Introduction
La técnica descrita permite visualizar in vivo respuestas celulares inmediatamente después de la inducción de la Rosa de Bengala photothrombosis en un ratón intacto. Rosa de Bengala (4,5,6,7-tetracloro-2 ', 4', 5 ', 7'-tetrayodofluoresceína) es un colorante fotosensible utilizado para inducir el accidente cerebrovascular isquémico en modelos animales (ratón y rata). Después de una inyección en bolo de RB a través de la vena de la cola y la iluminación posterior a través de un cráneo adelgazado con una luz láser de 564 nm, un trombo se induce causando un derrame cerebral fisiológica 1. El método fue descrito originalmente por Rosenblum y El-Sabban en 1977, y más tarde fue adaptada por Watson a mediados de 1980 1,2. En breve, Rosa de Bengala se irradia con luz verde de excitación (láser de 561 nm en nuestro caso), que genera la producción de especies reactivas de oxígeno, que activa posteriormente factor tisular, un iniciador de la cascada de coagulación. La inducción de la cascada de coagulación produce un isquémico lesion que es patológicamente relevantes para accidente cerebrovascular clínico 3.
Stroke tiene una fisiopatología compleja debido a la interacción de muchos tipos diferentes de células, incluyendo neuronas, glia, endotelio y el sistema inmunológico. La elección de la mejor técnica para el estudio de un proceso celular particular requiere múltiples consideraciones. Las técnicas experimentales caer en términos generales en una de tres categorías: in vitro, in vivo e in silico con cada uno con ventajas y desventajas Estudios in vitro tienen la desventaja principal de la eliminación de células de su entorno natural y por lo tanto no pueden reproducir los efectos observados en un intacta,. animal vivo. Las técnicas in vivo para la replicación proporcionar experimental mejorada de estados de enfermedad con una mayor importancia de la traducción. En silico generalmente se refiere a modelado por ordenador de una enfermedad o proceso celular, y mientras que cada vez más utilizado para estudiar las posibles interacciones farmacológicas para el examenPLE, cualquier información obtenida todavía debe ser probado en células o tejidos vivos.
El modelo ideal de accidente cerebrovascular en el laboratorio debe demostrar características patológicas similares a los observados en la población humana. Si bien hay características fisiológicas comunes de accidente cerebrovascular en la población humana, también hay muchas diferencias dependiendo del tipo de lesión experimentada. Carrera en la población humana se produce como pequeñas o grandes oclusiones de los vasos, lesiones hemorrágicas, y la arteria a arteria o cardio-embolias que dan lugar a los volúmenes de infarto variadas, así como las diferencias en los mecanismos relacionados con cada patología. La ventaja de la utilización de modelos de accidente cerebrovascular animal es la generación de infartos reproducibles que imitan las características de ictus humano. Los modelos más comunes de accidente cerebrovascular animales incluyen oclusión de la arteria usando: oclusión de la arteria cerebral media (métodos de incandescencia o embólicos endovasculares) que modelos MCAO distal y el modelo photothrombosis. Las ventajas de unad desventajas de cada modelo se han revisado en otro lugar (ver 4 y 5). Los modelos globales isquémicos (MCAO), si bien es relativamente fácil de realizar son menos relevantes para acariciar humano que son modelos de accidente cerebrovascular focales. Además, estos métodos son muy variables en la inducción de lesiones infarto cerebral reproducibles. El modelo photothrombosis es altamente reproducible siempre que el experimentador controla sus experimentos bien, proporcionando una clara ventaja sobre los modelos de MCAO. Sin embargo, debido a insulto microvasculatura el modelo ha sido descrito para mostrar una penumbra isquémica mínimo, el área donde las células se cree que son rescatable 6,7. Además, edema vasogénico y la formación de edema citotóxico también pueden ser inducidas después de la irradiación de la superficie de imágenes. A pesar de estas limitaciones de la técnica ha proporcionado una nueva visión de muchos procesos fisiológicos después del accidente cerebrovascular 8, 9, 10, 11.
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Protocol
Nota: Todos los animales procedimientos fueron aprobados por el Comité de Cuidado y Uso de Animales Institucional de la Universidad de Texas Health Science Center en San Antonio y fueron consistentes con los lineamientos llegar.
1. La anestesia para la Preparación cortical
- Coloca el ratón en una cámara de inducción con 3.2% isofluorano mezclado con oxígeno para inducir anestesia. Observe la disminución de la tasa de respiración como el ratón se induce. Apriete la pata del ratón para determinar si el ratón está listo para pasar al cono de la nariz. Nota: El nivel de anestesia es un paso crítico en cualquier preparación in vivo y se debe tener cuidado de no inducir a un nivel que hará que la isquemia global.
- Una vez que el ratón se anestesia suficiente, traslado del animal a la plataforma de la cirugía / imagen y colocar la nariz del ratón en el cono de la nariz y aplicar 1-1,2% isofluorano para mantener un estado anestesiado. Asegúrese de que el ratón está mintiendo en una co temperaturaalmohadilla térmica ntrolled para mantener la temperatura corporal (37 ° C +/- 0,5 ° C) a través de los procedimientos restantes. Coloca un ungüento veterinario sobre los ojos para evitar la sequedad mientras que bajo anestesia.
- Monitorear la fisiología del ratón utilizando un sistema de oximetría de pulso usando la cola o el pie de clip proporcionado con el sistema. Comprobar que se mantiene la frecuencia respiratoria entre 50 a 65 respiraciones / min. Compruebe que el ritmo cardíaco se mantiene entre 300 a 450 latidos por minuto y la saturación de oxígeno se mantiene entre los 97 a 98% para asegurar la supervivencia a largo plazo del animal.
- Cuando el ratón se anestesia adecuada, afeitar el pelo sobre el cráneo usando una maquinilla eléctrica, eliminar el vello residual y limpio con betadine, seguido de un hisopo de etanol. Repita este procedimiento hasta tres veces para asegurar un ambiente quirúrgico estéril.
2. Procedimiento Quirúrgico
- Con el cuero cabelludo totalmente limpia y afeitada, hacer una incisión de 5 mm en el cuero cabelludo del ratón para revelar la fissu cranealres y para localizar bregma.
- Use un aplicador de algodón estéril para eliminar cualquier resto de fascia recubre el cráneo.
- Pegar un anillo hecho de encargo de acero inoxidable (Figura 1) con adhesivo de tejido al hueso que recubre la corteza parietal utilizando las coordenadas estereotáxicas de Bregma: -1 a -3 mm y lateral: 2-4 mm. Nota: El pegamento normalmente establece dentro de 2 min después de la colocación del anillo sobre el hueso.
- Coloque el anillo a un titular estereotáxica (Figura 2) para estabilizar el ratón y para evitar el movimiento durante la exploración.
- Bajo un microscopio de disección de grado quirúrgico, perforar lentamente una sección de 1-2 mm en el cráneo usando una herramienta dremel como la velocidad controlada (Meisinger 3.9 mm broca) asegurándose de mantener el nivel de zona, ya que se perfora. Lograr esto usando un patrón de zig-zag. Para evitar la acumulación de calor, ajuste la velocidad de perforación a la baja y tomar descansos frecuentes.
- Cuando el cráneo craneal convierte shinny en apariencia, continuará el adelgazamientodel cráneo utilizando una hoja de bisturí utilizando el mismo patrón de zig-zag para mantener el nivel de la superficie adelgazada lisa para facilitar la eliminación de capas delgadas de cráneo craneal. Con la punta de la hoja de bisturí hacer pequeños trazos lineales con una ligera presión para eliminar las capas delgadas de hueso a la vez. Continúe hasta la vasculatura es claramente visible a través del microscopio de disección.
- Si el experimentador perfora a través o romper el cráneo durante el proceso de adelgazamiento, la eutanasia del animal debido al daño probable que la corteza subyacente.
Nota: El cráneo del ratón es de aproximadamente 300 micras de espesor y está compuesto de dos capas delgadas de hueso compacto (uno externo y uno interno de la capa) y una capa de hueso esponjoso intercalada entre las dos capas de hueso compacto. La capa externa del hueso compacto y la mayoría del hueso esponjoso se retiran dentro de la zona de perforación de 5 mm resulta en una capa de 50 micras aproximada de hueso compacto restante (ver Figura 2B). Visualización de la vasculatura se asegurará de que el cráneo final de adelgazado intacta es de aproximadamente 50 micras de espesor. Por consiguiente, el cráneo todavía está presente cuando adelgazado a este espesor.
3. Microscopio Set-up
- Utilice un sistema de microscopio invertido (sistemas de dos fotones convencional, confocal o) que tiene un inversor objetivo. Nota: También es posible utilizar un microscopio vertical estándar. El factor limitante será el espacio entre el escenario y los objetivos. Las modificaciones de la etapa puede ser necesario llevar a cabo esta configuración.
- Asegure la plataforma quirúrgica / formación de imágenes a una etapa por encargo que se encuentra a un lado de la base del microscopio. Nota: La plataforma se realiza mediante un conector de laboratorio para permitir el movimiento vertical de la plataforma quirúrgica / imagen bajo el objetivo. El jack de laboratorio está montado en una placa fijada a cuatro polos cilíndricos. (Ver Figura 2).
- Coloque el inversor objetivo contiene un 20Xobjetiva sobre la ventana craneal. Utilice una fuente de luz externa para encontrar la ventana craneal mirando a través de los oculares del microscopio y coloque el objetivo en el área de imagen. Nota: El área de formación de imágenes se denota por la presencia de la vasculatura.
- Para objetivos a base de agua, usar fluido cerebral espinal artificial (LCRa) (NaCl 130 mM; KCl 30 mM; 12 mM KH 2 PO 4; 200 mM NaHCO 3; 30 mM HEPES; y glucosa 100 mM) como el medio debido a la potencial fugas en la cavidad craneal durante la exploración (Figura 3).
4. Rosa de Bengala Tinte Preparación, Administración y de inducción de Stroke
- Preparar una solución / ml 20 mg fresca de Rosa de Bengala en el líquido cefalorraquídeo artificial (LCRa); filtrar y esterilizar antes de la administración. No vuelva a utilizar o almacenar la Rosa de Bengala, una vez que se ha mezclado. Prepare una solución fresca para cada experimento.
- Dar una inyección en la vena de la cola 0,1 ml de Rosa de Bengala, mientras que senlatado de la ventana craneal con un láser de 561 nm para asegurar la inyección adecuada de la solución. Nota: Rosa de Bengala se visualizará dentro de 5 segundos después de la inyección en la vasculatura del cerebro. Todo el recipiente debe estar lleno de Rosa de Bengala.
- Después de la inyección adecuada de tinte Rosa de Bengala elegir un recipiente apropiado para la trombosis basado en el diámetro del vaso (40-80 micras) para asegurar la reproducibilidad de un volumen de la lesión en particular. Diferenciar entre las arterias y las venas mirando a la dirección del flujo sanguíneo: arterias se moverán de diámetro más grande para los vasos de menor diámetro, las venas se mueven de menor a vasos de mayor diámetro. Esto se logra fácilmente mediante la visualización una vez que se inyecta Rosa de Bengala.
- Cambie el ajuste del microscopio de la siguiente manera:
- Aumentar el tiempo de permanencia. Nota: Esto variará dependiendo del sistema de microscopio que se utilizan.
- Aumentar la potencia del láser a 100%.
- Recoge imágenes de la secuencia de tiempo en 1 cuadro / s utilizando lavelocidad de exploración máxima.
- Analiza el ratón hasta que se forme un coágulo estable dentro de la embarcación. Nota: Normalmente, esto se logra a 5 minutos de la exploración continua (Ver Figura 4).
- Después de la inducción de la formación de coágulos usando Rosa de Bengala, quite el ratón de la zona de formación de imágenes de nuevo a la microscopio de disección. Retire con cuidado el anillo de acero inoxidable del cráneo craneal. Examine la ventana craneal para cualquier sangrado. Si se produce sangrado, dar por terminado el experimento.
- Utilice 6,0 monofilamento de sutura para cerrar la incisión sobre el cráneo. Coloca un ungüento antibiótico lo largo de la línea de sutura para prevenir la infección. Inyectar Buprenex (0,05 mg / kg) por vía subcutánea cada 12 horas durante tres días para el manejo del dolor.
- Devuelva el ratón a una cámara de recuperación después de la retirada de la anestesia hasta que esté completamente despierto y se mueve libremente.
- Devuelva el ratón a una jaula limpia para una mayor investigación en un momento posterior.
5. Imaging longitudinal en los días siguientes
- Emplear los siguientes métodos para realizar las imágenes longitudinal en los días posteriores post-photothrombosis.
- Anestesiar el ratón como se describe en la Sección 1 de los métodos.
- Tras la anestesia adecuada re-abrir el cuero cabelludo, eliminando las suturas residuales para reabrir la piel que cubre el campo de la imagen previamente perforado.
- Use un aplicador de algodón estéril para eliminar cualquier resto de fascia recubre el cráneo.
- Pegue un anillo hecho a medida de acero inoxidable (Figura 1) con adhesivo tisular en el hueso que cubre el campo de la imagen anterior.
- Coloque el anillo a un titular estereotáxica (Figura 2) para estabilizar el ratón y para evitar el movimiento durante la exploración.
- Busque la vasculatura que subyace el cráneo previamente adelgazada. Utilice inyección en la vena de la cola de FITC-dextrano para verificar la presencia del coágulo previamente inducido.
- Utilice 6,0 monofilamento de sutura para cerrar la encisión sobre el cráneo. Coloca un ungüento antibiótico lo largo de la línea de sutura para prevenir la infección. Inyectar Buprenex (0,05 mg / kg) por vía subcutánea cada 12 horas durante tres días para el manejo del dolor.
- Devuelva el ratón a una cámara de recuperación después de la retirada de la anestesia hasta que esté completamente despierto y se mueve libremente.
6. Verificación de Inducción Stroke (post mortem)
- A la conclusión de un estudio, verificar el volumen sistólico utilizando cloruro (TTC) tinción 2,3,5-trifeniltetrazolio como se muestra en la Figura 5. El método completo se puede encontrar en 12.
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Representative Results
El objetivo de este método era para inducir un accidente cerebrovascular isquémico en modelos animales (ratón y rata) después de una inyección en bolo de RB a través de la vena de la cola y la iluminación posterior de un cráneo adelgazado con una luz láser de 561 nm. Las imágenes en la Figura 4 demuestran la progresión de la formación de coágulos dentro de un solo recipiente después de la irradiación de la zona en 0, 1, 1,5 y 2 min. Antes de la formación de coágulos de todo el recipiente es de color blanco debido a flujo libre Rosa de Bengala. Después de la inducción de la irradiación de la embarcación hay un oscurecimiento evidente en porciones del recipiente e indica la inducción de la formación de coágulos (fotogramas 1 y 1,5 min). Después de oclusión completa hay una marcada acumulación de colorante Rosa de Bengala (área blanca) que precede el coágulo (área de color negro) dentro del recipiente. El bastidor 2 minutos demuestra la oclusión completa de la arteria.
Para verificar la presencia de una tinción de accidente cerebrovascular isquémico TTC puede ser utilizada. TTC es un commonly utilizado mancha para la detección de infarto cerebral por la formación de productos de TTC de formazán de color rojo en el tejido sano. La falta de producción de formazán (tejido blanco) indica el área de infarto. Las áreas indicadas por las cajas en la figura 5 muestran los tamaños de las lesiones típicas obtenidas 1 y 5 días a partir de dos animales distintos siguientes producido un coágulo dentro de un vaso de 80 mm aproximadamente de diámetro. El análisis de imágenes se realiza en un escáner de cama plana y el uso de software ImageJ. Las regiones de interés se pueden extraer dentro de ImageJ para medir el área de el volumen de carrera para cada cerebro.
Figura 1:. Anillo de acero inoxidable Tres vistas (superior, laterales y vistas inferiores) se muestran del titular de anillo de acero inoxidable que se aplica en el cráneo del ratón para fijarlo al soporte estereotáxica.
Figura 2:. Microscopio de configuración de plataforma de imágenes para photothrombosis RB La plataforma quirúrgica / formación de imágenes contiene un soporte para el tubo de la anestesia con cono de nariz y un soporte estereotáxico para el anillo de acero inoxidable que se fija al cráneo del animal para disminuir el movimiento del animal durante formación de imágenes. La plataforma se coloca en la parte superior de y se fija a la toma de laboratorio para permitir el movimiento vertical para posicionar el ratón bajo el objetivo del microscopio. El jack de laboratorio se une después a una platina del microscopio, que permite el movimiento horizontal. La platina del microscopio se coloca en la parte superior de y se fija a cuatro polos cilíndricos.
Figura 3: Cuadro de la proyección de imagen / diseño de la plataforma quirúrgica y orientación bajo la inv objetivoerter. (A) El panel de la izquierda muestra una imagen representativa de la posición de un ratón anestesiado (anestesia nariz cono se retiró brevemente para tomar la fotografía). Observe el uso de un anillo de acero de encargo para unir el cráneo del ratón para disminuir la contribución de la respiración artefactos largo de los procedimientos de formación de imágenes. La imagen de la derecha muestra una imagen de la ventana cortical bajo un microscopio de disección. (B) del bosquejo de la preparación cráneo delgado desde una vista coronal que demuestra las capas del cráneo en relación con la duramadre y el espesor de la zona adelgazada en relación con el espesor del cráneo completo.
Figura 4: Cuadro de la formación de Rosa de Bengala Clot Imágenes representativas de un solo recipiente que contiene colorante rosa de Bengala que se inyectan a través de la vei cola.n del ratón. Las imágenes demuestran la progresión de la formación del coágulo dentro del vaso después de la irradiación de la zona en 0, 1, 1,5 y 2 min. Tenga en cuenta la acumulación del colorante Rosa de Bengala (blanco) que precede el coágulo (negro) en el marco 2 min demostrando la oclusión completa de la arteria.
Figura 5: cloruro de 2,3,5-trifeniltetrazolio (TTC) Imagen de la lesión inducida por RB imágenes representativos se muestran en el Día 1 y 5 post-photothrombosis inducción.. Los ratones se sacrificaron y los cerebros retirados rápidamente y cortados en secciones coronales de 1 mm y se tiñeron con TTC de acuerdo con métodos estándar. TTC es una mancha comúnmente utilizado para la detección de infarto cerebral por la formación de productos de TTC de formazán de color rojo en el tejido sano. La falta de producción de formazán (tejido blanco) indica el área de infarto. Losáreas indicadas por las cajas demuestran los tamaños de lesión típicos obtenidos tras un coágulo producido dentro de un vaso de aproximadamente 80 m de diámetro.
Figura 6: Representación esquemática del procedimiento photothrombotic Rosa de Bengala.
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Discussion
La capacidad de traducir experimental ictus fisiopatología de animal a la aplicación humana ha estado plagado de fracaso. Sin embargo, el uso de modelos animales, tales como el modelo photothrombosis, permite una mejor comprensión de la fisiopatología de carrera y la exploración de nuevos enfoques terapéuticos para proporcionar neuroprotección después de un accidente cerebrovascular. Accidentes cerebrovasculares y microinfartos producidos por el modelo photothrombotic corticales pequeños son clínicamente relevantes para subclínica o "silenciosa" accidente cerebrovascular 13-15, que tiene una alta prevalencia y afecta a aproximadamente el 4 por ciento de la población de los Estados Unidos (alrededor de 11 millones de personas) cada año 16. Ictus Silent no tiene los síntomas del accidente cerebrovascular clásicos presentes en un golpe grande, como parálisis, pérdida de la sensibilidad y dificultad para hablar, como se ve en la oclusión de la arteria cerebral media (ACM) o ataque isquémico transitorio (AIT) 17. Además, los accidentes cerebrovasculares en silencio es diferente de ictus lacunar, quees causada por la oclusión de una sola arteria que penetra en las estructuras cerebrales más profundos o en el tronco cerebral y también se manifiesta clínicamente con motor, sensorial o déficits mixtos 18. Los pacientes con subclínica o accidente cerebrovascular "silenciosa" por lo general no muestran ningún síntoma externo y no son conscientes de que incluso han sufrido un accidente cerebrovascular. Resultados ictus silenciosos en una disminución subclínica en la función cognitiva exhibido por déficits en la memoria, la toma de decisiones, y los cambios en el comportamiento. Con el tiempo, varios trazos silenciosas conducen a signos clínicamente significativos de pérdida de memoria conocido como vascular o demencia multi-infarto. Sin embargo, el daño cerebral accidente cerebrovascular silencio puede detectarse utilizando técnicas de neuroimagen, y coloca un paciente en riesgo de TIA y apoplejía importante en el futuro 19.
El modelo photothrombosis permite la producción reproducible de un modelo in vivo de trombosis en en una, ratón anestesiado intacto usando el tinte fotosensible Rosa de Bengala (RB) en combinación con la microscopía confocal. Hay muchas ventajas de la vivo en modelo photothrombosis. Una ventaja de este método es la capacidad de predefinir la ubicación de la carrera utilizando las coordenadas estereotáxicas; que permite una para estudiar las poblaciones de células particulares a través de los animales. Además, la reproducibilidad de tamaño de la lesión y el volumen se controla bien la utilización de este método mediante la variación de la intensidad de la luz láser y controlar por el tamaño del vaso ser irradiado 20. Este método también permite el estudio detallado de los cambios en la neurotransmisión peri-infarto y la correspondiente corteza contralateral 4. Aunque un solo golpe en silencio provoca déficits mínimos, la reproducibilidad de este modelo permite la capacidad de inducir múltiples trazos silenciosas en áreas específicas, que se puede utilizar para imitar diversas disfunciones cerebrales tales como la demencia vascular. Desarrollo de un umbral entre múltiples golpes silenciosos y déficit clínicamente evidentes se pudo determinar en específicoFIC áreas del cerebro a través de la utilización de este método. Por último, el modelo permite estudios longitudinales en el mismo animal que permiten que se observaron efectos agudos y crónicos.
Hay, sin embargo, algunas desventajas en el uso del modelo photothrombosis. Una desventaja incluye la producción de una lesión que se caracteriza por tener una pequeña penumbra isquémica cuando se compara con otros modelos de accidente cerebrovascular focal 4. En segundo lugar, la formación vasogénico y edema citotóxico es posible debido al daño que pueda ocurrir durante la inducción de photothrombosis, que se asemeja más a las lesiones cerebrales traumáticas que derrame cerebral focal 4.
Cuando se utiliza el modelo photothrombosis hay una serie de factores que deben ser monitoreadas durante todo el experimento. Es crítico que el estado fisiológico del animal ser monitoreado durante todos los procedimientos de formación de imágenes. Es bien sabido que el nivel de anestesia puede afectar a la st fisiológicoATUS del animal, con más de anestesiante causando disminución de la frecuencia cardíaca y la entrega de oxígeno al animal. Esta es una consideración importante, ya que esto disminuiría la disponibilidad de oxígeno en el cerebro que resulta en isquemia global. Por lo tanto, el uso de un sistema para supervisar el estado fisiológico del animal permitirá la grabación no invasiva simultánea de: saturación arterial de oxígeno (SpO 2); Ritmo Cardíaco; Tasa de respiración; Distensión de pulso (indicador del flujo sanguíneo local y la calidad de la señal); Aliento Distensión (sustituto de la presión intraplueral); y la temperatura central en ratones y ratas. Cada vez es más importante para el control de la anestesia confunde cuando se trabaja con cualquier modelo animal para reducir confunde inesperados en la traducción de los resultados experimentales a las prestaciones en stoke clínica. La elección, la duración y la profundidad de la anestesia pueden tener un impacto drástico en modelo animal del accidente cerebrovascular experimental. Los estudios han demostrado que los agentes anestésicos pueden reducir si infartoze e incluso puede proporcionar cierta protección contra la isquemia cerebral 21-23,24. Además, las alteraciones en la producción de especies reactivas de oxígeno también se ha demostrado en un estudio que compara el uso de halotano y propofol 25. Este factor de confusión es importante ya que una de las hipótesis principales en la muerte neuronal asociada con accidente cerebrovascular es la producción de especies reactivas del oxígeno.
Una complicación de la utilización en la microscopía in vivo para estudiar la respuesta del cerebro a un accidente cerebrovascular es la limitación de la profundidad de formación de imágenes alcanzable. En nuestro laboratorio utilizando microscopía confocal la profundidad de formación de imágenes que se puede lograr está en el rango de 100-200 micras, mientras que usando un microscopio de dos fotones puede aumentar esta profundidad a entre 400-500 micras. Estos factores de confusión se están aliviados por el desarrollo de los objetivos con mayores distancias de trabajo y de tamaño decreciente. Por ejemplo, el índice de refracción de gradiente (GRIN) microlentes son microendoscopios ingenioh diámetros entre 35-1,000 micras y son los más pequeños disponible hasta la fecha. Este tipo de sonda no se puede insertar en el tejido sin causar daños invasivos y tienen aperturas numéricas bajas. Debido a la baja NA la resolución es inferior en comparación con los objetivos de microscopía óptica tradicionales 26.
En resumen, el modelo photothrombosis Rosa de Bengala induce un infarto de tamaño pequeño y es útil en el estudio de la respuesta celular a un infarto tanto en las fases aguda y crónica en una población celular bien definido. Este modelo demuestra características celulares esenciales observados con la isquemia focal siguiente MCAO y por lo tanto es útil en la evaluación de terapias neuroprotectoras / neurorregeneradora.
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Disclosures
Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Reagents | |||
| Rose Bengal | Sigma | 330000 | |
| Isoflurane Anesthetic | MWI Veterinary Supply | 088-076 | |
| Vetbond | 1469SB | 1469SB | |
| aCSF | 126 mM NaCl, 2.5 mM KCl, 1.25 mM NaH2PO4, 2 mM MgCl2, 2 mM CaCl2, 10 mM glucose and 26 mM NaHCO3 (pH 7.4). | ||
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipment | |||
| Dissecting Scissors | Bioindustrial Products | 500-410 | |
| Operating scissors 14 cm | Bioindustrial Products | 12-055 | |
| Forceps Dumont High Tech #5 style, straight | Bioindustrial Products | TWZ-301.22 | |
| LabJack 132X80 | Optosigma Co | 123-6670 | |
| Platform for Labjack 8X 8 | Optosigma Co | 145-1110 | |
| Ear bar holder from stereotaxic setup | Stoelting/Cyborg | 51654 | |
| Dispomed Labvent Rodent anesthesia machine | DRE, Inc. | 15001 | |
| Tech IV Isoflurane vaporizer | DRE, Inc. | 34001 | |
| F Air Canister | DRE, Inc | 80120 | |
| Bain circuit breathing tube | DRE, Inc | 86111B | |
| Rodent adapter for bain tube | DRE, Inc | 891000 | |
| O2 regulator for oxygen tanks | DRE, Inc | CE001E | |
| Rodent induction chamber | DRE, Inc | 15004C | |
| Ethicon Silk 6-0; 18 in with P-3 needle | Suture Express | 1639G | |
| Objective inverter Optical Adapter | LSM technologies | ||
| Foredom drill Dual voltage 110/120 | Foredom | 134.53 | |
| Meisinger 3.9 mm drill bit | Meisinger | (Ref#310 104 001 001 009) | |
References
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