Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Demonstratie van de Rat ischemische Skin wondmodel

doi: 10.3791/52637 Published: April 1, 2015
* These authors contributed equally

Summary

De rat, door zijn omvang, de beschikbaarheid en vrij volgzaam gedrag, is gebruikt als een onderzoeksmodel voor vele jaren. Het doel van dit protocol is om de rat als een ischemische huid wondgenezing model te gebruiken om waardevolle inzichten in de pathofysiologie van chronische wonden te bieden.

Abstract

De neiging voor chronische wonden bij mensen toe met veroudering, ziektetoestanden zoals diabetes en verminderde cardiovasculaire functie en unrelieved druk als gevolg van immobiliteit. Diermodellen zijn ontwikkeld die trachten deze voorwaarden bootsen met het doel een beter inzicht in de complexiteit van chronische wonden. Het hier beschreven model is een rat ischemische huidflap model dat een langdurige vermindering van de bloedstroom wat resulteert in wonden die ischemische geworden en lijken op een chronische wond fenotype (verminderde doorbloeding, verhoogde ontsteking en vertraagde wondsluiting) toelaat. Het bestaat uit een bipedicled dorsale flap met 2 ischemische wonden centraal geplaatste en 2 niet-ischemische wonden lateraal van de flap als controles. Een nieuwe Daarnaast ischemische huidflap model is de plaatsing van een silicone vel onder de klep die functioneert als een barrière en een spalk te revascularisatie voorkoming en vermindering contractie als wonden. Ondanks debehandeling van ratten met wondgenezing studies vanwege hun zeer verschillende anatomische en fysiologische verschillen met de mens (dwz de aanwezigheid van een panniculus carnosus spier, korte levensduur, toegenomen aantal haarzakjes en hun vermogen om geïnfecteerde wonden) de wijzigingen die werkzaam zijn in dit model maakt het een waardevol alternatief voor de eerder ontwikkelde ischemische huidflap modellen.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Effectieve ontwikkeling van geneesmiddelen en andere wondgenezing geneeswijze adequaat in-vivo-modellen vereisen, ondanks de gekende problemen bij het ​​vertalen van bevindingen in diermodellen voor de menselijke therapieën 1. Wat volgt is een beschrijving van een gedetailleerd protocol voor het gebruik van een rat model van ischemisch huid wondgenezing mechanismen die verder het begrip van pathologische wondgenezing onderzoeken. De rat species, vaak toegepast vanwege de brede beschikbaarheid, omvang en onderdanige natuur wordt gebruikt voor wondgenezing studies is groot genoeg om een geschikte huid voor incisie en excisie verwonding beeldvorming en weefselverzameling 2 verschaffen. Toch moet zorgvuldig in overweging dat de huid van een rat en mens verschillend anatomisch genomen, ratten aangeduid als losse huid dieren. Dit duidelijk kenmerk zorgt voor wondcontractie, in plaats van epithelialisatie belangrijke bijdrage leveren aan het sluiten van de huid rat wounds 2. Daarnaast is de aanwezigheid van een subcutane panniculus carnosus spier in ratten bij aan heling zowel contractie en collageenvorming 3,4. Deze zeer belangrijke anatomische verschillen werden gezien in de ontwikkeling van de rat ischemische huidwond model en specifieke modificaties werden uitgevoerd om wondcontractie verminderen en de invloed van de panniculus carnosus spier 5 verminderen.

In diabetische voet ulcera, veneuze ulcera en decubitus, wordt de genezing vertraagd en deze wonden zijn chronische beschouwd. De wonden worden gekenmerkt door overmatige ontsteking, die de wond voorkomt doorgaat naar de volgende fasen van wondheling 6. Een van de belangrijkste factoren in de ontwikkeling van een chronische wond gelokaliseerde weefsel ischemie (verminderde bloedtoevoer) 5 bijdragen tot het onvermogen om ontsteking te wissen. Op de tijd dat dit model werd ontwikkeld en gevalideerd (in 2003-4), Waren er geen gestandaardiseerde diermodellen die voldoende weefsel inductie van angiogenese testen in het wondbed, een belangrijke stap bij normale wondgenezing en de motivatie voor het ontwikkelen van dit model 5 invoert. Dat gezegd, de hier gepresenteerde model is een modificatie van de ischemische wond model oorspronkelijk beschreven door Schwartz et al. 7 en vervolgens gebruikt in gewijzigde vorm door Chen et al. 8

In de aangepaste ischemische wond model, zijn wijzigingen aangebracht in de hierboven genoemde anatomische kenmerken van de rat die leiden tot genezing door krimp in plaats van epitheelvorming omzeilen: (1) Twee volledige dikte excisional wonden worden gecreëerd binnen een bipedicled dorsale huid klep en de panniculus carnosus spier wordt verwijderd uit het wondbed door ontleden boven de spierfascia. (2) De flap zelf smaller dimensies, zodat bloedtoevoer is willekeurig en de wonden bij het midden van thij flap zijn ischemisch. (3) Een silicone vel onder de klep geplaatst, waardoor readherence en reperfusie van de flap van onderliggende weefsel. Wondcontractie is beperkt (niet geëlimineerd) door verankeren of het hechten van de flap aan de siliconen blad 5.

Het model is onlangs gebruikt in studies variëren van hyperbare zuurstof gevolgen ischemische wondgenezing 9,10 ischemische wondgenezing bij jonge versus oude ratten 11 en heeft bewezen een betrouwbaar model voor langdurige weefsel ischemie. De afmetingen van de bipedicled flap zijn ook aangepast aan verschillende rattenstammen, waaronder Sprague Dawley (11 cm lang en 2 cm breed) en F344 ratten (10,5 cm lang en 3,0-3,5 cm) en andere species, zoals varkens 12 en muizen 13,14. Deze video maakt gebruik van de F344 inteelt rattenstam aan de demonstratie van de ischemische huid wond model.

Goedkeuring voor alle procedures waarbij dieren worden hieronder gepresenteerd was te verkrijgened van de Universiteit van Animal Care Committee van Zuid-Florida (IACUC) en zich houden aan alle eisen van de Animal Welfare Act en de Gids voor de zorg en het gebruik van proefdieren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

OPMERKING: Goedkeuring voor procedures waarbij dieren worden hieronder gepresenteerd werd verkregen van de Universiteit van Animal Care Committee van Zuid-Florida (IACUC) en zich houden aan alle eisen van de Animal Welfare Act en de Gids voor de zorg en het gebruik van proefdieren.

1. Voorbereiding van het Silicone Sheets en chirurgische instrumenten

  1. Voorgesneden strips (10,5 cm x 3,0 cm) van niet-versterkte 0,01 dikte, medische kwaliteit siliconen lakens en steriliseren met behulp van een autoclaaf.
  2. Reinigen en steriliseren geschikte chirurgische instrumenten (schaar, pincet en gordijnen of handdoeken op een steriel veld te creëren tijdens de operatie).

2. Proefdieren

  1. Gebruik volwassen mannelijke of vrouwelijke ratten met een gewicht binnen het bereik 250-350 g verkregen van een commerciële kweker. Als oude ratten worden gebruikt, moeten zij ≥350 g om betere overleving postoperatieve waarborgen. Vóór het begin van een experiment acclimatiseren alle dieren ten minste7 dagen onder standaard condities van een 12 uur licht-donker cyclus met voedsel en water ad libitum.

3. Anesthesie, Pre-operatieve analgesie en Operative Voorbereiding

  1. Induceren algemene verdoving met behulp van isofluraan op 3% -4% via een inductie kamer en met O 2 tijdens de voorbereiding van de huid en chirurgie behouden (via het gebruik van een neuskegel) bij 1% -2%. Bewaken van de diepte van de anesthesie door waarneming van de snelheid en diepte van de ademhaling, interdigitale snuifje of palpebrale knipperreflex.
    OPMERKING: Op dit moment kan een dierenarts zalf op de ogen worden geplaatst droogheid voorkomen terwijl het dier onder narcose.
  2. Op een locatie op afstand van de steriele chirurgische gebied, plaatst de rat in buikligging en scheren het dorsale gedeelte met tondeuse uit de basis van de nek naar beneden ongeveer 11 cm. Stencil met een permanent marker, de schets voor de 3,0 cm x 10,5 cm flap (zie figuur 1A).
  3. Verplaats de rat aan een schone, aangewezen surgical ruimte die is uitgerust met een goedgekeurde verwarming pad en steriele chirurgische gordijnen of handdoeken. Injecteer 5 mg / kg subcutaan Ketoprofen vóór de eerste chirurgische incisies voor pijnbestrijding. Bijkomende vloeistoffen (zoutoplossing) worden gegeven (tot 5 cc) subcutaan als nodig.
  4. Bereid de huid verder door eerst zwabberen met 70% isopropylalcohol en tweede plaats met 0,2% chloorhexidine, dan steriele doeken van toepassing op een steriel veld te creëren. 10% povidonjood (Betadine) kunnen ook worden gebruikt.
    Opmerking: Een antibioticum (ampicilline bij 15 mg / kg) kan subcutaan worden toegediend, maar als goede aseptische technieken worden gebruikt niet noodzakelijk.

4. Het creëren Excisional Wonden en Bipedicled Flap

  1. Met behulp van een steriele wegwerpspuit 6 mm biopsie ponsgereedschap Maak twee cirkelvormige "ischemische" wonden in het midden van de aangewezen flap gebied (Figuur 1B). De diepte van de wond worden vastgesteld om (niet via) de onderliggende fascia van de panniculus Carno zijnsus spier (figuur 1B inzet).
  2. Behulp van een tang heffen de huid in het midden van de wond omtrek door de incisiebiopsie en vervolgens irisschaar (met gebogen uiteinden) om de cirkelvormige stuk weefsel (waaronder panniculus carnosus spier) te snijden. Het resultaat is een volle dikte gewikkeld met de fascia als de basis van de wond.
    Opmerking: Het uitgesneden weefsel (wond pluggen) worden snel bevroren in vloeibare stikstof of in 10% gebufferde formaline O / N voor latere verwerking als controle, normale huid vast.
  3. Een bipedicled flap door insnijdingen met een steriele scalpel aan weerszijden van de ischemische wonden langs de pre-getekende lijnen (figuur 1C) die 10,5 cm lang en 3,0 cm van elkaar zijn. De diepte van de insnijdingen worden vastgesteld om de paraspinous spieren. Met behulp van iris schaar, scheiden de panniculus carnosus fascia van de paraspinous spieren, let daarbij goed op de fascia intact als de "basis" van de 6 mm stoten te houden (Figure 1D).
  4. Neem 1 steriele voorgesneden siliconen blad en plaats het in tussen de panniculus carnosus fascia en de paraspinous spieren (figuur 1E) ervoor te zorgen dat de plaat niet omkrullen of folden. Met zwart, niet-absorbeerbare hechtdraden (grootte 4,0) sluit beide insnijdingen verankerd het silicone blad aan de huid met minstens 8 onderbroken steken aan weerszijden langs de lengte van de flap (Figuur 1F en 1G).
  5. Met behulp van een steriele, wegwerpbare biopsie ponsgereedschap Maak twee interne controle "niet-ischemische" wonden (naar de voorste fascia van de panniculus carnosus spier) 1 cm lateraal van de ischemische wonden aan weerszijden van de klep (figuur 1G).
  6. Plaats een liniaal onder de wonden en digitale foto's nemen voor wond meting doeleinden (zie figuur 3A). Op dit moment kan doorbloeding (perfusie) te controleren met behulp van laser-Doppler of andere manipulaties (plaatselijk geneesmiddel plaatsing) uitgevoerd.
  7. Toepassing van een goedgekeurde vloeibare lijm zowel craniaal en caudaal van de wonden en een transparante film het wondje milieu vochtig en schoon (steriel) te houden. Een extra vulling worden geplaatst aan het caudale einde van de flap om te voorkomen dat het dier verwijderen van de meest caudale hechtingen.

5. Post-operatieve procedures

  1. Plaats dieren in kooien (afzonderlijk gehuisvest) voorzien ondiepe feeders om te voorkomen dat het chirurgisch schuren tegen de feeder. De dieren mogen niet onbeheerd worden achtergelaten of teruggegeven aan het gezelschap van andere dieren, totdat zij weer voldoende bewustzijn te borstligging onderhouden en vertonen doelgerichte beweging. Verwarmingsmatten moet de helft van de kooi tot 2 dagen gedurende herstel worden geplaatst.
  2. Pijn na operatie beheerder toedienen ketoprofen (5 mg / kg) subcutaan dieren de volgende ochtend en 1x per dag gedurende maximaal 48 uur na de operatie. De dieren moeten ook dagelijks worden gecontroleerd oplangdurige tekenen van pijn, gewichtsverlies of postoperatieve wondinfecties.

6. Latere Wond Metingen en verbandwisselingen

  1. Meet ischemische en niet-ischemische wonden vaak onder algemene verdoving met behulp van isofluraan op 3% -4% via een inductie kamer en onderhouden (via een neuskegel) bij 1% -2% met O 2 als in stap 3.1.
  2. Verwijder het verband voorzichtig om de lijm uit de huid niet trekken. Op dit moment extra digitale foto's zijn genomen voor wond metingen, actuele behandelingen opnieuw aangebracht, laser Doppler imaging (LDI) of andere manipulaties uitgevoerd aan de behoeften van de onderzoeker aan te passen.
  3. Breng de lijm en een schone dressing en laat het dier om te herstellen als in stap 5.1.

7. Wond Collection en euthanasie

  1. Oogst ischemische en niet-ischemische wonden (op dagen de onderzoeker passend acht), terwijl het dier onder narcose met behulp van isofluraan op 3% -4% via een induction kamer en onderhouden (via een neuskegel) 1% -2% met O2 als in stap 3.1.
  2. Met een scalpel een vierkante uitsnijding rond de wond wat gezonde weefsel rond de wond omvat. Plaats de excisie in een 1,5 ml snap cap buis en snap bevriezen in vloeibare stikstof (bewaar bij -80 ° C) voor toekomstige moleculaire analyse of incuberen in 10% gebufferde formaline O / N bij KT histologische verwerking.
    OPMERKING: De wond excisies kan ook worden gehalveerd om meer monsters voor analyse.
  3. Na wondweefsel verwijdering, euthanaseren het dier met behulp van de goedgekeurde methode van CO 2 inademing.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

De rat ischemische wondgenezing model protocol moet ongeveer 20 min per dier nemen als efficiënt uitgevoerd. Voorafgaande aan het aanbrengen van een dressing het model moet verschijnen zoals weergegeven in figuur 1G. Het zal belangrijk zijn om te controleren of de bipedicled flap en wonden daarin zijn ischemisch. Subcutane zuurstofspanning (PscO 2) ter hoogte van de wonden werd tijdens de validatie van dit model 5 gemeten door een polarografische elektrode in het subcutane weefsel tussen de twee ischemische wonden. PscO 2 waarden waren in de kritisch ischemische bereik (20-40 mmHg). Sinds de ontwikkeling van dit model het gebruik van LDI wordt steeds meer gebruikt om doorbloeding te meten en deze techniek zal adequate informatie over de ischemische toestand van de bipedicled flap te geven.

In het kort wordt de LDI techniek die gebaseerd is op de uitstoot van een laserstraal door een glasvezel-sonde uitgevoerd. De measuring diepte hangt af van de weefseleigenschappen en golflengte van het laserlicht. Bij normale huid, een instrument met een sonde met standaard vezelscheiding (0,25 mm) en een 780 nm laser, meten diepte in de orde van 0.5-1 mm. Een representatief beeld Doppler (links) een dorsale bipedicled flap waaruit zowel een geperfundeerde gebied (links van de hechting) en de niet-geperfundeerde gebied (rechts van de hechting) wordt getoond in figuur 2.

Naast het meten subcutane zuurstofspanning, kan men ook probes of gemeenschappelijke biochemische markers vaststellen dat de wonden in de flap zijn ischemisch. PECAM-1 of CD31 normaal gevonden op vasculaire endotheelcellen is een merker voor nieuwe bloedvatvorming in de wonden. Diverse markers voor reactieve zuurstofverbindingen, gevonden te worden verhoogd in ischemische wonden, zijn verkrijgbaar in de handel vaak als tl-tag antilichamen of superoxide indicatoren zoals dihydroethidium (DHE).

Wound oppervlaktemetingen om wondsluiting sporen worden weergegeven op verschillende manieren. Gewoonlijk wordt wondgebied gekwantificeerd van digitale beelden van de wonden gedurende het tijdsverloop van genezing 11 een formule zoals (6 mm punch biopsie gebied = (π) r2 = 3,14 x 9 = 28,26 mm 2 op dag 0) gegevens weergegeven als percentage van de oorspronkelijke wond of wond oppervlak op een bepaalde dag worden gekwantificeerd zoals in Gould et al. 5 Voor de doeleinden van deze demonstratie, wondsluiting progressie wordt weergegeven als percentage van de oorspronkelijke wond gedurende een tijdsverloop van 28 dagen . Met behulp van de gratis software ImageJ, wordt een digitale foto geopend en de schaal is ingesteld met behulp van 10 mm op de liniaal in het beeld (Figuur 3A). Een lijn 10 mm lengte komt overeen met een aantal pixels (inzet in figuur 3A) die kan worden omgezet in een eenheid van keuze, in dit geval (mm). Vervolgens wordt de omtrek van de wond getraceerd op de afbeelding (Figuur 3B) en zodra de maatregel commando wordt gegeven, wordt het gebied weergegeven in mm (inzet in figuur 3B). De gegevens kunnen dan worden gepresenteerd als percentage van de oorspronkelijke wond op de y-as en dagen op de x-as (figuur 3C).

Figuur 1
Figuur 1. Foto afbeelding van stappen tijdens chirurgie om ischemische wonden, de bipedicled flap en niet-ischemische wonden maken. (A) Pre-operatieve verwijdering van het haar en de voorbereiding van de huid van een verdoofde rat die een pre-operatieve dosis pijnstiller (ketoprofen) subcutaan voor pijnbestrijding. (B en inzet) Ischemische wonden worden gemaakt in de 2 incisie markeringen met behulp van een steriele punch biopsie tool. (C) incisies worden gemaakt langs de gemarkeerde lijnen naar beneden naar de paraspinous spieren en (D) de bipedicled flap wordt verhoogdde scheiding van de flap (de panniculus carnosus fascia intact) van de spierlaag hieronder geven. (E) Een vel steriele silicone (zwarte pijl) geplaatst tussen de fascia van de panniculus carnosus en paraspinous spier. (F) Zwarte, niet-absorbeerbare hechtdraden (grootte 4,0) sluit beide insnijdingen verankerd het silicone blad aan de huid met meerdere onderbroken steken langs de lengte van de flap (G). Twee niet-ischemische wonden (zwarte pijlen) worden gemaakt met behulp van een steriele punch biopsie instrument lateraal van de bipedicled flap aan beide zijden. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Figuur 2
Figuur 2. Vertegenwoordiger laser Doppler beeld van doorbloeding na de operatie. De juiste panel toont een zwart-wit beeld van 2 ischemische wonden (zwarte pijlen) in het midden van de bipedicled klep en 1 niet-ischemische wond (enkele zwarte pijl) lateraal van de flap. De hechting is wit gemarkeerd. Het linker paneel toont het Doppler-beeld van hetzelfde gebied afgebeeld in het rechter paneel. Gebieden met helderdere kleuren worden meer doorbloed dan gebieden met donker blauw. Dit verschil in perfusie tussen de niet-ischemische zone (links) en het ischemische gebied (rechts) is duidelijk en kan langs de gehele lengte van de hechting worden. Merk op dat de wonden aan beide zijden wordt helder, zoals bloedcellen zijn nog steeds aanwezig tot op zekere hoogte. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Figuur 3
Figuur 3. Wond meet- en data representatie. (A) Digitale foto beeltenis wondgebied meting met software (ImageJ), omzetting van pixels (mm) (zwarte pijlen) en de methode op een correcte omtrek (enkele zwarte pijl) van de wond (B) vastleggen. Statistische gegevens (gemiddelde ± SEM opgewikkeld gebieden op een bepaalde dag) kan vervolgens als percentage van de oorspronkelijke wond (dag 0) op de y-as en dagen op de x-as (C) worden gepresenteerd. De lijngrafiek toont gegevens geanalyseerd met een 2-weg ANOVA met Sidak meervoudige vergelijkingen test *** is significant hoger (p = 0.0004) dan niet-ischemische op hetzelfde tijdstip (dag 10), N = 8 wonden per groep. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Wondgenezing bij ratten is vaak het onderwerp van discussie vanwege hun vermogen om geïnfecteerde wonden en een hoge mate van interanimal 5 variabiliteit genezen. Eén van de oorspronkelijke doelstellingen van de verworven in de ontwikkeling is deze variatie te verminderen. Wijzigingen in de breedte van de klep, waardoor het aantal wonden specifieke plaatsing (gecentreerd op de flap consistente cranio-caudale locatie) en invoering van een siliconenplaat dit doel bereikt. Wondgenezing door contractie is ook verminderd en genezing van epithelisatie, zoals bij mensen, is het gemeten resultaat. Aanpassing van het model naar een andere stam van de rat, dat wil zeggen, de F344, heeft ook bewezen succesvol en reproduceert de mate van ischemie waargenomen met behulp van Sprague Dawley ratten. Over het algemeen de chirurgische technieken (biopsie, hechten en excideren) die nodig zijn voor dit model zijn gemakkelijk overgenomen door de meeste studenten en technici met een beperkte chirurgische ervaring.

_content "> Om consistent met dit model verwezenlijken tijdens het uitvoeren van meerdere operaties bleek dat het belangrijk is om de ischemische wonden vóór hoogte van de flap siliconen sheet plaatsing 5 maken. Bovendien niet doorprikken van de panniculus carnosus fascia is cruciaal bieden een levensvatbare wondbed via silicone blijven. De siliconen werkt niet alleen vasculaire hergroei voorkomen, maar ook als een "spalk" die wond opnieuw epithelisatie bevordert. De toepassing van het kleefmiddel en dressings om infectie te voorkomen en een vochtige omgeving te handhaven wondgenezing is ook belangrijk. Product keuze kan wat de voorkeur of gebruikt dierverblijf de onderzoeker. Het is echter niet ongewoon voor sommige dieren kunnen hun dressings verwijderen, ongeacht lijmsoort / dressing combinatie gebruikt.

De bipedicled flap moet gedurende een tijdsverloop van genezing dat is bij benadering levensvatbaar te blijven ly 28 dagen, afhankelijk rattenstam en andere aanwezige comorbiditeiten. In zeldzame gevallen kan abcessen vormen in de flap (met name in de buurt van hechtingen) en seromas kan onder de klep te vormen. Vloeistof kan worden afgevoerd en antibiotica toegediend indien nodig. Indien de klep verliest levensvatbaarheid en wordt necrotisch wordt aanbevolen dat dieren niet meer worden gebruikt. Excideren voor biochemische analyse doet introduceren variabiliteit te wijten aan (1) wat normaal weefsel moet worden bewaard voor ondersteuning (2) de keuze van weefsel homogenisering en voorbereiding voor isolatie van RNA, DNA of eiwit en (3) de eigen interanimal variabiliteit 5,10, 11. Men zou dit laatste punt beschouwen een beperking van het model en het bleek dat het verkleinen van de flap (<2.0 cm) of flap trauma necrose veroorzaken, hetgeen aangeeft dat kleine variaties in factoren als temperatuur of stress, kunnen ook leiden om biochemisch detecteerbare verschil tussen wond monsters van de ene naar de andere rat 5.

ve_content "> Samenvattend, dit model, met een longitudinale, bipedicled flap variërend 2,0-3,0 cm breed en een strategisch geplaatste siliconenplaat, is een betrouwbaar model voor langdurige weefselischemie. Zodra de gebruiker is bedreven in de technieken te creëren een consistente ischemische wond, moeten zij in staat om het aan te passen om extra leeftijden en soorten knaagdieren (muizen inbegrepen). De excisional wonden kan plaatselijk worden behandeld, of systemische behandelingen gebruikt om het mechanisme (s) die betrokken zijn bij chronische wond vorming verder te verkennen, verergerd ontstekingsreacties, afwijkende angiogenese en vertraagde wondsluiting.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Sil-Tec medical grade sheeting Technical Products Inc. 500-3 nonreinforced, 0.01 inches in thickness
Mini Iris scissors, 8 cm, curved, SS World Precision Instruments #503671
Ethilon Nylon Sutures Ethicon 1964G black, size 4.0, PC-3 16 mm needles (3/8 circle)
Laser Doppler Imager Moor Instruments moorLDI2-IR Standard blood flow imager: http://us.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8
ImageJ NIH free download http://rsb.info.nih.gov/ij/
Mastisol Henry Schein Cat # 7289210 Fisher Scientific NC9774929
Tegaderm Medical Specialties  3M1624W Fisher Scientific NC9922128

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Ansell, D. M., Holden, K. A., Hardman, M. J. Animal models of wound repair: Are they cutting it. Experimental dermatology. 21, (8), 581-585 (2012).
  2. Dorsett-Martin, W. A. Rat models of skin wound healing: a review. Wound repair and regeneration : official publication of the Wound Healing Society [and] the European Tissue Repair Society. 12, (6), 591-599 (2003).
  3. Davidson, J. M. Animal models for wound repair. Arch Dermatol Res. 290, (S1-11), (1998).
  4. Finn, G., Magnus, S. A., Tonny, K. Models for use in wound healing research: A survey focusing on in vitro and in vivo adult soft tissue). Wound Repair and Regeneration. 8, (2000).
  5. Gould, L. J., Leong, M., Sonstein, J., Wilson, S. Optimization and validation of an ischemic wound model. Wound repair and regeneration : official publication of the Wound Healing Society [and] the European Tissue Repair Society. 13, (6), 576-582 (2004).
  6. Loots, M. A., et al. Differences in cellular infiltrate and extracellular matrix of chronic diabetic and venous ulcers versus acute wounds. The Journal of investigative dermatology. 111, (5), 850-857 (1998).
  7. Schwartz, D. A., Lindblad, W. J., Rees, R. R. Altered collagen metabolism and delayed healing in a novel model of ischemic wounds. Wound Repair Regen. 3, (2), 204-212 (1995).
  8. Chen, C., et al. Molecular and mechanistic validation of delayed healing rat wounds as a model for human chronic wounds. Wound Repair and Regeneration. 7, (1999).
  9. Zhang, Q., Chang, Q., Cox, R. A., Gong, X., Gould, L. J. Hyperbaric oxygen attenuates apoptosis and decreases inflammation in an ischemic wound model. The Journal of investigative dermatology. 128, (8), 2102-2112 (2008).
  10. Zhang, Q., Gould, L. J. Hyperbaric oxygen reduces matrix metalloproteinases in ischemic wounds through a redox-dependent mechanism. The Journal of investigative dermatology. 134, (1), 237-246 (2013).
  11. Moor, A. N., et al. Consequences of age on ischemic wound healing in rats: altered antioxidant activity and delayed wound closure. Age (Dordrecht, Netherlands). 36, (2), 733-748 (2014).
  12. Roy, S., et al. Characterization of a preclinical model of chronic ischemic wound). Physiological genomics. 37, (3), 211-224 (2009).
  13. Biswas, S., et al. Hypoxia inducible microRNA 210 attenuates keratinocyte proliferation and impairs closure in a murine model of ischemic wounds. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107, (15), 6976-6981 (2010).
  14. Winocour, S., Vorstenbosch, J., Trzeciak, A., Lessard, L., Philip, A. CD109, a novel TGF-beta antagonist, decreases fibrotic responses in a hypoxic wound model. Exp Dermatol. 23, (7), 475-479 (2014).
Demonstratie van de Rat ischemische Skin wondmodel
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Trujillo, A. N., Kesl, S. L., Sherwood, J., Wu, M., Gould, L. J. Demonstration of the Rat Ischemic Skin Wound Model. J. Vis. Exp. (98), e52637, doi:10.3791/52637 (2015).More

Trujillo, A. N., Kesl, S. L., Sherwood, J., Wu, M., Gould, L. J. Demonstration of the Rat Ischemic Skin Wound Model. J. Vis. Exp. (98), e52637, doi:10.3791/52637 (2015).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter