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Medicine

Funcional hígado humano Conservación y Recuperación de Medios de Subnormothermic máquina de perfusión

doi: 10.3791/52777 Published: April 27, 2015
* These authors contributed equally

Summary

Se describe un método ex vivo de la máquina de perfusión de injertos de hígado humano a temperatura subnormothermic (21 ° C).

Introduction

El trasplante hepático es el único tratamiento curativo para decenas de miles de pacientes que sufren de enfermedad hepática terminal. Para facilitar el éxito del trasplante, la preservación óptima del hígado desde el momento en que se adquirió desde el donante hasta el momento en que se implanta en el receptor es necesario para evitar el rápido deterioro del injerto. El estándar actual para la conservación del hígado se denomina 'almacenamiento en frío estático': el hígado se enfría en una solución de conservación en refrigeración con hielo, reduciendo así el metabolismo del hígado y ralentizar los efectos deletéreos de la isquemia. Aunque esta técnica de almacenamiento en frío ha permitido el éxito del trasplante, los órganos de calidad marginal, como órganos DCD dañados por la isquemia caliente o esteatosis paciente muestran resultados inferiores 1. Hay un cuerpo de rápida expansión de evidencia de que la máquina de perfusión ex vivo de los injertos de hígado como una modalidad alternativa de preservación puede potencialmente improbar los resultados para estos órganos marginales 2,3.

El trasplante de hígado se ha convertido en una víctima de su propio éxito. Muchos más pacientes son remitidos para trasplante que hay hígados disponibles, y miles de personas mueren en lista de espera en los Estados Unidos cada año. Teniendo en cuenta la realidad de la escasez de donantes de hígado y la creciente utilización de injertos de hígado de calidad subóptima para los beneficiarios necesitados, se sostiene ampliamente que ex vivo máquina de perfusión de los injertos hepáticos antes de la implantación mantiene la promesa de un cambio de paradigma en el trasplante hepático. Ha habido un marcado aumento en interés de la investigación en este tema en los últimos años 4-8. En diversos centros europeos y norteamericanos máquina de perfusión hipotérmica ha hecho una introducción 8 y normothermic máquina de perfusión clínica a temperaturas fisiológicas se ha aplicado recientemente a hígados humanos desechados y está siendo traducido al uso clínico y 9.Extenso desarrollo ha llevado al desarrollo de diversos protocolos, mientras que la optimización continua identifica parámetros de la perfusión óptima 10-12. El uso de injertos de calidad marginal se ha incrementado más de 10 veces en la última década 13. Cuando se compara con el estándar actual para la preservación del hígado (almacenamiento en frío estática), la perfusión ex vivo máquina proporciona numerosos beneficios potenciales, todos los que dan lugar a la tan necesaria ampliación de la piscina de órganos y un potencial disminución de la incidencia de complicaciones post-trasplante. En particular, las complicaciones biliares que afectan actualmente injertos de hígado calidad subóptima después del trasplante siguen siendo una cuestión sustancial 14-18.

Máquina de perfusión en condiciones subnormothermic ofrece una ventana de tiempo para evaluar la función del injerto más objetiva a la idoneidad para el trasplante 19. Mientras que el hígado se perfundió en un circuito ex vivo, tanto el perfundido unand la bilis producida durante la perfusión se puede muestrear para la medición de los marcadores de la función del órgano. De esta manera 'seriamente comprometida' hígados que se descartan para el trasplante, según los criterios actuales se pueden evaluar de manera objetiva en cuanto a su idoneidad para el trasplante. Evaluación de la viabilidad potencialmente permite para muchos de estos órganos para ser utilizada para el trasplante. Un igualmente poderoso beneficio de máquina de perfusión es la reparación y mejora de los hígados que han sido dañados por la isquemia caliente / frío. ATP se agota muy rápidamente durante el calentamiento y posterior isquemia fría y se puede repleted durante un período de máquina de perfusión antes de la implantación del hígado 20. El hígado, con sus reservas de energía y estado metabólico repone, se preacondicionará y mejor preparados para los efectos perjudiciales de la lesión por reperfusión después de la implantación en el receptor.

Este trabajo describe un método ex vivo máquina de perfusión de graf hígado humanots en el laboratorio, lo que será útil para los investigadores que deseen estudiar tanto la técnica y los efectos beneficiosos de la perfusión ex vivo máquina. Hacemos uso de hígados de donantes humanos que se han disminuido para el trasplante y luego son asignados para fines de investigación.

Técnica de la contratación hígado estándar implica en ras arterial in situ del hígado tras el pinzamiento aórtico en donantes con muerte cerebral (DBD) o después de la parada circulatoria en donantes circulatorios muerte (DCD), que se describen en más detalle en otra parte 20. Además, el hígado se enfría durante la adquisición llenando la cavidad abdominal del donante con hielo. Preferencias solución de lavado varían entre regiones, con la mayoría de contratación con la Universidad de La histidina-triptófano-cetoglutarato (HTK) solución de Wisconsin o. Un back-ras tabla adicional de la vena portal mejora la de lavado de la sangre residual. Los hígados son a menudo adquiridos dejando un sur segmento aórticoredondeo del tronco celíaco. La vesícula biliar se realiza una incisión, la bilis se aspira, y el conducto biliar se vacía. Los hígados se empaquetan en bolsas estériles que contienen solución de preservación en frío con hielo y se transportan en cajas o enfriadores designados. Para obtener resultados representativos cálido y frío tiempo de isquemia se debe limitar a 60 minutos y 12 horas, respectivamente. A pesar de un control serológico de rutina para los patógenos transmisibles, se deben tomar las precauciones normales al manejar los órganos humanos, las muestras obtenidas de órganos humanos, y cualquier producto de desecho.

El protocolo aquí se describe la máquina de perfusión subnormothermic usando un dispositivo de perfusión del hígado disponible comercialmente. El uso de un dispositivo de este tipo permite una traducción más rápida para el entorno clínico y de validación cruzada de los diferentes protocolos y la configuración del dispositivo entre grupos de investigación y centros de trasplante.

Protocol

La utilización de tejidos humanos debe ser revisada por un comité de revisión institucional (IRB) o equivalente. El trabajo que se describe aquí fue aprobado y declarado exento por el Hospital de la Junta de Revisión Institucional General de Massachusetts (núm 2011P001496).

1. Preparación de la solución

  1. Agregar asépticamente suplementos para rojo fenol libre de Williams 'E medio como se indica en la Tabla 1. La solución debe prepararse fresco antes de su uso. La insulina se debe añadir justo antes de su uso.

2. Volver Preparación Tabla del Hígado

  1. Publicar un tazón órgano lleno de hielo sobre una superficie estéril, cubierta. Retire el hígado de la caja, dejando en la bolsa de solución de preservación fría. Mantenga el hígado en su mayoría sumergidos.
  2. Identificar la arteria hepática (HA), que se encuentra distal al parche aórtico. Diseccionar libre la arteria para revelar varias ramas cortadas a lo largo de la longitud con tijeras Metzenbaum. Cuidadosamente dissect toda la longitud de la arteria para evitar la ruptura de un vaso que suministra el hígado. No corte ni atar las ramas que no tienen un final visible.
  3. Tie fuera de todas las ramas arteriales que no hayan entregado el hígado usando sutura de seda que van desde el tamaño de 0 a 4-0, dependiendo del tamaño de la embarcación. Cerrar ramas que son demasiado cortos para empatar o agujeros en la arteria con una puntada de 7-0 prolene. Lazo y cortó las arterias gástricas esplénica e izquierda cerca de su origen en el tronco celíaco.
  4. Retire el parche aórtico cortando el tronco celíaco directamente debajo del parche. Cannulate tronco celíaco utilizando la cánula aórtica.
  5. Identificar la vena porta (VP) y sin rodeos diseccionarlo libre. Ate las ramas y canular el PV con el segmento preparada de tamaño 24 tubos.
  6. Eliminar secciones de diafragma de la vena cava suprahepática, sin cortar la vena sí mismo. Caudal de salida de los desagües de vena cava directamente en la cámara de órganos.
  7. Cortar 2 circunferencia-timuestras DICIÓN (2-3 mm de longitud) desde el extremo del conducto biliar común; congelamiento rápido uno en nitrógeno líquido (almacenar a -80 ° C) y almacenar el otro en 10% de formalina tamponada, para el análisis histológico del tejido y, respectivamente. Canular el conducto biliar común con el recipiente de cánula y un tubo de drenaje de tubo de oxigenador de membrana.
  8. Identificar y ligar el conducto cístico con un empate 0 seda. El conducto cístico se encuentra entre el conducto biliar común y la vesícula biliar.
  9. Conecte el tubo de descarga fijado a las bolsas de helados de solución de lactato de Ringer (LR) y cebe el tubo, eliminando todo el aire.
  10. Ajuste el regulador de flujo en la tubería de descarga a un goteo lento. Antes de conectar el tubo de descarga a la cánula de la vena portal, ocluir la vena portal con los dedos en el hilio y llenar la cánula y la vena con lavado para eliminar el aire de la vena portal. No elevar la bolsa de más de 20 cm por encima de la altura del hígado durante el lavado en frío para evitar una presión excesiva sobre lavena.
  11. Durante el breve ras ocluir el PV en el punto más bajo. Examine el PV de fugas. Ramas del buque pueden cerrarse como se describe anteriormente. Enjuague el hígado a través del PV con un total de 2 L de LR enfriado con hielo.
  12. Repita los pasos del 2,10, 2,11 para la HA con 1 l de LR.

3. Cebado del Sistema SNMP

  1. Primer dispositivo de perfusión mediante la adición de 2 L de líquido de perfusión (21 ° C) a la taza del órgano y de iniciar el dispositivo para cebar el tubo. Siga las instrucciones del dispositivo para prepararse para la perfusión, ajustar la temperatura a 21 ° C. Comience con presiones de 3 mmHg y 30 mmHg en el PV y HA, respectivamente. Abra el tanque de gas y establecer a un flujo de 3 L / min.
  2. Tomar una muestra de gases en sangre tanto de la entrada de HA y PV dibujando una muestra de 0,3 ml a partir de los puertos de muestreo y ejecutarlo en la máquina de análisis de gases en sangre de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Confirme la oxigenación adecuada (PO 2> 700 mmHg) y pH (7,35-7,45).
  3. Antes de que el hígado está conectado tomar una muestra del líquido de perfusión 1,0 ml como a = 0 medición en un tubo Eppendorf y se almacena a -80 ° C. Corta dos ± 250 biopsias de cuña mg de hígado usando una cuchilla de acero de un solo filo; complemento congelar uno en nitrógeno líquido (conservar a -80 ° C) y almacenar la otra en formalina al 10%. Pesar el hígado antes de la perfusión.

4. hígado humano de perfusión

  1. Transferir el hígado para el dispositivo. Conecte la entrada PV a la cánula PV, después de eliminar el aire del PV como en el paso 2.10. Conectar el HA de una manera similar. Establezca PV y la presión HA a 3 y 30 mmHg. El hígado se debe casi sumergido por perfusión. Cubra cualquier superficies secas, incluyendo los vasos de flujo de entrada, con una gasa estéril húmedo para prevenir la deshidratación
  2. Dejar escurrir el tubo de bilis en un contenedor de recogida. Asegúrese de que la apertura de la fuga de bilis está en el nivel del hígado o inferior para permitir la bilis para ejecutar out libremente.
  3. Caudales Target son 275-325 ml / min.kg y 50-100 ml / min.kg para el PV y HA respectivamente una vez que el hígado se ha calentado a 21 ° C. Puesto que cada hígado reacciona de manera diferente a la perfusión, controlar el flujo de cerca durante los primeros minutos. Aumente o disminuya la presión sobre cualquiera de los buques, si no se alcanzan las velocidades de flujo objetivo. No exceda de 50 mmHg en la HA y 5 mmHg en el PV.
  4. Se pueden tomar muestras de tejido del hígado, perfundido y la bilis en la preferencia de los investigadores. Se recomienda como mínimo la siguiente régimen de recogida de muestras durante la perfusión.
    1. Biopsias de tejido, n = 2 x 250 mg, cada hora. Almacenamiento: snap congelar uno en nitrógeno líquido y se almacena a -80 ° C a largo plazo. Además, tome otra biopsia antes y después de la perfusión y fijar en el 10% formalina tamponada (n = 1)
    2. Las muestras de perfusado, n = 2x 1 ml, cada 15 min durante la primera hora y cada 30 min a partir de entonces. Extraer muestras de la inf PVbajo puerto de la muestra. Almacenamiento: -80 ° C a largo plazo.
    3. Análisis de gases en sangre de PV y HA entrada y salida de la vena cava. n = 3 x 0,3 ml, cada 30 min. Extraer muestras tanto de la PV y puertos de muestreo HA. Dibuje una muestra de 0,3 ml de la vena cava mediante la inserción de una jeringa en la vena y ejecutar directamente en el analizador de gases en sangre. Utilice la salida para asegurar la oxigenación y pH adecuado.
    4. La producción de bilis, n = 1 x 1 ml, cada hr. Visualmente cuantificar la producción de bilis cada hora y tomar una muestra del recipiente de recogida. Renovar el contenedor después del muestreo. Almacenamiento: hielo seco y -80 ° C a largo plazo.
  5. Continuar la perfusión durante 3 h. Control de la presión, el pH y la oxigenación y la toma de muestras en todas partes. Ajustar el pH mediante la adición de él bicarbonato de sodio al perfundido.
  6. Al final de la perfusión tomar las muestras finales mientras que el hígado se perfundió. Desconecte el hígado y retire la cánula de la vía biliar. Tomar 2 muestras de tejido post-perfusión delconducto biliar como se ha descrito antes para el almacenamiento a -80 ° C y en formalina al 10%.
  7. Deseche el hígado humano siguiendo las pautas de eliminación de riesgo biológico adecuado.

Representative Results

Una serie de observaciones y análisis se puede realizar en el hígado durante la perfusión, incluyendo observaciones en tiempo real directos, como las tasas de flujo y la producción de bilis; mediciones en tiempo real, tales como el análisis de gas de la perfusión, y las mediciones post-hoc que se realizan después de la recogida de la muestra incluyendo el análisis bioquímico del perfundido y el tejido y el análisis histológico. Resultados mencionados aquí son de 22 hígados humanos perfundidos. Los hígados fueron rechazados para el trasplante, por diversas razones, incluyendo la edad del donante, excesivo tiempo de isquemia caliente, resultados de la biopsia (esteatosis, inflamación, fibrosis) y por razones logísticas. 18 hígados fueron adquiridos después de la muerte cardiaca y 4 después de la muerte cerebral. En ambos casos, los donantes se pretrataron con 30 000 unidades de heparina y se lavó abundantemente in situ y en la mesa del fondo con solución UW. Tiempo de isquemia fría medio fue de 531 ± 237 (SD) min y el tiempo medio cálido isquémico fue 27 ± 10 (SD) min, medido a partir de la retirada de la vidaapoyo a ras frío. Observaciones en tiempo real y las mediciones se pueden utilizar para evaluar el hígado durante la perfusión, mientras que las mediciones post-hoc se revelaron después de la perfusión.

Observaciones en tiempo real

Flujo a través del hígado comienza inferiores a las tasas de flujo objetivo, como resultado de una mayor resistencia en el hígado frío. Usando una presión de 3 mmHg en el PV y 30 mmHg en el HA de los flujos de objetivo se puede conseguir generalmente una vez que el hígado se ha calentado hasta 21   ° C después de 60 minutos de perfusión (Figura 1A). El flujo biliar generalmente se puede observar dentro de 10 min de perfusión y se produce de manera constante durante la perfusión (Figura 1B). La bilis cantidad depende de la calidad del hígado y oscila entre 0,3 ml / h / kg de hígado de 18 ml / min / kg. En hígados con mayor tiempo de isquemia caliente, el flujo de la bilis tenderá a disminuir, mientras más cortos calientes resultados en tiempo de isquemia en un más estable o incluso ha aumentadola producción de bilis.

Mediciones en tiempo real

La medición directa y frecuente del perfundido por análisis de gases en sangre en esencial tanto para fines experimentales, así como el mantenimiento de condiciones de perfusión adecuados, de manera importante la oxigenación y pH. Presión parcial de oxígeno disuelto debe ser mayor de 700 mmHg en la entrada tanto de la PV y HA. Presión de oxígeno de salida, medido en la vena cava, generalmente disminuye con la perfusión más tiempo, lo que refleja un aumento de la absorción de oxígeno. Las tasas de captación de oxígeno pueden calcularse como se ha descrito previamente 13 y osciló desde 0,5 hasta 2,2 ml O 2 / min / kg al comienzo de la perfusión de 2.4 a 9.7 ml O2 / min / kg en t = 3 horas (Figura 1C). Una gota en el pH se observa en la primera 30 min (Figura 1D), principalmente como resultado de la liberación de lactato en el perfundido. Esto puede ser apoyado por la suplementación con 8,4% bicarbo sodionate y después de unos 90 minutos, el pH cae de nuevo en rango normal. Comúnmente, se requiere 30 a 50 ml de 8,4% de bicarbonato de sodio. Aumenta la concentración de lactato rápidamente en los primeros 15 a 30 minutos, pero comienza a decease después de la primera hora (Figura 1E).

Mediciones post-hoc

Transaminasas hepáticas tales como ALT se pueden medir en el perfundido. En los primeros 30 minutos de un gran aumento de la ALT se observa en general que refleja el lavado de ALT que fue lanzado durante la isquemia (Figura 1F). ALT mostró una buena correlación con el tiempo de isquemia caliente 13. Máquina de perfusión se incrementó el contenido de ATP 2,8 veces, lo que refleja un estado de recuperación de energía (Figura 1G). H & E análisis histológico revela ninguna lesión adicional sostenida durante máquina de perfusión (Figura 1 H, I). Cabe señalar que el régimen de biopsia propuesto en este protocolo es para resfines earch y pueden no ser aplicables para fines clínicos.

Figura 1
Figura 1:. Evaluación de hígados humanos durante máquina de perfusión de flujo a través de la PV y HA durante SNMP (A), la producción de bilis, cuantificado por hora de perfusión (B), la tasa de aumento de potencia de oxígeno (OUR), calculada a partir de la diferencia en el flujo de entrada (PV + HA) y de salida (vena cava), interrumpieron líneas muestran las presiones parciales de oxígeno en la entrada y salida durante la perfusión (C), el pH y el lactato durante la perfusión (D, E), liberación de ALT en el líquido de perfusión (F), ATP contenido medido en el tejido a partir de biopsias por hora (G) y H & E manchas del hígado (54 años de edad DCD, 19 min de isquemia caliente, 559 min de isquemia fría) antes (H) y después (I) de perfusión. Los resultados se presentan como media ± SEM.

Discussion

En un intento de recuperar hígados heridos durante la isquemia hemos desarrollado un sistema SNMP que se puede emplear después de un período de almacenamiento en frío. Máquina de perfusión Subnormothermic ofrece una alternativa viable para el almacenamiento en frío convencional, así como las modalidades de la máquina de perfusión hipotérmica y normotérmicos. Existen varios sistemas diferentes; todos ofrecen diferentes ventajas y desventajas 3,9,20. SNMP permite la perfusión sin un portador de oxígeno, como las demandas de oxígeno del metabolismo en 21 ° C se reunió por la oxigenación activa de la perfusión.

Aunque se ha reducido en condiciones subnormothermic, el metabolismo es importante y requiere el apoyo de una solución de perfusión rica en nutrientes. Disoluciones de perfusión tradicionales, tales como la solución de Belzer máquina de perfusión, son generalmente mínimo en la composición y están diseñados para la perfusión fría. Williams 'Medium E se ha utilizado como un medio de cultivo de hepatocitos durante muchos años, y contiene cOMPONENTES que son universales para apoyar la función celular, en particular bajo condiciones cálidas ex vivo.

Las mediciones realizadas durante la máquina de perfusión son un reflejo de la función del órgano. Parámetros directamente observables, tales como la producción de bilis y el consumo de oxígeno son mediciones en tiempo real que pueden ser utilizados para evaluar el hígado pre-trasplante. Del mismo modo, los marcadores de la lesión celular y la isquemia (K +, la liberación de lactato) se pueden medir directamente en la solución de perfusión y pueden ser indicativos de la función del órgano 20. Como la tecnología de máquina de perfusión desarrolla y logra aplicación clínica más generalizada, las correlaciones precisas entre ex vivo la función y el resultado clínico se pueden hacer y parámetros de perfusión serán útiles en ayudar a las decisiones de trasplantar o rechazar hígados calidad marginal. Además, como punto de atención herramientas analíticas adelantado, un análisis más sofisticado estará disponible directamente en la máquina perfusión 21.

En este trabajo se muestra que el hígado se pueden apoyar en el sistema SNMP con mínima lesión al hígado, que se refleja por la histología y la liberación de ALT. La recuperación funcional del hígado se refleja mejor por el ATP, que se ha demostrado que se correlaciona con la viabilidad de hígado y es fuertemente sugestivo de éxito del trasplante en modelos animales 22. Ex vivo y recuperación previa al trasplante de injertos de hígado permitiría una expansión significativa del donante piscina hígado, corregir la disparidad entre la oferta y la demanda de hígados de donantes en el trasplante.

Disclosures

Drs. SE Uygun, K Uygun y Yarmush son inventores de una patente pendiente que es relevante para este estudio (WO / 2011/002926), y los Dres. SE Uygun, K Uygun y Yarmush son inventores de una patente pendiente que es relevante para este estudio (WO / 2011/35223). Drs. K Uygun y Bruinsma tienen una solicitud de patente provisional relacionada con este trabajo. Dr. K Uygun y BE Uygun tienen un interés financiero en Soluciones de órganos, una empresa enfocada en el desarrollo de la tecnología de preservación de órganos. Dr. K Uygun y SER intereses de uygun son administrados por el MGH y Partners HealthCare en función de su situación de conflicto de intereses políticas.

Acknowledgments

La financiación de los Institutos Nacionales de Salud (otorga R01EB008678, R01DK096075, R01DK084053, R00DK088962 y DK103500 F32), CIMIT Proyecto No. 12-1732 y los Hospitales Shriners para Niños Se agradece. Nos gustaría reconocer y agradecer el Banco de Órganos de Nueva Inglaterra para apoyar este trabajo.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Liver Assist perfusion device Organ Assist B.V. Liver Assist
Liver Assist disposable set Organ Assist B.V. Liver Assist disposable
Williams’ Medium E Sigma W1878–6x500ml
Insulin Eli Lilly & Co Humulin R U-100
Penicillin/Streptomycin 5,000 U/ml Life Technologies 15070-063
L-glutamine Invitrogen 25030-156
Hydrocortisone MGH pharmacy 7750500
Carbogen gas tank 95% O2/5% CO2 Airgas ZO2OX9522000043
Specialty gas regulator Airgas Y11244D580
Lactated Ringer’s solution Baxter 2B2324X
10% neutral buffered formalin Fischer Scientific 316-155
Toothed Adson forceps Roboz RS-5234
Debakey tissue forceps, 7.75”, 2.25 mm Roboz RS-7562
Metzenbaum Scissors 7" Curved SureCut Tungsten Roboz RS-6965SC
Castroviejo Needle holder 5.5–7” Fine Science Tools 12565-14
0 blackbraided silk sutures Ethicon SA66G
4-0 nylon suture, Nurolon RB1 Ethicon C554D
Blood gas analysis machine Siemens RapidPoint 500
Balance scale Cole Parmer EW-10000-12
Pressure display box Medtronic 66000
Disposable pressure display sets Medtronic 61000
Handheld thermocouple thermometer and probe Cole Parmer EW-91500-04 and EW-08516-55
Acorn-tipped vessel cannula, 4 mm Medtronic 30005
Irrigation set flush tubing Hospira 06543-01
Mixing bowl, 4 L Cole Parmer EW-07300-40

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References

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Bruinsma, B. G., Avruch, J. H., Weeder, P. D., Sridharan, G. V., Uygun, B. E., Karimian, N. G., Porte, R. J., Markmann, J. F., Yeh, H., Uygun, K. Functional Human Liver Preservation and Recovery by Means of Subnormothermic Machine Perfusion. J. Vis. Exp. (98), e52777, doi:10.3791/52777 (2015).More

Bruinsma, B. G., Avruch, J. H., Weeder, P. D., Sridharan, G. V., Uygun, B. E., Karimian, N. G., Porte, R. J., Markmann, J. F., Yeh, H., Uygun, K. Functional Human Liver Preservation and Recovery by Means of Subnormothermic Machine Perfusion. J. Vis. Exp. (98), e52777, doi:10.3791/52777 (2015).

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