Protocol
1. Fabrication d'un moule maître pour la focalisation hydrodynamique dispositif microfluidique (MMPB) par photolithographie
- La conception d' un photomasque pour la MMPB (figure 1a) à l' aide de conception (CAO) assistée par ordinateur suivant le protocole du fabricant.
- Rincer une plaquette 4 'de silicium avec de l'acétone, l'alcool isopropylique (IPA), et désionisée (DI) pour enlever la poussière organique et inorganique de la plaquette.
- Nettoyer la plaquette de silicium avec plasma O 2 à 100 W de puissance pendant 5 minutes pour augmenter la force de liaison entre la plaquette et SU-8.
- Spin-couche 4 ml de la résine photosensible négative SU-8 2150, sur la tranche à 3000 tpm pendant 30 secondes pour obtenir une épaisseur de 150 um (b1 de la figure 1b).
- Placez la tranche revêtue SU-8 sur une plaque chauffante pendant 5 min à 65 ° C, régler la température à 95 ° C, puis laisser la plaquette sur la plaque chauffante pendant 30 minutes pour cuisson douce.
- Placer ledestiné photomasque au- dessus de la plaquette et exposer à une lumière UV (260 mJ cm - 2, 26 s pour 10 mW cm -2) dans un dispositif d' alignement de masque (b2 sur la figure 1b).
- Effectuer la cuisson de post-exposition sur une plaque chauffante (65 ° C pendant 5 min puis 95 ° C pendant 12 minutes).
- Développer la plaquette par immersion dans un bain de révélateur SU-8 pendant 10 min, puis le transférer dans révélateur frais pendant 5 secondes pour obtenir une surface propre.
- Rincer la plaquette pendant 20 secondes avec de l' eau déminéralisée et le sécher pendant 10 secondes avec du gaz N2 (b3 sur la figure 1b). Utilisez la plaquette fabriquée comme un moule maître pour polydiméthylsiloxane (PDMS) coulée dans la section 2.
2. Fabrication de la MMPB par PDMS Castings
- Utilisez la plaquette à motif obtenu dans la section 1 du moule maître pour PDMS coulée.
- Mélanger le pré-polymère PDMS et d'un agent de durcissement de façon homogène dans un rapport pondéral de 10: 1; par exemple, en utilisant 1 g d'agent de durcissement pour 10 g de PDMS pré Polymer.
- Verser le PDMS prépolymère dans le moule maître et dégazer pendant 1 heure dans une chambre à vide (b4 à la figure 1b).
- Placer le moule maître avec le PDMS prépolymère dans un four à 65 ° C pendant 3 h.
- Couper les PDMS durcis dans la taille d'une puce unique à l'aide d'un scalpel. Décollez délicatement la réplique PDMS durci du moule maître à la main.
- Répétez les étapes 02.02 à 02.05 pour obtenir une réplique PDMS identique.
- Poinçonner les trous d'entrée et de sortie dans l'une des répliques à l'aide d'un trou perforateur ayant un diamètre légèrement inférieur au diamètre extérieur du tube de raccordement.
- Appliquer un traitement au plasma d'air à la zone de liaison de chaque réplique en utilisant un dispositif de traitement corona. 34
Attention: Utilisez le treater corona dans une zone avec une bonne ventilation pour éviter l' accumulation de l' ozone. - Déposer 5 pl de méthanol sur les zones de plasma traité par air. aligner Finement deux PDMS identiques répliques pour fabriquer la MMPB par manipu main lation, et vérifier l' alignement au moyen d' un microscope (b5 dans la figure 1b).
Remarque: L'air du plasma traité répliques PDMS sont assez collante et difficile à manipuler. Ainsi, 5 ul de methanol est ajoutée à la surface traitée par plasma d'air pour fonctionner comme lubrifiant. - Placez la MMPB dans un four réglé à 65 ° C pendant la nuit pour renforcer le lien entre deux PDMS répliques (b6 à la figure 1b). Bond deux répliques identiques de PDMS pour augmenter la hauteur du microcanal de MMPB et évitent le colmatage des micro-gouttelettes dans le canal microfluidique au cours du fonctionnement.
Figure 1: Vue d' ensemble de la procédure MMPB de fabrication (a) Paramètres de conception du photomasque pour la MMPB.. (B) Illustration de la procédure de fabrication pour la MMPB.ftp_upload / 52813 / 52813fig1large.jpg "target =" _ blank "> S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
3. Préparation de NIPAAm riche (N-riche), et NIPAAm pauvres (N-pauvres) Phases de séparation de phase de sursaturée NIPAAm
- Dissoudre NIPAAm monomère dans de l'eau DI à un rapport p / p de 1: 1 en utilisant un mélangeur à vortex; Par exemple, on dissout 10 g de NIPAAm dans 10 ml d'eau déminéralisée (première image de la figure 2a).
Remarque: Une fois que le monomère NIPAAm est complètement dissous à la température ambiante, la solution apparaît turbide (deuxième image de la figure 2a). Ce phénomène est le premier indice que la séparation de phase induite solubilité du monomère NIPAAm sursaturée a eu lieu avec succès. - Permettre à la solution de monomère au repos dans une position verticale à température ambiante pendant au moins 15 min. La phase supérieure est la phase N-riche, et la phase plus dense en bas est la N-pauvre phase (troisième image de la figure 2a). Les densités de thphases e N-riche et N-pauvres sont de 0,93 ± 0,01 et 0,99 ± 0,01 g cm -3, respectivement. 15
- Lorsque l'interface séparant les deux phases devient clair, extraire soigneusement 2 ml de solution de monomère à partir des phases N-riches et N-pauvres sans perturber cette interface à l'aide d'une pipette.
- Ajouter 4 mg de N, N '-methylenebisacrylamide (MBAAm) comme agent de réticulation et 4 mg de 4- (2-hydroxyéthoxy) phényl- (2-hydroxy-2-propyl) cétone comme photoinitiateur à l'extrait riche en N et N -poor solutions de monomères pour préparer les fluides noyau 1 et 2 pour la concentration en agent de réticulation faible (2 mg ml -1) échantillon (B1 et B2 sur la figure 2b).
- Répétez l'étape précédente 3.3 et ajoutez 80 mg de MBAAm et 4 mg de 4- (2-hydroxyéthoxy) phényl- (2-hydroxy-2-propyl) cétone dans chacun des extraits solution de monomère N-riche et N-pauvres pour préparer les fluides de base 1 et 2 pour la haute concentration en agent de réticulation (40 mg ml -1) échantillon (B3 et B4 à la Figure 2b).
- Dissoudre 10% en poids d'agent tensio - actif à l'huile dans une huile minérale pour préparer le fluide de gaine (b5 sur la figure 2b).
Figure 2:. Préparation du matériel pour Janus Microhydrogel Synthèse (a) Préparation de solutions de monomères N-riches et N-pauvres à travers la séparation de phase de sursaturée NIPAAm. (B) Les détails des matériaux et dispositif expérimental utilisé dans le protocole. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
4. Synthèse de Janus Microhydrogels Utilisation de la MMPB
- Charge 2 ml de liquide de base 1 et 2 (b1, b2 b3 ou b4 in fi gure 2b) et le fluide de gaine (b5 sur la figure 2b) séparées en trois seringues de 3 ml. Monter les seringues dans les pompes à seringue et connecter chaque seringue à l'entrée de fluide appropriée de la MMPB en utilisant un tube (Figure (b). Utiliser un tube pour connecter la sortie de fluide de la MMPB à un réservoir de collecte.
- Définissez les pompes à seringue et laisser infuser des fluides de base 1 et 2 et fluide gaine à des taux de 2, 2, et 10 min pi -1 flux, respectivement.
- (Facultatif) Régler le débit de fluides de base 1 et 2 écoulement pour ajuster les rapports de volumes relatifs de chaque côté de la Janus microgouttelettes.
- Positionner la source de lumière UV perpendiculairement à environ 1 cm à partir du réservoir de collecte. Allumez la source de lumière UV et de suivre visuellement la production continue de microhydrogels Janus.
Attention: L' utilisation UV de protection-lunettes lors de la surveillance de la production microhydrogel. - Ramassez les microhydrogels Janus fabriqués dans un tube conique et lavez-les à l'aide de l'IAP. Ensuite, centrifuger le tube conique (780 g pendant 5 min) pour régler lamicrohydrogels.
- Répétez l'étape 4.6 plusieurs fois pour éliminer l'huile minérale entourant les microhydrogels Janus complètement.
- Répétez l'étape 4.6, mais l'utilisation d'eau DI avec un tensioactif d'eau de 0,005% (v / v) à la place de l'IPA pour enlever l'IPA restes autour des microhydrogels Janus.
- Rangez microhydrogels Janus complètement lavés dans un flacon de 10 ml contenant de l'eau DI.
5. Analyse de l'Anisotropic Thermo-réactivité de Janus Microhydrogels
- Utiliser une pipette pour placer microhydrogels Janus synthétisées à partir de la section 4 dans une plaque de 24 puits. Laisser les microhydrogels se déposer pendant 15 secondes jusqu'à ce qu'une monocouche se forme à la surface du fond du puits.
- Obtenir une image de la Janus microhydrogel à 24 ° C en utilisant un microscope optique en position verticale avec une lentille d'objectif 5X.
- Fixer un module thermo-électrique sous la plaque de puits et à contrôler la tension de ce module pour augmenter la température de la solution contenant les micro Janushydrogels à 32 ° C.
- Obtenir une image de la microhydrogel Janus à 32 ° C une fois de plus à l'aide d'un microscope optique verticale avec un objectif 5X.
- Répétez les étapes 5,2-5,4 24 fois, en prenant soin de choisir un microhydrogel Janus différent pour l'analyse statistique.
- A partir des 25 images de différents microhydrogels Janus à 24 et 32 ° C, mesurer le rayon des parties PN-riches et PN-pauvres des microhydrogels Janus en utilisant un logiciel d'analyse d'images selon les instructions du fabricant.
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Representative Results
La figure 3a présente un schéma du dispositif expérimental utilisé pour synthétiser microhydrogels Janus via le MMPB. Les phases riches en azote et la N-pauvres étaient précisément injectés dans la MMPB comme fluides de base 1 et 2, puis fusionnés et divisés en microgouttelettes Janus à l'orifice par le fluide d'enveloppement d'une huile minérale en raison de l'instabilité capillaire de Rayleigh. Par conséquent, microgouttelettes Janus composé de phases riches en azote et la N-pauvres ont été générés avec succès comme le montre la figure 3b. Le diamètre des micro-gouttelettes était de 190 um avec un coefficient de variation (CV) de moins de 2%. La morphologie interne clairement compartimenté des microgouttelettes Janus a été observée depuis les deux phases sont séparées de manière stable. Il convient de noter que chaque phase est non miscible dans l'autre et à la diffusion entre les phases est pratiquement négligeable. Le rapport en volume des phases riches en azote et la N-pauvre à l'intérieur d'une microgoutte est controlled en modifiant le débit de chaque solution de monomère d'écoulement à travers la pompe seringue, comme représenté sur la figure 3c. Le photoinitiateur ajouté dans les solutions de monomères N-riches et N-pauvres a ensuite été déclenchée par l'exposition à la lumière UV, induisant ainsi la polymérisation des phases N-riches et N-pauvres à PN-riches et PN-pauvres, respectivement.
Figure 3: Génération de microgouttelettes Janus en utilisant le MMPB (a) Schéma de la MMPB pour générer des microgouttelettes Janus.. (B) de micrographie optique des microgouttelettes Janus composées de phases N-riche et N-pauvres. Microgouttelettes (c) Janus obtenus avec différents rapports des phases N-riches et pauvres N-volumes (1: 3, 1: 1, 3: 1). S'il vous plaît cliquer ici pour voir une plus grandeversion de ce chiffre.
La figure 4 illustre le comportement anisotropes Thermos sensible des microhydrogels causées par les différences de concentration du monomère NIPAAm entre les parties PN-riches et PN-pauvres du microhydrogel Janus. Microhydrogels Janus avec différentes concentrations d'agents de reticulation de 2 à 40 mg ml - 1 ont été fabriquées pour examiner l'effet de la concentration en agent de réticulation sur le comportement thermo-sensible des hydrogels résultants. Comme on le voit sur la figure 4, l' augmentation de la concentration en agent de réticulation ont entraîné une diminution de la variation de volume réversible des microhydrogels au- dessus et au- dessous de la LCST.
Figure 4: Réponse de la température des Microhydrogels Janus changements de volume anisotropes dans les microhydrogels Janus en réponse à.variation de température ont été induites par les différences de NIPAAm concentration du monomère entre les parties PN-riches et PN-pauvres. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
La figure 5a montre des schémas et des micrographies optiques des Janus microgouttelettes / microhydrogels en réponse aux changements environnementaux et de température: 24 ° C dans l' huile, 24 ° C dans l' eau, et 32 ° C dans l' eau. Pour quantifier thermo-réactivité, on a mesuré le rayon des microgouttelettes / Janus microhydrogels, comme représenté sur la figure 5b. La barre d'erreur sur la figure 5b représente l'écart - type du rayon mesuré à 25 microhydrogels Janus. Le rayon de chaque partie des microhydrogels Janus a été déterminé à partir des images capturées à l'aide du logiciel d'analyse d'image. Dans l'état monomère de gouttelettes(A1 sur la figure 5a et la figure 5b), le rayon des phases riches en azote et la N-pauvres était presque identique. Une légère différence de rayon entre les parties PN-riches et PN-pauvres des microhydrogels Janus a été observée après polymérisation (a2 sur la figure 5a et la figure b) en raison de la concentration du monomère NIPAAm inférieur dans la N-pauvre en phase par rapport à celle de la N-phase riche. Les deux parties PN-riches et PN-pauvres des microhydrogels Janus étaient totalement gonflé dans de l'eau DI à la température ambiante. Dans la phase de gonflement, le gonflement de la partie PN riche était supérieure à celle de la PN-partie pauvre; par voie de conséquence, la neige-homme microhydrogels Janus en forme ont été obtenus (a3 sur la figure 5a et la figure b). Fait intéressant, le rayon des microhydrogels après rétraction à 32 ° C était similaire au rayon des micro - gouttelettes produites dans la MMPB (a4 sur la figure 5a et la figure 5b).
Figure 5:. Janus Microhydrogels avec Anisotropic Thermo-Réceptivité (a) Schémas et micrographies optiques de Janus microgouttelettes / microhydrogels (barres d'échelle sont 100 um). (B) Rayon changement des Janus microgouttelettes / microhydrogels en réponse aux changements environnementaux et de la température: 24 ° C dans l' huile, 24 ° C dans l' eau, et 32 ° C dans l' eau. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
La figure 6a montre les propriétés de dissolution des solutions de monomères riches en azote et la N-pauvres. colorant liposolubles (O rouge et huile bleu N) et soluble dans l'eau de colorant (des colorants alimentaires jaune et vert) préfèrent fortement à se dissoudre dans le N-rich et des solutions de monomères N-pauvres, respectivement. Sur la base de ces caractéristiques de dissolution, Janus NIPAAm microgouttelettes monomères contenant GRAISSE et des colorants solubles dans l'eau sans mélange transversal ont été générées en utilisant le protocole proposé. O rouge de pétrole et de colorant alimentaire vert ont été choisis respectivement comme matériaux organophiles et hydrophiles représentatifs, comme le montre la figure 6b. Après polymérisation UV, microhydrogels Janus contenant deux colorants ont été synthétisés avec succès, illustré à la figure 6c. Ces résultats révèlent que le microhydrogel Janus pourrait être appliqué comme hydrophiles supports matériels organophiles / double.
Figure 6: Janus Microhydrogels avec organophile / Hydrophile Loading Capability (a) des propriétés de dissolution des solutions de monomères N-riches et N-pauvres.. colorants liposolubles et hydrosolubles fortement preferred se dissoudre dans les solutions de monomères riches en azote et la N-pauvres, respectivement. (B) Production de microgouttelettes Janus contenant des colorants liposolubles et hydrosolubles sans mélange transversal. (C) microhydrogels polymérisé Janus contenant des colorants liposolubles et hydrosolubles. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
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Discussion
Deux matériaux de base non miscibles sont généralement utilisés pour synthétiser les microhydrogels Janus. Jusqu'à récemment, microhydrogels Janus composé de la même matière de base ont été rarement signalés et les microhydrogels rapportés Janus n'a pas eu une morphologie interne claire en raison de la perturbation causée par la miscibilité des matériaux constitutifs. 35, 36 Dans ce protocole, nous démontrons une méthode pour synthétiser microhydrogels Janus composées entièrement de la matière de base unique, PNIPAAm, avec une structure bien compartimentée.
Comme une étape essentielle pour synthétiser les microhydrogels Janus, nous avons introduit le phénomène de séparation de phase de la solution sursaturée du monomère NIPAAm. Les solutions de phase riches en azote et la N-pauvres recueillies à partir du phénomène de séparation de phases ne sont pas miscibles, et la perturbation entre la phase riche en N et N-pauvre est presque négligeable. Cette immiscibilité des phases N-riches et N-pauvres dans les microgouttelettes Janus était maintained dans la MMPB et la morphologie des microhydrogels Janus a été conservée, même après la polymérisation.
Nous avons appliqué la MMPB comme une méthode pour synthétiser les microhydrogels Janus parce que le protocole permet à la production facile de microhydrogels Janus monodisperses avec un taux de 10 5 Janus microhydrogels par heure. La MMPB nouvellement conçu dans ce travail a été correctement fabriqué pour produire microhydrogels Janus avec des tailles dans l'ordre d'une centaine de micromètres; conceptions futures de MMPB peut être en mesure de produire microhydrogels Janus d'une taille plus petite.
Une étude plus poussée des microhydrogels Janus a révélé deux caractéristiques distinctes provenant de différentes concentrations NIPAAm dans les phases N-riches et N-pauvres. Tout d'abord, les microhydrogels Janus composées de différentes concentrations NIPAAm présentaient des comportements sensibles à la chaleur anisotropes en réponse à la variance de la température. Le rapport du monomère au réticulant est bien connu de l'extrêmecte influencer le degré de gonflement d'un hydrogel 37 La quantité de molécules NIPAAm dans la phase riche en N est généralement beaucoup plus élevée que dans la N-pauvre en phase. Par conséquent, le monomère réticulant rapport à la phase de N-riche est supérieure à celle de l'extrémité N-pauvre phase où une concentration identique de l'agent de réticulation est utilisée pour les deux phases. Par conséquent, la partie PN riche de l'hydrogel Janus subit un changement de volume plus important par rapport à la PN-partie pauvre en réponse aux changements de température. Deuxièmement, les microhydrogels Janus présentaient une capacité de chargement organophile / hydrophile sans mélange transversal. Le colorant liposoluble est bien dissous dans la N-solution riche en monomère tandis que le colorant soluble dans l'eau est bien dissous dans la solution de monomère N-pauvre. Les propriétés de dissolution contrastées des solutions de monomères riches en azote et la N-pauvres sont dérivés des différences dans la disponibilité des molécules d'eau libres restants après l'interaction avec les molécules NIPAAm dans chaque solution de monomère. Parce qu'il possEsses un nombre comparable plus élevé de molécules d'eau restant libres que la N-riche solution de monomère, la solution de monomère N-pauvre peut facilement dissoudre les molécules polaires hydrophiles dans le colorant soluble dans l'eau. En revanche, un colorant soluble dans l'eau présentait une faible solubilité dans la solution de monomères riches en azote, ce qui ne peut interagir avec quelques molécules d'eau libre. Par conséquent, les solutions de monomères riches en azote et la N-pauvres ont donné des résultats opposés lorsqu'ils sont mélangés avec un colorant liposoluble. Les microhydrogels Janus synthétisées peuvent être utilisés comme hydrophiles porteurs organophiles / double matériau avec une morphologie interne compartimentée sans mélange transversal.
Application future
Les nouvelles caractéristiques de microhydrogels Janus peuvent être utilisés pour développer des microparticules fonctionnelles et de réaliser de multiples médicaments encapsulation. Nous pensons que le protocole de synthèse pour ces microhydrogels Janus basé sur la séparation de phase du NIPAAm sursaturée introduit un roman material plate-forme avec le potentiel pour la synthèse avancée de microhydrogels multi-fonctionnels Janus.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Silicon wafer | LG Siltron | 4", Test grade | Wafer for master mold fabrication |
| Acetone | Samchun Pure Chemical | A0097 | Cleaning silicon wafer |
| Isopropyl alcohol (IPA) | Daejung Chemicals & Metals | 5035-4404 | Cleaning silicon wafer |
| Water purification system | Merck Millipore | EMD Millipore RIOs Essential 5 | Prepering deionized water |
| O2 plasma machine | Femto Science | VITA-A | Cleaning silicon wafer |
| SU-8 2150 negative photoresist | MicroChem | Y111077 0500L1GL | Photoresist for master mold fabrication |
| Hot plate | Misung Scientific | HP330D, HP150D | Baking SU-8 |
| SU-8 developer | Microchem | Y020100 4000L1PE | Developing SU-8 |
| Mask aligner system for photolithograpy | Shinu Mst Co. | CA-6M | Photolithography |
| Sylgard 184 silicone elastomer kit | Dow Corning | 1064891 | PDMS casting |
| Laboratory Corona Treater | Electro-technic Products Inc. | Model BD-20AC | PDMS air plasma treatment |
| N-isopropylacrylamide (NIPAAm) | Sigma-Aldrich | 415324-50G | Monomer |
| N,N'-methylenebisacrylamide (MBAAm) | Sigma-Aldrich | 146072-100G | Crosslinker of NIPAAm |
| 4-(2-hydroxyethoxy)phenyl-(2-hydroxy-2-propyl)ketone, Irgacure 2959 | BASF | 55047962 | Photoinitiator of NIPAAm |
| ABIL EM 90 | Evonik Industries | 201109 | Sufactant for oil |
| Vortex mixer | Scientific Industries Inc. | Vortex-Genie 2 | Mixing |
| Tygon tubing | Saint-Gobain | I.D. 1/32", O.D. 3/32", Wall 1/32" | Connecting tube between syringes and HFMD |
| UV light source | Hamamatsu | Spot light source LC8 | Polymerization from NIPAAm to PNIPAAm |
| Syringes, NORM-JECT (3 ml) | Henke-Sass Wolf GmbH | 22767 | Loading of materials |
| Syringe pump | KD Scientific | KDS model 200 | Perfusion of materials |
| Tegitol Type NP-10 | Sigma-Aldrich | NP10-500ML | Surfactant for water |
| Oil red O | Sigma-Aldrich | O0625-25G | Dye for N-rich phase |
| Oil Blue N | Sigma-Aldrich | 391557-5G | Dye for N-rich phase |
| Yellow food dye | Edentown F&B | NA | Dye for N-poor phase |
| Green food dye | Edentown F&B | NA | Dye for N-poor phase |
| Power supply | Agilent | E3649A | Power source for thermoelectric module |
| Thermoelectric module | Peltier | FALC1-12710T125 | Temparature control |
| Centrifuge machine | Labogene | 1248R | Settling down microhydrogels |
| 24-well plate | SPL Life Sciences | 32024 | Reservoir for observation |
| Optical microscope | Nikon | ECLIPSE 80i | Optical observation |
| Image analysis software | IMT i-Solution Inc. | iSolutions DT | Measurement of radius |
References
- Hoffman, A. S. Hydrogels for biomedical applications. Adv. Drug Delivery Rev. 54 (1), 3-12 (2002).
- Qiu, Y., Park, K. Environment-sensitive hydrogels for drug delivery. Adv. Drug Delivery Rev. 53 (3), 321-339 (2001).
- Hirokawa, Y., Tanaka, T. Volume phase transition in a nonionic gel. J. Chem. Phys. 81 (12), 6379-6380 (1984).
- Bae, Y. H., Okano, T., Hsu, R., Kim, S. W. Thermo-sensitive polymers as on-off switches for drug release. Macromol. Rapid Commun. 8 (10), 481-485 (1987).
- Yoshida, R., et al. Comb-type grafted hydrogels with rapid deswelling response to temperature changes. Nature. 374 (6519), 240-242 (1995).
- Tanaka, T. Collapse of gels and the critical endpoint. Phys. Rev. Lett. 40 (12), 820-823 (1978).
- Tanaka, T., et al. Phase transitions in ionic gels. Phys. Rev. Lett. 45 (20), 1636-1639 (1980).
- Zhao, Y. L., Stoddart, J. F. Azobenzene-based light-responsive hydrogel system. Langmuir. 25 (15), 8442-8446 (2009).
- Alvarez-Lorenzo, C., Bromberg, L., Concheiro, A. Light-sensitive intelligent drug delivery systems. Photochem. Photobiol. 85 (4), 848-860 (2009).
- Tanaka, T., Nishio, I., Sun, S. T., Ueno-Nishio, S. Collapse of gels in an electric field. Science. 218 (4571), 467-469 (1982).
- Kwon, I. C., Bae, Y. H., Kim, S. W. Electrically credible polymer gel for controlled release of drugs. Nature. 354 (6351), 291-293 (1991).
- Obaidat, A. A., Park, K. Characterization of protein release through glucose-sensitive hydrogel membranes. Biomaterials. 18 (11), 801-806 (1997).
- Kataoka, K., Miyazaki, H., Bunya, M., Okano, T., Sakurai, Y. Totally synthetic polymer gels responding to external glucose concentration: their preparation and application to on-off regulation of insulin release. J. Am. Chem. Soc. 120 (48), 12694-12695 (1998).
- Heskins, M., Guillet, J. E. Solution properties of poly(N-isopropylacrylamide). J. Macromol. Sci. Part A Pure Appl. Chem. 2 (8), 1441-1455 (1968).
- Sasaki, S., Okabe, S., Miyahara, Y. Thermodynamic properties of N-isopropylacrylamide in water: solubility transition, phase separation of supersaturated solution, and glass formation. J. Phys. Chem. B. 114 (46), 14995-15002 (2010).
- Bromberg, L., Alakhov, V. Effects of polyether-modified poly(acrylic acid) microgels on doxorubicin transport in human intestinal epithelial Caco-2 cell layers. J. Controlled Release. 88 (1), 11-22 (2003).
- Coughlan, D. C., Quilty, F. P., Corrigan, O. I. Effect of drug physicochemical properties on swelling/deswelling kinetics and pulsatile drug release from thermoresponsive poly(N-isopropylacrylamide) hydrogels. J. Controll. Release. 98 (1), 97-114 (2004).
- Bergbreiter, D. E., Case, B. L., Liu, Y. S., Caraway, J. W. Poly(N-isopropylacrylamide) soluble polymer supports in catalysis and synthesis. Macromolecules. 31 (18), 6053-6062 (1998).
- Lapeyre, V., Gosse, I., Chevreux, S., Ravaine, V. Monodispersed glucose-responsive microgels operating at physiological salinity. Biomacromolecules. 7 (12), 3356-3363 (2006).
- Hoare, T., Pelton, R. Engineering glucose swelling responses in poly(N-isopropylacrylamide)-based microgels. Macromolecules. 40 (3), 670-678 (2007).
- Xu, S., Zhang, J., Paquet, C., Lin, Y., Kumacheva, E. From hybrid microgels to photonic crystals. Adv. Funct. Mater. 13 (6), 468-472 (2003).
- Clarke, J., Vincent, B. Stability of non-aqueous microgel dispersions in the presence of free polymer. J. Chem. Soc., Faraday Trans. 1. 77 (8), 1831-1843 (1981).
- Mears, S. J., Deng, Y., Cosgrove, T., Pelton, R. Structure of sodium dodecyl sulfate bound to a poly (NIPAM) microgel particle. Langmuir. 13 (7), 1901-1906 (1997).
- Shah, R. K., Kim, J. W., Agresti, J. J., Weitz, D. A., Chu, L. Y. Fabrication of monodisperse thermosensitive microgels and gel capsules in microfluidic devices. Soft Matter. 4 (12), 2303-2309 (2008).
- Jack, C. R., Forbes, G., Dewanjee, M. K., Brown, M. L., Earnest, F. Polyvinyl alcohol sponge for embolotherapy: particle size and morphology. Am. J. Neuroradiol. 6 (4), 595-597 (1985).
- Derdeyn, C. P., Moran, C. J., Cross, D. T., Dietrich, H. H., Dacey, R. G. Polyvinyl alcohol particle size and suspension characteristics. Am. J. Neuroradiol. 16 (6), 1335-1343 (1995).
- Han, K., et al. Effect of flow rates on generation of monodisperse clay-poly(N-isopropylacrylamide) embolic microspheres using hydrodynamic focusing microfluidic device. Jpn. J. Appl. Phys. 50 (6), 06-12 (2011).
- Seo, K. D., Doh, J., Kim, D. S. One-step microfluidic synthesis of Janus microhydrogels with anisotropic thermo-responsive behavior and organophilic/hydrophilic loading capability. Langmuir. 29 (49), 15137-15141 (2013).
- Seo, K. D., Kim, D. S. Microfluidic synthesis of thermo-responsive poly(N-isopropylacrylamide)-poly(ethylene glycol) diacrylate microhydrogels as chemo-embolic microspheres. J. Micromech. Microeng. 24 (8), 085001 (2014).
- Seo, K. D., Kwak, B. K., Kim, D. S., Sánchez, S. Microfluidic-assisted fabrication of flexible and location traceable organo-motor. IEEE Trans. Nanobiosci. 14 (3), 298-304 (2015).
- Seo, K. D., Kim, D. S., Sánchez, S. Fabrication and application of complex-shaped microparticles via microfluidics. Lab Chip. , (2015).
- Shah, R. K., Kim, J. W., Weitz, D. A. Janus supraparticles by induced phase separation of nanoparticles in droplets. Adv. Mater. 21 (19), 1949-1953 (2009).
- Lone, S., et al. Microfluidic synthesis of Janus particles by UV-directed phase separation. Chem. Commun. 47 (9), 2634-2636 (2011).
- Hauber, K., Drier, T., Beebe, D. PDMS bonding by means of a portable, low-cost corona system. Lab chip. 6 (12), 1548-1549 (2006).
- Nisisako, T., Torii, T., Takahashi, T., Takizawa, Y. Synthesis of monodisperse bicolored Janus particles with electrical anisotropy using a microfluidic co-flow system. Adv. Mater. 18 (9), 1152-1156 (2006).
- Seiffert, S., Romanowsky, M. B., Weitz, D. A. Janus microgels produced from functional precursor polymers. Langmuir. 26 (18), 14842-14847 (2010).
- Peppas, N. A., Hilt, J. Z., Khademhosseini, A., Langer, R. Hydrogels in biology and medicine: from molecular principles to bionanotechnology. Adv. Mater. 18 (11), 1345-1360 (2006).
