponto de dados representa um dos 16 lagos; lagos são classificadas menor para o maior fósforo médios / profundidade dizer. Ver Rufer Ferrington e 23 para uma descrição detalhada das características de cada um lago. Número acumulado de espécies encontradas aumentos como a razão da concentração média de fósforo ao longo do lago significa profundidade aumenta.
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Discussion
Os passos mais críticos para a coleção bem-sucedida SFPE amostra, colheita, triagem, montagem slide, e identificação são: (1) a localização de zonas de acumulação SFPE alta na área de estudo durante a coleta de campo (Figura 2A); (2) lentamente digitalizar o conteúdo da placa de Petri para detecção de todas SFPE durante a colheita da amostra; (3) desenvolver a destreza manual necessária para dissecar o cefalotórax do abdômen durante a montagem (Figura 4A) de slides; e (4) que reconhece caracteres morfológicos chave da chironomid pupa exuviae identificar corretamente a gênero.
Zonas de acumulação SFPE alta (Figura 2A) detecção é o passo mais importante na recolha de amostras de sucesso SFPE. Exúvias de pupa são capturados em vegetação aquática ou estruturas humanas, como rampas para barcos, e as ondas podem concentrar o material flutuante em "off-shore" windrows 30. Para corpos de água maiores,a identificação de áreas naturais de acumulação pode exigir a localização de locais de estudo com base em padrões de vento ou da utilização de motos de água para áreas de acesso onde exúvias de pupa estão acumulando. Uma amostra com um número suficiente de SFPE necessita de ser recolhido para detectar a presença de espécies emergentes e estimar a abundância relativa de espécies individuais com um elevado grau de precisão. Durante amostra ordenação, que é necessário para digitalizar lentamente a placa de Petri várias vezes para menores (3-6 mm de comprimento), as amostras levemente pigmentados. SFPE muitas vezes ficar com algas, folhas, gravetos, sementes e flores, e, portanto, não pode ser detectado durante a verificação inicial. Além disso, este protocolo requer dissecção cuidadosa e deslize a montagem do cefalotórax do abdômen para identificações gênero (Figura 4A). Use uma pinça de ponta fina e / ou sondas de dissecação para dissecar exuviae entre o cefalotórax e primeiro segmento abdominal. Finalmente, a identificação gênero pode ser difícil para novos taxonomistas.Aproveite o tempo para estudar a morfologia ea terminologia do chironomid pupas antes de começar a identificar espécimes de gênero. Veja Wiederholm 28 e Ferrington, et al. 5 para as chaves e diagnósticos de chironomid gêneros. Se as habilidades de identificação são uma preocupação, todas as lâminas ou um subconjunto das amostras de comprovação pode ser enviada para um laboratório com as capacidades apropriadas.
Com base em emergências adulto escalonados na maioria das comunidades, vários eventos de amostragem são aconselhados, e para estudos de longo prazo, um projecto-piloto pode determinar os tempos de amostragem mais úteis antes de finalizar métodos. Mesmo com vários eventos de amostragem, direcionados sazonalmente, uma proporção da comunidade permanecerá sem ser detectado, embora estas são muitas vezes taxa rara 31. Para a amostragem recomendações de frequências, consulte Bouchard e Ferrington 9 para fluxos e Rufer e Ferrington 23 para lagos. A principal preocupação com metodologia de amostragem refere-se a SFPE distância flutuante. Em correntes, tração típico é entre 50-250 m, enquanto que em rios maiores exuviae pode mover-se a 2 km 30. Campo evidência sugere que cinquenta por cento ou mais das exuviae não deslocar mais de 100 metros a jusante do local onde o adulto emerge 20. Portanto, se uma é SFPE recolha ao longo de um alcance amostra de 500 metros a jusante de uma fonte suspeita de poluição, é provável que a maioria dos espécimes recolhidos completado o seu ciclo de vida dentro da zona suspeita de impacto 25. Em lagos, lagoas e piscinas, exúvias de pupa vai passar com correntes de superfície e muitas vezes recolher em grandes números no lado sotavento da massa de água.
Embora eficiente em termos de custos, existem limitações potenciais associados com este método, incluindo: (1) a impossibilidade de determinar microambientes utilizados por larvas de 32; (2) avaliar a incapacidade para grandes eventos de ciclo de vida e duração estádio antes de eclosão, uma vez que é muitas vezes voltinismoen desafiando para determinar 7; (3) uma forte variabilidade sazonal para assemblages detectados 30; (4) um preconceito contra as espécies com exuviae levemente chitinized que quebrar ou afundar em um ritmo mais rápido 33; (5) não ser capaz de identificar espécimes de espécies se pupas e adultos do sexo masculino não tenham sido previamente associado 5; e (6) a dificuldade de estimar a densidade de área ou de biomassa.
Como descrito acima, exúvias de pupa estão entre as fases da vida mais úteis e eficientes em termos de custo para incluir em estudos de biomonitorização aquáticos 5. Futuros estudos para melhorar o método SFPE incluem testes: (1) repetições apropriadas; (2) subamostra tamanhos; (3) a devida frequência das amostragens dependendo da localidade e do corpo de água de interesse; e (4) naufrágio e as taxas de degradação para exuviae sob várias condições de temperatura, umidade, inoculação decompositor, e distúrbios mecânicos. Além disso, estudos futuros devem incluir refinamentodas técnicas de identificação de base molecular, como o DNA barcoding, a associar exúvias de pupa com larvas e adultos 34-35.
Coleção Aqui descrevemos chironomid SFPE amostra, processamento laboratorial, montagem slide, e identificação gênero em detalhes. O método SFPE é eficiente para avaliar diversas, comunidades de quironomídeos generalizadas e pode aumentar amostras bentônicos em estudos de respostas biológicas para alterar a qualidade da água. Este eficaz em termos de custos, a RBP alternativa oferece diversas vantagens distintas que o tornam adequado para grande escala análises que incluem amostragens repetidas ao longo de períodos de tempo prolongados.
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Disclosures
Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.
Acknowledgments
Financiamento para compor e publicar este trabalho foi fornecida por meio de vários subsídios e contratos para o Grupo Chironomidae Research (LC Ferrington, Jr., PI) no Departamento de Entomologia da Universidade de Minnesota. Graças a Nathan Roberts para a partilha de fotografias de campo utilizados como figuras no vídeo associado a este manuscrito.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Ethanol | Fisher Scientific | S25309B | 70-95% |
| Plastic wash bottles | Fisher Scientific | 0340923B | |
| Sample jar | Fisher Scientific | 0333510B | Glass or plastic, 60-mL recommended |
| Testing sieve | Advantech | 120SS12F | 125-micron mesh size |
| Larval tray | BioQuip | 5524 | White |
| Stereo microscope | |||
| Glass shell vials | Fisher Scientific | 0333926B | 1-dram size |
| Plastic dropper | Thermo Scientific | 1371110 | 30 to 35 drops/mL |
| Fine forceps | BioQuip | 4524 | #5 |
| Petri dish | Carolina | 741158 | Glass or plastic |
| Multi-well plate | Thermo Scientific | 144530 | Glass or plastic |
| Glass microslides | Thermo Scientific | 3010002 | 3 x 1 in. |
| Glass cover slips | Thermo Scientific | 12-519-21G | Circular or square |
| Euparal mounting medium | BioQuip | 6372B | |
| Pigma pen | BioQuip | 1154F | Black |
| Probe | BioQuip | 4751 | |
| Kimwipes | Kimberly-Clark Professional™ | 34120 |
References
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