Abstract
Protocolos Bioevaluación rápidos utilizando ensambles de macroinvertebrados bentónicos se han utilizado con éxito para evaluar los impactos humanos sobre la calidad del agua. Desafortunadamente, los métodos de muestreo tradicionales bentónicos larvales, como el dip-red, puede llevar mucho tiempo y es caro. Un protocolo alternativo implica colección de Chironomidae exuviae pupa-flotante de superficie (SFPE). Chironomidae es una familia rica en especies de moscas (Diptera) cuyas etapas inmaduras suelen ocurrir en los hábitats acuáticos. Quironómidos adultas emergen del agua, dejando su piel pupa o exuviae, flotando en la superficie del agua. Exuviae menudo se acumulan a lo largo de los bancos o detrás de obstrucciones por la acción de la corriente de viento o el agua, donde pueden ser recogidos para evaluar la diversidad y riqueza de quironómidos. Quironómidos pueden ser utilizados como indicadores biológicos importantes, ya que algunas especies son más tolerantes a la contaminación que otros. Por lo tanto, la abundancia y composición de especies relativa de recogida SFPE reflejanlos cambios en la calidad del agua. Aquí, los métodos asociados con la recolección de campo, procesamiento de laboratorio, el montaje de diapositivas, y la identificación de quironómidos SFPE se describen en detalle. Ventajas del método SFPE incluyen perturbación mínima en un área de muestreo, recogida de muestras eficaz y económica y el procesamiento de laboratorio, la facilidad de identificación, aplicabilidad en casi todos los ambientes acuáticos, y una medida potencialmente más sensible de estrés ecosistema. Las limitaciones incluyen la incapacidad para determinar el uso microhabitat larval y la incapacidad para identificar exuviae pupal a las especies si no se han asociado con los hombres adultos.
Introduction
Programas de monitoreo biológico, que utilizan organismos vivos para evaluar la salud del medio ambiente, a menudo se utilizan para evaluar la calidad del agua o monitorear el éxito de los programas de restauración de los ecosistemas. Protocolos Bioevaluación rápidos (RBP) utilizando ensambles de macroinvertebrados bentónicos han sido populares entre los organismos de los recursos hídricos del estado desde 1989 1. Los métodos tradicionales de muestreo de macroinvertebrados bentónicos de las prácticas comerciales restrictivas, como el dip-net, Surber sampler, y Hess sampler 2, puede ser tiempo- lento, caro, y sólo podrán medir los conjuntos de un particular, microhábitat 3. Un RBP eficiente, alternativa para la generación de información biológica sobre un cuerpo de agua en particular implica colección de Chironomidae exuviae pupa-flotante de superficie (SFPE) 3.
El Chironomidae (Insecta: Diptera), conocido comúnmente como mosquitos no pican, son moscas holometabolous que ocurren típicamente en ambientes acuáticos antes de emerger como adultos 60; en la superficie del agua. La familia de quironómidos es rico en especies, con aproximadamente 5.000 especies descritas en el mundo; Sin embargo, se estima que hasta 20.000 especies de existir 4. Quironómidos son útiles en la documentación de agua y la calidad del hábitat en muchos ecosistemas acuáticos debido a su alta diversidad y los niveles de tolerancia de contaminación variables 5. Además, a menudo son los macroinvertebrados bentónicos más abundantes y generalizadas en los sistemas acuáticos, por lo general representan el 50% o más de las especies en la comunidad 5,6. A raíz de la emergencia del adulto terrestre, la exuviae pupa (fundido de la piel de pupa) permanece flotando en la superficie del agua (Figura 1). Exuviae pupa se acumulan a lo largo de los bancos o detrás de las obstrucciones a través de la acción de la corriente de viento o agua y se pueden recoger con facilidad y rapidez para dar una muestra completa de especies quironómidos que han surgido durante el 24-48 hr anterior 7.
ntent "> La abundancia relativa y la composición taxonómica de recogida SFPE refleja la calidad del agua, teniendo en cuenta que algunas especies son muy tolerantes a la contaminación, mientras que otros son muy sensibles 5 El método SFPE tiene muchas ventajas sobre las técnicas de muestreo de larvas de quironómidos tradicionales, incluyendo:. (1) mínimo , en su caso, la perturbación del hábitat se produce en un área de muestreo, (2) las muestras no se centran en la recogida de los organismos vivos, sino más bien la piel no vivos, por lo que la trayectoria de la dinámica de la comunidad no se ve afectada; (3) la identificación a nivel de género, y a menudo las especies, es relativamente fácil dado claves y descripciones 3 apropiadas; (4) la recogida, el procesamiento y la identificación de las muestras es eficiente y económica en comparación con los métodos de muestreo tradicionales 3,8,9; (5) exuviae acumulados representan taxones que se han originado a partir de una amplia gama de microhábitats 10, (6) el método es aplicable en casi todos los ambientes acuáticos, incluyendo arroyos y ríos, estuarios, lakes, estanques, piscinas de roca, y humedales; y (7) SFPE tal vez sea un indicador más sensible de la salud del ecosistema, ya que representan las personas que han completado todas las etapas inmaduras y surgido con éxito como adultos 11.El método SFPE no es un nuevo enfoque para la recopilación de información sobre las comunidades quironómidos. El uso de SFPE fue sugerido por primera vez por Thienemann 12 en el año 1900. Una variedad de estudios han utilizado SFPE para las encuestas taxonómicos (por ejemplo, 13-15), la biodiversidad y los estudios ecológicos (por ejemplo, 7,16-19), y las evaluaciones biológicas (por ejemplo, 20-22). Además, algunos estudios han abordado diferentes aspectos del diseño de la muestra, tamaño de la muestra, y el número de eventos de muestra requeridos para alcanzar diferentes niveles de detección de especies o géneros (por ejemplo, 8,9,23). Estos estudios indican que relativamente altos porcentajes de especies o géneros pueden ser detectados con effor moderadat o gastos asociados con el procesamiento de la muestra. Por ejemplo, Anderson y Ferrington 8 determinaron que en base a una submuestra de 100 cargos, se requiere 1/3 menos tiempo para recoger muestras SFPE comparación con sumergir-net muestras. Otro estudio determinó que las muestras 3-4 SFPE podrían ser ordenados e identificados para cada muestra por inmersión en red y que las muestras SFPE fueron más eficientes que las muestras por inmersión en red en especies como la detección de la riqueza de especies aumentó 3. Por ejemplo, en sitios con riqueza de especies valores de 15 a 16 especies, la eficiencia dip-neto medio fue del 45,7%, mientras que las muestras SFPE eran 97,8% de eficiencia 3.
Es importante destacar que el método SFPE ha sido estandarizado en la Unión Europea 24 (conocido como técnica de exuviae pupal quironómidos (CPET)) y América del Norte 25 para la evaluación ecológica, pero el método no se ha descrito en detalle. Una aplicación de la metodología SFPE fue descrito por Ferrington, et al.
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Protocol
1. Preparación de Suministros Colección de campo
- Determinar el número de muestras SFPE que deben ser recogidos en base al diseño del estudio y adquieren un frasco de la muestra (por ejemplo, 60 ml) para cada muestra.
- Preparar dos etiquetas de fecha y localidad de cada frasco de muestra. Coloque uno en el interior y fijar el otro a la parte exterior del recipiente. Asegúrese de que cada etiqueta la fecha y localidad incluye la siguiente información: país, estado, condado, ciudad, cuerpo de agua, coordenadas GPS, la fecha y nombre de la persona (s) recoger la muestra.
- Reúna otros materiales y equipos (véase la Tabla de Materiales Específicos / Equipo) específicos.
2. Colección Campo
- Mantenga una bandeja larval en una mano y un tamiz en la otra. Sumerja la bandeja de larvas en el agua donde SFPE acumular (por ejemplo, las acumulaciones de espuma, ganchos, vegetación emergente, escombros, de vuelta remolinos, ya lo largo de los bordes de banco) (Figura 2A), permiten water, exuviae, y escombros para entrar en la bandeja larval, y vierta este material a través del tamiz. Si el muestreo en un sistema lótica, comienza en el extremo de aguas abajo del alcance de la muestra y funciona aguas arriba (Figura 2B). Si el muestreo en un sistema lénticos, comience por la costa a sotavento.
- Repita el paso 2.1 durante 10 minutos (o según se defina lo contrario para un régimen de muestreo específico) dentro de cada muestra de alcance predefinido (típicamente 100 a 200 m de las muestras obtenidas de los arroyos, pero depende de la superficie total del sitio de monitoreo acuático); moverse entre las áreas de acumulación SFPE según sea apropiado.
- Concentrar los desechos en un área del tamiz utilizando una jeringa llena de agua desde el sitio de la muestra y transferir cuidadosamente la muestra SFPE para pre-marcado tarro de muestra con la ayuda de unas pinzas y una corriente de etanol a partir de una botella con atomizador. Llene el tarro de la muestra con etanol.
- Repetir los pasos 2.1 a 2.2 para todas las muestras.
Picking 3. Muestra
NOTA: El resto de este protocolo se refiere a una submuestra SFPE 300 y puede necesitar ser modificado para otros tamaños submuestra. Ver 9 directrices submuestreo y frecuencia de muestreo y de Bouchard Ferrington para adaptar métodos SFPE para cumplir con las metas y los recursos específicos de estudiar.
- Asignar un vial de 1 copita para cada muestra SFPE; preparar una etiqueta de fecha y localidad para colocar dentro de cada vial y llenar el vial ¾ de su capacidad con etanol.
- Retire la tapa del frasco de la muestra correspondiente y comprobar exuviae pupa adjunto. Enjuague suavemente contenidos fuera de la tapa en una placa de Petri utilizando una jeringa llena de etanol. Localice y retire la etiqueta de la parte interior de la jarra de la muestra utilizando pinzas y suavemente enjuague contenidos fuera de la etiqueta en la placa de Petri. Conjunto de etiquetas de lado.
- Transferir el contenido de la jarra de muestra en una bandeja larval, aclarando con etanol para asegurar que no SFPE permanecen en el frasco de muestra. Transferir una porción de la exuviae pupa, residebido, y etanol a partir de la bandeja a la placa de Petri. Asegúrese de que la muestra se cubre en etanol.
- Coloque la placa de Petri con un microscopio estéreo. Explorar sistemáticamente el contenido de la cápsula de Petri para exuviae pupa. Elige las exuviae pupa desde el plato con unas pinzas y el lugar en el vial. No recoger especímenes que se rompen (es decir, no tener por lo menos la mitad del cefalotórax y el abdomen), secos, o comprimido para evitar problemas de identificación posteriores.
NOTA: Identificación de especies a menudo requiere que la totalidad de la muestra está presente, aunque en algunos casos, la identificación a nivel de género puede ser posible con muestras parciales.- Plato remolino y escanear para exuviae adicional de pupa, incluyendo cualquier que podría ser pegado a los lados del plato, así como, las muestras pequeñas y translúcidas que pueden no haber ser detectado inicialmente. Repita hasta dos exploraciones consecutivas no muestran exuviae pupa adicional.
- Repita los pasos 3,3 y3,4 hasta que todos o 300 exuviae pupa se han recogido. Cuando 300 exuviae pupal han sido recogidos, devuelva el residuo de la placa de Petri a la bandeja larval y enjuagar la placa de Petri con etanol. A continuación, transferir el residuo de la bandeja de larvas al tarro de la muestra vacía, agregue la etiqueta de fecha y localidad, y poner la tapa en el frasco. Retener o disponer de los residuos de acuerdo con los protocolos específicos del proyecto.
4. Muestra Clasificación
- Vierta todo recogió exuviae pupal del vial etiquetado en una placa de Petri llena con suficiente etanol para cubrir sólo especímenes.
- Bajo un microscopio estereoscópico, muestras separadas en grupos morfológicos distintos (es decir, morfotaxa) y colocan cada morfogénero en forma separada unos frascos etiquetados llenan 3/4 º completa con etanol.
- Utilizar las características morfológicas externas para separar morfotaxa quironómidos. Por ejemplo, desde el cefalotórax, utilizar diferencias en la presencia, tamaño, forma, ycoloración de los tubérculos cefálicos, verrugas frontales, setas frontal y cuerno torácico. Desde el abdomen, utilice espinas, hookrows, piel de zapa, setas y las estribaciones de los segmentos abdominales, además de los lóbulos anales para la separación morfotaxa (Figura 4A). Ver Ferrington, et al. 5, Sæther 26, Pinder y Reiss 27 para las descripciones y figuras de características morfológicas adicionales.
- Utilice etanol adicional si especímenes comienzan a secarse.
5. Deslice montaje
- Llenar un pocillo de una placa de múltiples pocillos para cada morfogénero con etanol al 95%.
- Coloca múltiples representaciones (por ejemplo, 25% del total) de cada morfogénero a diapositiva montada en pocillos individuales de la placa. Permitir que los especímenes se sienten en bien durante al menos 10 minutos para deshidratar suficientemente.
- Diapositivas de la etiqueta con sitio apropiado, recolección y informati identificaciónen (Figura 3).
- Lugar de diapositivas en el microscopio estéreo.
NOTA: Una plantilla de la diapositiva pegada al escenario es útil para la colocación consistente. - Coloque una gota de Euparal en la diapositiva; difundir la Euparal de manera que se aproxima el tamaño del cubreobjetos. Utilice una ventilación adecuada cuando se trabaja con Euparal.
NOTA: Use una ventilación adecuada cuando se trabaja con Euparal. - Insertar un representante de la primera morfogénero en el Euparal utilizando fórceps.
NOTA: Para anular el exceso de etanol a partir de la muestra, usando unas pinzas, golpee suavemente la muestra de laboratorio se limpia antes de incrustarlo en Euparal. - Separar la cephalothorax desde el abdomen utilizando pinzas de punta fina y / o sondas de disección (Figura 4A).
- Dividir la cephalothorax a lo largo de la sutura ecdisial (Figura 4B) y abra la cephalothorax modo que los bordes de sutura están en lados opuestos (Figura 4C).
- Oriente la cephalothorax de manera que la parte ventral es hacia arriba (Figura 4C).
- Coloque la parte dorsal del abdomen hasta; colocar inmediatamente debajo del cefalotórax (Figura 4C).
- Coloque un cubreobjetos sobre la muestra. Mantenga cubreobjetos en un ángulo, con un borde de tocar la diapositiva, y luego baja lentamente y colocar el cubreobjetos para reducir la formación de burbujas de aire. Presione ligeramente el cubreobjetos para aplanar la muestra.
- Repita los pasos 5.3 a través de 5.7 para todas las muestras deshidratadas.
6. Género identificación
- Determinar género de muestras de diapositivas montadas utilizando un microscopio compuesto. Identificar especímenes al género usando las teclas y diagnósticos en Wiederholm 28 y Ferrington, et al. 5. Si es necesario, confirmar la identificación a nivel de familia usando Ferrington, et al. 5. NOTA: Se han producido numerosas descripciones genéricas y revisiones desde Wiederholm 28 y Ferrington,et al. 5, por lo tanto, estas teclas y diagnósticos son incompletos y deben ser complementados con la literatura primaria.
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Representative Results
La Figura 1 ilustra el ciclo de vida de quironómidos; estados inmaduros (huevo, larva, pupa) normalmente tienen lugar en, o estrechamente relacionados con, un ambiente acuático. Al término de la etapa de la vida de las larvas, la larva construye un refugio en forma de tubo y se une con las secreciones de seda al sustrato circundante y la pupación se produce. Una vez que el adulto en desarrollo ha madurado, la pupa se libera y nada hacia la superficie del agua, donde el adulto puede emerger de la pupa exuviae. El exuviae se llena de aire, y en virtud de una capa cerosa externa de la cutícula, permanece flotando en la superficie del agua hasta que las bacterias comienzan a descomponerse la capa de cera.
Las corrientes de agua o concentrado de viento de pupa flotantes exuviae en áreas de acumulación, como dónde la vegetación ribereña o árboles caídos hacen contacto con la superficie del agua, ilustrados en la figura 2A. Una bandeja larval y el tamiz se pueden utilizar para recoger y pupal# 160; a partir de estas áreas de acumulación natural y evaluar la aparición de Chironomidae de un amplio espectro de microhábitats, como se muestra en la Figura 2B. Para ciertas aplicaciones, es importante recoger muestras de una manera consistente y estandarizada de manera que se pueden hacer comparaciones entre varios sitios de muestreo o con el tiempo en un sitio de muestra dada. Períodos de recopilación de diez minutos se han demostrado proporcionar evaluaciones adecuadas de quironómidos abundancia relativa de 3,25. Por ejemplo, Ferrington, et al. 3 examinó estimaciones del brote de las especies Chironomus riparius y se encontró que las estimaciones no varían sustancialmente después se analizaron 12 dips cacerola. Dentro de un periodo de recogida de 10 minutos, muchos más de 12 inmersiones se obtienen por lo general, por lo que estamos seguros de que la mayoría de las especies abundantes dentro de un alcance de la muestra se detecta en este plazo de tiempo. 3
Una vez que se han recogido muestras SFPE, recogido y ordenado, specimens son diapositivas montadas por género o especie identificación y creación de especímenes de vales. Etiquetar los portaobjetos con sitio apropiado, colección, y la información de identificación se recomienda, como en la figura 3. Por lo general, la etiqueta localidad muestra información sobre el país, estado, cuerpo de agua, coordenadas GPS, Identificación sitio de estudio, fecha de recolección, y el nombre de persona que recoja la muestra. Además, esta etiqueta tendrá un número de diapositiva único para cada muestra de diapositivas montadas. La etiqueta de identificación muestra el género y la especie (cuando corresponda) la identificación y el nombre de la persona que identificó el espécimen.
Exuviae pupas deben ser diseccionado y orientado para la identificación de género y la preparación de muestras voucher correctamente. Figura 4A muestra el lado dorsal correcta hasta la colocación exuviae pupa en la diapositiva. Durante la colocación en la diapositiva, las muestras pueden no mienten inicialmente lado dorsal hacia arriba porque son CILINDROrical en forma y con frecuencia lleno de etanol y burbujas de aire. Por lo tanto, el uso de fórceps o una sonda de disección para comprimir ligeramente el abdomen hasta el Euparal hacia sugiere la diapositiva. Compresión debe orientar el espécimen en vista dorsal y expulsar mayor parte del etanol y burbujas de aire. Figura 4B demuestra la disección que separa el cephalothorax desde el abdomen. Durante esta disección, es típico para los principiantes a rasgar el abdomen entre el primero y segundo segmento abdominal. Precaución debe ser colocado en el mantenimiento del primer segmento abdominal con el resto del abdomen. La Figura 4C muestra la disección correcto y la orientación de la exuviae pupal antes de la colocación del cubreobjetos. Para algunas muestras, puede ser difícil para abrir el cephalothorax modo que los bordes de sutura están en lados opuestos y el cefalotórax está orientado en vista ventral. Una vez más, una compresión ligera dorsoventral del cefalotórax para lograr este PlaceMeSe recomienda nt.
Colecciones de SFPE han utilizado con éxito en los lagos urbanos en Minnesota para determinar la acumulación de especies (Figura 5A) y género riqueza (Figura 5B) y la composición de especies acumulado a lo largo de un gradiente de concentración media de fósforo / profundidad del lago significar (Figura 6) 23. En base a estos resultados, un estudio de prueba de concepto ha sido implementado para el control a largo plazo de Chironomidae en relación con el cambio climático en los lagos centinela en todo Minnesota ( http://midge.cfans.umn.edu/research/biodiversity/chironomidae -slice-lagos / ). Rufer y Ferrington 23 determinaron que cuatro muestras SFPE por el lago por temporada recuperaron la mayor parte de la comunidad de quironómidos y se detectaron importantes variaciones estacionales en los lagos urbanos (Figura 5 A, B). En los 16 lagos, las muestras contenían abril diferetaxones nt de mayo a través de muestras septiembre. Por lo tanto, en las regiones norte-templadas, se recomienda el muestreo de cuatro veces por temporada, con una muestra en abril y tres muestras entre mayo y septiembre. Sin embargo, para las diferentes áreas geográficas y climas, el régimen de muestreo se debe adaptar a la región para maximizar la parte de la comunidad de recogida.
Figura 1. Ciclo de vida quironómidos. Hay cuatro etapas de la vida, huevo, larva, pupa y adulto, en el ciclo de vida de quironómidos. Adultos hembras ponen huevos en la superficie del agua. Los huevos se hunden hasta el fondo y normalmente eclosionan en varios días a una semana. Después de salir de la masa de huevos, larvas excavan en el barro o la construcción de pequeños tubos en los que viven, alimentación, y desarrollar. Las larvas se transforman en pupas cuando aún estaba en sus tubos. Después de la pupación, las pupas nadar activamente a la superficie de laagua y los adultos emergen de la pupa exuviae. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2. Ejemplos de un área de SFPE acumulación y recogida de campo de las técnicas en un arroyo. (A) Un ejemplo de donde SFPE acumularía aguas arriba de un tronco. El material espumoso blanco es una combinación de materia orgánica, tales como los macrófitos y algas, y puede contener cientos a miles de exuviae pupal. (B) Un ejemplo de cómo un coleccionista sería utilizar un tamiz y la bandeja de larvas para recoger SFPE de los bancos ribereños del arroyo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3. Diagrama que muestra la ubicación de la fecha de diapositivas y la etiqueta de la localidad (a la izquierda), etiqueta de identificación (a la derecha), y el tobogán montado exuviae pupa bajo cubreobjetos (centro). Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4. pupa Paso a paso exuviae disección y orientación. (A) no seccionada pupa exuviae (cefalotórax y el abdomen con segmentos numerados en vista dorsal). (B) disecado exuviae pupa (cefalotórax y el abdomen en vista dorsal). (C) disecado y exuviae pupa orientado (cefalotórax: venvista tral; abdomen:. vista dorsal) Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: curvas de acumulación taxonómicos para muestras SFPE recogidos de 16 lagos urbanos en Minnesota. Para ambos paneles, cada línea de color representa uno de los 16 lagos. Ver Rufer y Ferrington 23 para obtener una descripción detallada de las características de cada lago. Cada punto de datos representa una muestra SFPE 10 min mensual recogido a lo largo de la costa a sotavento durante los meses libres de hielo de 2005 (abril a octubre). A) curvas de acumulación de especies para muestras SFPE. B) curvas de acumulación de Género para las muestras SFPE. Haga clic aquí para ver una versión más grande de this figura.
Figura 6: Especies acumulativos detectados a través de un gradiente de químicas lago desde múltiples muestras SFPE en función de la concentración media epilimnetic fósforo (mg / l) durante media profundidad del lago (m) de 16 lagos urbanos en Minnesota. Cada punto de datos representa uno de los 16 lagos; lagos están ordenados de menor a mayor fósforo medias / profundidad significa. Ver Rufer y Ferrington 23 para obtener una descripción detallada de las características de cada lago. Número acumulado de especies aumenta encontradas como la relación de concentración media de fósforo sobre significa que aumenta la profundidad lago.
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Discussion
Los pasos más críticos para el éxito de la colección SFPE muestra, selección, clasificación, montaje de diapositivas, y la identificación son: (1) las zonas de alta acumulación SFPE dentro del área de estudio localizar durante la recolección de campo (Figura 2); (2) explorar lentamente el contenido de la placa de Petri para la detección de todos SFPE durante muestra de picking; (3) el desarrollo de la destreza manual necesaria para diseccionar el cephalothorax desde el abdomen durante el montaje (Figura 4A) de cremallera; y (4) el reconocimiento de caracteres morfológicos clave de exuviae pupa quironómidos para identificar correctamente a nivel de género.
Áreas de alta acumulación SFPE (Figura 2) detectar es el paso más importante en el éxito de la recogida de muestras SFPE. Exuviae pupa se ven atrapados en la vegetación acuática o estructuras humanas como rampas para botes, y las olas pueden concentrarse material flotante en "hileras" en alta mar 30. Para grandes cuerpos de agua,la identificación de las áreas naturales de acumulación podrá exigir la localización de los sitios de estudio basados en los patrones de viento o el uso de motos acuáticas a las zonas de acceso donde exuviae pupas están acumulando. Una muestra con un número suficiente de SFPE necesita ser recopilada para detectar la presencia de especies emergentes y estimar la abundancia relativa de especies individuales con un alto grado de precisión. Durante la clasificación de la muestra, es necesario para escanear lentamente la placa de Petri varias veces para los más pequeños (3-6 mm de largo), las muestras ligeramente pigmentados. SFPE menudo se adhieren a algas, hojas, palos, semillas y flores, y por lo tanto, no puede ser detectado durante la exploración inicial. Además, este protocolo requiere una cuidadosa disección y diapositiva de montaje de la cephalothorax desde el abdomen para identificaciones género (Figura 4A). Utilice unas pinzas de punta fina y / o sondas de disección para diseccionar exuviae entre el cefalotórax y el primer segmento abdominal. Por último, la identificación de género puede ser difícil para los nuevos taxonomistas.Tómese el tiempo para estudiar la morfología y la terminología de pupas quironómidos antes de comenzar a identificar especímenes de género. Ver Wiederholm 28 y Ferrington, et al. 5 para las llaves y diagnósticos de géneros quironómidos. Si las habilidades de identificación son una preocupación, todas las diapositivas o un subconjunto de los especímenes de vales se pueden enviar a un laboratorio con las habilidades apropiadas.
En base a las emergencias de adultos escalonados en la mayoría de las comunidades, se recomienda a múltiples eventos de muestreo, y para estudios a largo plazo, un proyecto piloto pueden determinar los tiempos de muestreo más útiles antes de la finalización de los métodos. Incluso con múltiples eventos de muestreo, dirigidos por estacionalidad, una parte de la comunidad se quedará sin ser detectados, aunque éstos suelen ser raros taxones 31. Para el muestreo de las recomendaciones de frecuencia, consulte Bouchard y Ferrington 9 para los flujos y Rufer y Ferrington 23 para los lagos. La principal preocupación con respecto a la metodología de muestreo se refiere a SFDistancia flotante PE. En los arroyos, la deriva típica es de entre 50 a 250 m, mientras que en los ríos más grandes exuviae puede mover hasta 2 km 30. Pruebas de campo sugiere que el cincuenta por ciento o más de los exuviae no desplazar más de 100 metros aguas abajo de donde el adulto emerge 20. Por lo tanto, si uno está recogiendo SFPE sobre una muestra alcance de 500 metros aguas abajo de una fuente de contaminación sospecha, es probable que la mayoría de los especímenes recolectados completado su ciclo de vida dentro de la zona de impacto sospecha 25. En lagos, estanques y piscinas, exuviae pupa se moverá con las corrientes superficiales y con frecuencia se acumulan en grandes cantidades en el lado de sotavento de la masa de agua.
Aunque el costo-eficiente, hay limitaciones potenciales asociados con este método, incluyendo: (1) la incapacidad para determinar microhábitats utilizados por las larvas de 32; (2) la incapacidad de evaluar los principales eventos del ciclo de vida y la duración instar antes de la eclosión, ya voltinismo es oftes un reto para determinar 7; (3) fuerte variabilidad estacional a conjuntos detectado 30; (4) un sesgo en contra de las especies con exuviae ligeramente chitinized que descomponen o se hunde a una velocidad mayor de 33; (5) no ser capaz de identificar especímenes de especies si pupas y adultos machos previamente no se han asociado 5; y (6) la dificultad de estimar la densidad de área o biomasa.
Como se describió anteriormente, exuviae pupal se encuentran entre las etapas de la vida más útiles y rentables para incluir en los estudios de biomonitorización acuáticos 5. Los estudios futuros para mejorar el método SFPE incluyen pruebas: (1) repeticiones apropiadas; (2) el tamaño de la submuestra; (3) la frecuencia apropiada de eventos de muestreo en función de la localidad y el cuerpo de agua de interés; y (4) el hundimiento y las tasas de descomposición de exuviae en diversas condiciones de temperatura, humedad, la inoculación de descomposición y perturbaciones mecánicas. Además, los estudios futuros deben incluir el refinamientode técnicas de identificación de base molecular, tales como los códigos de barras de ADN, para asociar exuviae pupal con larvas y adultos 34-35.
Aquí hemos descrito colección SFPE quironómidos muestra, procesamiento de laboratorio, el montaje de diapositivas, y la identificación de género en detalle. El método SFPE es eficiente para la evaluación de las diversas comunidades, quironómidos generalizadas y puede aumentar muestras bentónicas en los estudios de las respuestas biológicas a los cambios de la calidad del agua. Esto, RBP alternativa rentable ofrece varias ventajas que lo hacen muy adecuado para análisis a gran escala que incluyen eventos de muestreo repetidas durante largos períodos de tiempo.
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Disclosures
Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.
Acknowledgments
Los fondos para componer y publicar este artículo fue proporcionada a través de múltiples subvenciones y contratos con el Grupo de Investigación Chironomidae (LC Ferrington, Jr., PI) en el Departamento de Entomología de la Universidad de Minnesota. Gracias a Nathan Roberts para compartir fotografías del trabajo de campo utilizados como figuras en el vídeo asociado con este manuscrito.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Ethanol | Fisher Scientific | S25309B | 70-95% |
| Plastic wash bottles | Fisher Scientific | 0340923B | |
| Sample jar | Fisher Scientific | 0333510B | Glass or plastic, 60-mL recommended |
| Testing sieve | Advantech | 120SS12F | 125-micron mesh size |
| Larval tray | BioQuip | 5524 | White |
| Stereo microscope | |||
| Glass shell vials | Fisher Scientific | 0333926B | 1-dram size |
| Plastic dropper | Thermo Scientific | 1371110 | 30 to 35 drops/mL |
| Fine forceps | BioQuip | 4524 | #5 |
| Petri dish | Carolina | 741158 | Glass or plastic |
| Multi-well plate | Thermo Scientific | 144530 | Glass or plastic |
| Glass microslides | Thermo Scientific | 3010002 | 3 x 1 in. |
| Glass cover slips | Thermo Scientific | 12-519-21G | Circular or square |
| Euparal mounting medium | BioQuip | 6372B | |
| Pigma pen | BioQuip | 1154F | Black |
| Probe | BioQuip | 4751 | |
| Kimwipes | Kimberly-Clark Professional™ | 34120 |
References
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