Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Järnklorid-inducerad Trombos musmodell på Carotid Artery och tarmkäx Vessel

doi: 10.3791/52838 Published: June 29, 2015

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Studiet av de mekanismer som är involverade i utvecklingen av trombos och utvärdera effektiviteten av antitrombotiska läkemedel kräver väletablerad experimentella djurmodeller. Stora djurmodeller var de första att använda eftersom de ger stora fartyg mer lika människor än gnagare 1. Men höga kostnader, de större anläggningar som krävs och svårigheten att manipulera dem genetiskt finns stora nackdelar med deras användning och stora djur är nu begränsad till sena prekliniska studier gång preliminära tester på gnagare har gett entydiga resultat 2. Med stora tillgången av transgena och knockout stammar och deras lilla storlek som minimerar mängden antitrombotiska läkemedel som krävs för in vivo-testning, möss används främst för trombos forskning. Därför har flera modeller av trombotiska störningar utvecklats hos möss 3.

Många etablerade trombosmodeller störa Intimett skikt av kärlväggen, följt av exponering av sub endoteliala extracellulära matrisen till blodflödet inducera bildning av blodproppar 4. Den tromber kan resultera från exponering av kollagen som utlöser trombocyter aktivering och / eller från exponering av vävnadsfaktor som aktiverar koagulationskaskaden 5. Flera tekniker används därefter för att uppnå den initiala kärlskada. Pierangeli et al. Utvecklat en mekanisk störning modell med en mikro verktyget på lårbensvenen 6. Kikushi et al., Beskrivs en modell som består i administration av en bild reaktiv förening (Rose Bengal), som ansamlas i lipiddubbelskiktet i endoteliala celler följt av den specifika excitering av kärlväggen av intresse med grönt ljus (540 nm) 7. Skadan kan också induceras genom en kort högintensiv puls laserbelysning 8. En annan teknik för det första fastställts på halspulsådern hos råttorbestår i lokal applicering av ferriklorid (FeCl3) 9. I detta fall är de kärl denudation resultat från fria radikaler som genereras av FeCl3 som förorsakar lipidperoxidation och destruktion av endotelceller 10. Skadan leder till uttryck av flera adhesionsmolekyler utlöser trombocytvidhäftning och -aggregation samt leukocyter rekrytering. Det har visats att leukocyter, särskilt neutrofiler, spelar en avgörande roll i aktiveringen av blodkoagulationskaskaden leder till trombos 11. Denna metod är väl lämpad att återge koagulationskaskaden; Utredarna måste hålla i minnet att det i denna musmodell är trombos typiskt induceras hos friska kärl medan trombos hos människor främst förekommer i sjuka t.ex.. aterosklerotiska kärl.

Eftersom denna modell är mycket enkel att implementera och är också effektivt i möss, är det nu används mest trombos lägel för små djur in vivo-studier. Dessutom erbjuder denna teknik möjligheten att inducera bildningen av tromber i ett antal olika kärl. Target fartyg kan vara artärer eller vener med stor diameter (carotid, lårbens, hålvenen) eller liten diameter (krös, cremaster) 12-14. På senare tid har det också används på den proximala mellersta cerebralartären för att utveckla en modell för stroke 15. Det trombosbildning kan observeras direkt genom intravital mikroskopi efter fluorescensmärkning av trombocyter och leukocyter eller övervakas genom mätning av blodflödesminskning med en temperatursond eller en dopplersond 12,16,17. Flera parametrar såsom ocklusion tid, trombbildning tid eller trombstorleken kan sedan undersökas. De fysiologiska skillnader mellan fartygen undersökte medför betydande variationer i tromber erhållits. Därför utredare väljer oftast målkärlet enligt parametrar som de vill measure och / eller sjukdomen inställning de vill undersöka. Vanligtvis är den modell på halspulsådern mer relevant för forskning om aterotrombos i samband med hjärtinfarkt eller stroke, medan studier på hålvenen är mer relevanta för forskning om djup ventrombos. Tillgängligheten av de olika fartygen avgör också den metod som används för att mäta blodproppar tillväxt. Till exempel, de mesenteriska fartyg är lätta att komma åt att göra denna modell väl lämpad för intravital mikroskopisk observation och studiet av dynamiken i blodproppsbildning. Den halspulsådern är mindre tillgänglig men större möjliggör blodflödesmätningar och ger en utmärkt modell för att studera ocklusiv trombos.

Den järnklorid inducerade trombos modell har gett enorma framsteg i förståelsen av denna patologi. Det har använts i många studier som fokuserar på rollen som von Willebrand-faktor i trombosbildning 18,19. I kombination med genetisk modificering tekniker, har det tillät identifieringen av många specifika genen involverad i trombotiska störningar. Lamrani et al., till exempel har visat att en knock-in för JAK2 V617F genen är associerad med en accelererande bildning av instabila koagel 20. Zhang et al. Har undersökt fysiologiska konsekvenserna av P2Y12 trombocytreceptor det och visade att transgena möss som överuttrycker specifikt denna receptor i blodplättar endast visade en snabbare och stabilare blodproppsbildning i mesenterica skadade med FeCl3 21. Den avgörande roll vävnadstyp (tPA) och urokinas-plasminogenaktivator (uPA) i processen fibrinnedbrytningsprodukter har också undersökts i denna metod 22. Dessutom denna modell ger också ett enkelt och exakt sätt att testa de fibrinolytiska kapaciteten hos många nya läkemedel in vivo. Exempelvis har Wang et al., Används denna modell för the prekliniska validering av en ny rekombinant plasminogenaktivator riktad mot aktiverade blodplättar 23. Denna metod gjorde det också möjligt validering av terapeutiska proteiner isolerade från saliv av fästingar, vampyr fladdermöss, och myggor eller från giftet av ormar med särskild identifiering av målet 24-27. Dessa exempel visar mångsidigheten hos den järnklorid modellen. I den här artikeln fokuserar vi på två metoder och studera järnklorid inducerad trombos på två olika fartygstyp; mesenteriska fartyg och halspulsådern.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Alla experiment på djur har godkänts av Alfred medicinsk forskning och utbildning Precinct Animal etikkommitté (E / 1534/2015 / B). Alla kirurgiska manipulationer utfördes under full narkos och djuren inte upplever smärta vid något skede. Alla beskrivna experimenten är icke-återhämtning.

1. Förberedelse

  1. Skär tunna band av filterpapper (1 mm x 2 mm).
  2. Färskt framställa två lösningar av ferriklorid av 4% (vikt / volym) och 6% (vikt / vol) utspäddes i avjoniserat vatten. Bered rodamin 6G lösning 0,3% i PBS, filtreras genom 0,22 um.
  3. Skär en liten bit (5 mm x 1 cm) från vit plast sprut omslag.

2. tarmkäx arteriole blodproppsbildning observerats av Intravital mikroskopi

  1. Väg en 10-12 veckor gamla C57BL / 6 vildtyps mus och söva enlighet med en blandning av ketamin (100 mg / kg) och xylazin (10 mg / kg) även om intraperitoneal injektion. Övervaka djup anestesi med svar på tå, svans och / eller hud nypa, reaktivitet från ögon- och ögonlocks nypa, och frånvaro av whiskers rörelse. Om så är nödvändigt, injicera en andra dos av ketamin (50 mg / kg) för att upprätthålla anestesi av djuret. Applicera veterinär salva på ögonen för att förhindra torrhet under narkos. Placera musen i en liten petriskål placerad på en värmedyna justerades till 37 ° C.
    OBS: Även om IP-injektion kan resultera i smärta för djuren, kommer varaktigheten av detta obehag vara minimal (mindre än 3 sek). Smärta och obehag i samband med injektioner kommer att minimeras med hjälp av erfarna och kompetenta personal och lämplig st (25 G). Efter alla förfaranden, avliva alla djur med hjälp av en överdos av ketamin och xylazin följt av halsdislokation.
  2. Utför en buken mittlinjen snitt på ca 3 cm i huden och försiktigt skära bukhinnan.
  3. Placera musen på den sida av PETri skålen försiktigt exteriorize sina tarmar och försiktigt sprida tarmkäxet med 2 bomullspinnar för att få ett lämpligt kärl till ytan av petriskål. Torka ordentligt med en delikat torkare.
    OBS: För att begränsa den fria rörligheten för de mesenteriska fartyg får Papaverin användas för att inhibera tarm peristaltiken.
  4. Blöt svansen på musen i varmt vatten för att vidga kärlen och injicera 30 pl Rhodamine 6G (0,3%) i svansvenen av musen med en 29 G spruta för att märka leukocyter och trombocyter.
  5. Placera petriskål under ett inverterat mikroskop och fokusera på den valda arteriol hjälp av ljusa fältet kanalen.
  6. Blötlägg ett band av filterpapper med 6% (w / v) järn (III) klorid och tillämpa filterpapper på arteriole med två pincett; den första för att hålla filterpapper, den andra en för att försiktigt trycka den på området av intresse. Beakta trombbildning i den första 10 sek till följd av avsättningen av filterpapper.
    OBS: Det är ganska kommpå att skada omgiven mikrovaskulaturen och precisionen hos avsättningen av filterpapper och försiktigt trycket är därför viktigt att begränsa denna fråga.
  7. Beakta trombbildning genom fluorescensmikroskopi (TRITC kanal: toppexcitering 557 nm, toppemission 576 nm), genom filterpapperet. Observera cirkulerande leukocyter och blodplättar som har tagit upp Rhodamine 6G och deras sammanläggning i tromben är därför lätt att identifiera.
  8. Ta filterpapper av efter en min av exponering för järn (III) klorid och fortsätta att övervaka bildningen av tromben. Tvätta kärlet med PBS.
  9. Observera och registrera den dynamiska bildandet av tromben markeras med märkning av blodplättar och leukocyter med Rhodamine 6G. Fånga bilder och mäta storleken på tromben. De häri presenterade bilder erhölls med en inverterad intravital mikroskop, men ett mål 4X i TRITC fluorescenskanalen.
  10. Ffter alla förfaranden, euthanize djur med användning av en överdos av ketamin och xylazin följt av cervikal dislokation.

3. Carotid Artery trombbildning Bedöms av blodflöde hastighetsmätning

  1. Väg en 10-12 veckor gamla C57BL / 6 mus och söva enlighet med en blandning av ketamin (100 mg / kg) och xylazin (10 mg / kg) även om intraperitoneal injektion. Applicera veterinär salva på ögonen för att förhindra torrhet under narkos.
  2. Fäst mus under ett operationsmikroskop med användning av tejp på ben, på en värmedyna justerades till 37 ° C.
  3. Gör en liten kudde av en torkare och tejpa fast den under huvudet av musen för att höja huvudet lätt. Använd en tråd slinga med tång för att dra nosen ner (använd övre tänder). Detta kommer att utsätta området för halspulsådern för enkel åtkomst.
  4. Utför en liten 5 mm djupt snitt i huden direkt nedanför käken, ner till bröstbenet.
  5. Dissekera faScia och isolera ett fragment av antingen vänster eller höger gemensamma halspulsådern ovanför förgreningen.
  6. Försiktigt införa pincett i-mellan artären och nerven att skilja dem åt. Stör ej nerven kör nära artären och undvik att röra för mycket av halspulsådern, eftersom det kan orsakar skador på fartyget. Isolera en sektion av en minst 5 mm av artären.
  7. Torka området av artären korrekt med torkare för att undvika att någon vätska interfererar med FeCl3.
  8. Sätt den lilla vita plastbiten under isolerad del av den gemensamma hals så FeCl3 inte dra i omgivande vävnader. För detta ändamål, använda en andra pincett för att föra bit till den första sedan långsamt skjut plastpapper under artären.
  9. Blöt en stycke filterpapper med 4% (vikt / volym) eller 6% (vikt / volym) ferriklorid och placera det runt artären.
  10. Efter 3 min exponering, ta av filterpapper, skölj med PBS och torka området wed vindrutetorkare.
  11. Placera Doppler flödessond runt fartyget på det skadade området och börja spela in de förändringar i flödet. I den friska gemensamma hals av vuxna möss, är flödet vanligtvis runt en ml / min. Varning! kontakt av proben med ferriklorid skadar sonden så någon kontakt bör undvikas. De häri presenterade data erhölls med en Transonic System Inc. Flödesmätare, TS420 perivaskulär modul utrustad med en Nano Doppler flödessond 0,5 PBS.
    OBS: Koncentrationen av ferriklorid kan modifiera kinetiken av trombbildning resulterar i olika ocklusion tider. Sålunda, en exponering för 6% (vikt / volym) järnklorid ger en snabbare ocklusion än exponering för 4% (vikt / volym) ferriklorid.
  12. Efter alla förfaranden, avliva alla djur med hjälp av en överdos av ketamin och xylazin följt av halsdislokation och rengör noggrant Doppler sonden.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Den fluorescerande intravital mikroskopi observation av tarmkäxet kommer att avslöja ansamling av Rhodamine 6G märkta trombocyter och leukocyter längs kärlväggen skadas av FeCl3. Den gradvisa bildningen av en partiell tromb övervakas i en 200 | am tarmkäxet kärlet (fig 1). En tromb visas långsamt och är tydligt identifierbara efter den första minuten av exponering för FeCl3 (Figur 1, t = 60 sekunder). 40 sekunder efter avlägsnandet av filterpapper indränkt med FeCl3, den trombos snabbt utvecklas och är äntligen närvarande på väggen i hela avsnittet fartyget (Figur 1, t = 100 sek).

Figur 1
Figur 1:. Tromb tillväxt observeras av fluorescerande Intravital mikroskopi på en mesenterium Vessel bilder togs vid 15 sek, 60sek och 100 sek efter avsättningen av filterpapper indränkt med 6% (vikt / volym) FeCl3-lösning. Filterpapperet avlägsnades efter 60 sekunder av exponering. Leukocyter och trombocyter märktes genom för-injektion av Rhodamine 6G (0,5% vikt / volym). Röda pilar indikerar trombocyter / leukocyter aggregat. Skala bar 200 nm. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

En intra-hals tromb induceras genom tillämpning av ett filterpapper indränkt i FeCl3 lösning kring ett isolerat halspulsådern och förändringarna i blodflödet nedströms skadan är inspelad med en Doppler flödessond (Figur 2). En övergripande konstant blodflöde runt 1,1 ml / min mäts i den icke-skadade halspulsådern. Efter en tre minuters exponering av kärlet med ett filterpapper indränkt i 4% (vikt / volym) FeCl3-lösning, är en ocklusiv tromb obtained med en ocklusion tid av 13 min och 30 s efter början av exponeringen. Efter en 3 min exponering med ett filterpapper indränkt i 6% (vikt / volym) FeCl3, är en ocklusiv tromb erhölls med en ocklusion tid av 9 minuter och 30 sekunder efter början av exponeringen.

Figur 2
Figur 2. Representativa Sändningar av blodflöde genom karotidartären efter FeCl 3 Skada. Blodflöde mättes med en Doppler-flödessond placerades på karotidartären strax nedströms filterpapper indränkt med 4% (vikt / volym) eller 6% ( vikt / volym) FeCl3. Filterpapperet avlägsnades efter 3 min av exponering. Som kontroll blodflöde erhölls genom mätning av den friska karotidartären.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Den järnklorid inducerade trombos modell är ett utmärkt forskningsverktyg. Som visas i denna studie, är det extremt lätt att genomföra och när de används i kombination med intravital mikroskopi eller Doppler flödesmätare, ger det en bra realtidsövervakning av blodproppsbildning. Ställa in exponeringstiden och koncentrationen av FeCl3, erbjuder det också möjlighet att producera antingen icke-ocklusiva eller ocklusiva tromber.

Emellertid har denna metod också vissa begränsningar. I halspulsådern, är den stora nackdelen att även om ocklusion tid effektivt kan modifieras, reproducerbarheten av modellen fortfarande för svag för att exakt kontrollera trombstorleken och tillväxthastighet 10. Flera grupper har arbetat på en standardisering av modellen 28,29. Owens et al., föreslog att tillförlitlig och reproducerbar ocklusion tid kan erhållas med metoder och genom att reducera alla variations faktorer som åldermössen, den genetiska bakgrunden av mössen, anestesi utnyttjas, med förfarandet för att ferriklorid utläggning och koncentrationen av den ferrikloridlösning 28. Doppler sonden i sig har också vissa begränsningar med en viss grad av bakgrundssignal närvarande, vilka kan påverka bestämningen av ocklusion. Blodflödet kan också ändras genom bildandet av instabila tromber.

På mesenterial fartyget, kan reproducerbarhet påverkas av storleken på det fartyg som varierar mer än halspulsåder och förekomsten av fett som kan minskar omfattningen av skadan. Det har rapporterats att tromber erhålls varierar beroende på storleken av kärlväggen skada som kan hindra att endotel kasta eller också påverka glatta muskelceller i media skiktet 30. Den laserbestrålning modellen utgör ett bra alternativ av ferriklorid modell som ger en bättre reproducerbarhet 8. Det är emellertid begränsad till små fartyg som är öppna nog för att möjliggöra penetration av lasern. Det bör också märkt att i denna modell, är endotelceller förstörts efter ferriklorid applikation och det är därför inte lämplig för studier av rollen av endotelceller. Det är emellertid möjligt att ersätta det ferriklorid genom kalciumjonofor för erhållande av en svagare skada, begränsad till aktivering av endotelet 31.

En annan begränsning hos denna modell är att det inte är lämpligt att studera långsiktiga utvecklingen av sjukdomen. För att uppfylla detta krav, har Boulaftali et al. Utvecklat rygg skinfold kammare som möjliggör övervakning av samma tromben under flera veckor 32. Denna teknik är särskilt väl lämpad för att undersöka effekterna av trombolytiska läkemedel enligt tromben mognad. I denna studie var proppen åldrande visat sig försämra den lytiska verkan av en rekombinant form av tissue plasminogenaktivator, som för närvarande är den gyllene standarden för trombolytiska läkemedel för humant bruk.

Trots vissa nackdelar som måste tas i beaktande, är FeCl3 modellen relevanta för studien av mänskliga trombos. Kompositionen av den erhållna tromber har analyserats på histologisk sektion och närvaron av trombocyter, fibrin och röda blodkroppar har identifierats i det intra-karotid tromber 33. Dessutom, eftersom aterotrombotisk sjukdom antas initieras av oxidation av lipoproteiner, förmå kärlskada men en oxido-reduktionsreaktion av FeCl3 modellen är mer benägna att efterlikna patofysiologi av den mänskliga sjukdomen än en mekanisk, fotokemisk eller laser inducerad skada 34.

Tromben bildas även järnklorid har också beskrivits vara känsliga för både antikoagulantia och trombocythämmande läkemedel. Heparin och Clopidogrel till exempel har varit reported att förlänga ocklusion tiden av tromber bildas i halspulsådern 29. Administrering av en rekombinant form av hirudin har förlängde signifikant trombosbildning tid på tarmkäxet mikrovaskulaturen 17. Därför ger järnklorid modell utmärkta insikter i trombos och är ett mycket viktigt instrument för den prekliniska validering av nya trombolytisk, antikoagulerande och trombocythämmande läkemedel.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Acknowledgments

Författarna vill tacka för teknisk support från Joy Yao och Dr. Karen Alt, liksom finansiering från NHMRC och NHF.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Whatman chromatography paper GE Healthcare 3030917
Iron (III) chloride 40% (w/v) VWR 24212.298
Rhodamine 6G Sigma R4127
Inverted microscope  Olympus IX81
Digital black-and-white camera  Olympus XM10
Doppler flowmeter Transonic TS420
Nano-doppler flow probe Transonic 0.5 PBS
Ketamine Hospira  0409-2051-05
Xylazine (Rampun) Bayer 75313 
Petri dish Sarstedt 82.1472
Insulin syringe (29 G) BD Ultra-Fine 326103
Cotton tipped applicators BSN medical 211827A
Dynek dysilk sutures Dynek Pty Ltd CS30100
Dulbecco's phosphate buffer saline (PBS) Gibco life technologies 21600-069
Heating pad Kirchner T60

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Leadley, R. J., Chi, L., Rebello, S. S., Gagnon, A. Contribution of in vivo models of thrombosis to the discovery and development of novel antithrombotic agents. J Pharmacol Toxicol Methods. 43, (2), 101-116 (2000).
  2. Johnson, G. J., Griggs, T. R., Badimon, L. The utility of animal models in the preclinical study of interventions to prevent human coronary artery restenosis: analysis and recommendations. On behalf of the Subcommittee on Animal, Cellular and Molecular Models of Thrombosis and Haemostasis of the Scientific and Standardization Committee of the International Society on Thrombosis and Haemostasis. Thromb Haemost. 81, (5), 835-843 (1999).
  3. Day, S. M., Reeve, J. L., Myers, D. D., Fay, W. P. Murine thrombosis models. Thromb Haemost. 92, (3), 486-494 (2004).
  4. Sachs, U. J. H., Nieswandt, B. In vivo thrombus formation in murine models. Circ Res. 100, (7), 979-991 (2007).
  5. Furie, B., Furie, B. C. Mechanisms of thrombus formation. N Engl J Med. 359, (9), 938-949 (2008).
  6. Pierangeli, S. S., Liu, X. W., Barker, J. H., Anderson, G., Harris, E. N. Induction of thrombosis in a mouse model by IgG, IgM and IgA immunoglobulins from patients with the antiphospholipid syndrome. Thromb Haemost. 74, (5), 1361-1367 (1995).
  7. Kikuchi, S., Umemura, K., Kondo, K., Saniabadi, A. R., Nakashima, M. Photochemically induced endothelial injury in the mouse as a screening model for inhibitors of vascular intimal thickening. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 18, (7), 1069-1078 (1998).
  8. Rosen, E. D., Raymond, S., et al. Laser-induced noninvasive vascular injury models in mice generate platelet- and coagulation-dependent thrombi. Am J Pathol. 158, 1613-1622 (2001).
  9. Kurz, K. D., Main, B. W., Sandusky, G. E. Rat model of arterial thrombosis induced by ferric chloride. Thromb Res. 60, (4), 269-280 (1990).
  10. Eckly, A., Hechler, B., et al. Mechanisms underlying FeCl3-induced arterial thrombosis. J Thromb Haemost. 9, (4), 779-789 (2011).
  11. Darbousset, R., et al. Involvement of neutrophils in thrombus formation in living mice. Pathol Biol (Paris). 62, (1), 1-9 (2014).
  12. Denis, C., Methia, N., et al. A mouse model of severe von Willebrand disease: defects in hemostasis and thrombosis). Proc Natl Acad Sci U S A. 95, (16), 9524-9529 (1998).
  13. Wang, X., Hagemeyer, C. E., et al. Novel single-chain antibody-targeted microbubbles for molecular ultrasound imaging of thrombosis: validation of a unique noninvasive method for rapid and sensitive detection of thrombi and monitoring of success or failure of thrombolysis in mice. Circulation. 125, (25), 3117-3126 (2012).
  14. Wang, X., Smith, P. L., Hsu, M. -Y., Ogletree, M. L., Schumacher, W. A. Murine model of ferric chloride-induced vena cava thrombosis: evidence for effect of potato carboxypeptidase inhibitor. J Thromb Haemost. 4, (2), 403-410 (2006).
  15. Karatas, H., Erdener, S. E., et al. Thrombotic distal middle cerebral artery occlusion produced by topical FeCl(3) application: a novel model suitable for intravital microscopy and thrombolysis studies. J Cereb Blood Flow Metab. 31, (6), 1452-1460 (2011).
  16. Jirousková, M., Chereshnev, I., Väänänen, H., Degen, J. L., Coller, B. S. Antibody blockade or mutation of the fibrinogen gamma-chain C-terminus is more effective in inhibiting murine arterial thrombus formation than complete absence of fibrinogen. Blood. 103, (6), 1995-2002 (2004).
  17. Dubois, C., Panicot-Dubois, L., Merrill-Skoloff, G., Furie, B., Furie, B. C. Glycoprotein VI-dependent and -independent pathways of thrombus formation in vivo. Blood. 107, (10), 3902-3906 (2006).
  18. Navarrete, A. -M., Casari, C., et al. A murine model to characterize the antithrombotic effect of molecules targeting human von Willebrand factor. Blood. 120, (13), 2723-2732 (2012).
  19. Rayes, J., Hollestelle, M. J., et al. Mutation and ADAMTS13-dependent modulation of disease severity in a mouse model for von Willebrand disease type 2B. Blood. 115, (23), 4870-4877 (2010).
  20. Lamrani, L., Lacout, C., et al. Hemostatic disorders in a JAK2V617F-driven mouse model of myeloproliferative neoplasm. Blood. 124, (7), 1136-1145 (2014).
  21. Zhang, Y., Ye, J., et al. Increased platelet activation and thrombosis in transgenic mice expressing constitutively active P2Y12. J Thromb Haemost. 10, (10), 2149-2157 (2012).
  22. Schäfer, K., Konstantinides, S., et al. Different mechanisms of increased luminal stenosis after arterial injury in mice deficient for urokinase- or tissue-type plasminogen activator. Circulation. 106, (14), 1847-1852 (2002).
  23. Wang, X., Palasubramaniam, J., et al. Towards effective and safe thrombolysis and thromboprophylaxis: preclinical testing of a novel antibody-targeted recombinant plasminogen activator directed against activated platelets. Circ Res. 114, (7), 1083-1093 (2014).
  24. Decrem, Y., et al. Ir-CPI, a coagulation contact phase inhibitor from the tick Ixodes ricinus, inhibits thrombus formation without impairing hemostasis. J Exp Med. 206, (11), 2381-2395 (2009).
  25. Ma, D., et al. Desmolaris, a novel factor XIa anticoagulant from the salivary gland of the vampire bat (Desmodus rotundus) inhibits inflammation and thrombosis in vivo. Blood. 122, (25), 4094-4106 (2013).
  26. Lei, X., et al. Anfibatide, a novel GPIb complex antagonist, inhibits platelet adhesion and thrombus formation in vitro and in vivo in murine models of thrombosis. Thromb Haemost. 111, (2), 279-289 (2014).
  27. Waisberg, M., et al. Plasmodium falciparum infection induces expression of a mosquito salivary protein (Agaphelin) that targets neutrophil function and inhibits thrombosis without impairing hemostasis. PLoS Pathog. 10, (9), e1004338 (2014).
  28. Owens, A. P., Lu, Y., Whinna, H. C., Gachet, C., Fay, W. P., Mackman, N. Towards a standardization of the murine ferric chloride-induced carotid arterial thrombosis model. J Thromb Haemost. 9, (9), 1862-1863 (2011).
  29. Wang, X., Xu, L. An optimized murine model of ferric chloride-induced arterial thrombosis for thrombosis research. Thromb Res. 115, (1-2), 95-100 (2005).
  30. Tseng, M. T., Dozier, A., Haribabu, B., Graham, U. M. Transendothelial migration of ferric ion in FeCl3 injured murine common carotid artery. Thromb Res. 118, (2), 275-280 (2006).
  31. Bonnard, T., et al. Leukocyte mimetic polysaccharide microparticles tracked in vivo on activated endothelium and in abdominal aortic aneurysm. Acta Biomater. 10, (8), 3535-3545 (2014).
  32. Boulaftali, Y., Lamrani, L., et al. The mouse dorsal skinfold chamber as a model for the study of thrombolysis by intravital microscopy. Thromb Haemost. 107, (5), 962-971 (2012).
  33. Konstantinides, S., Schäfer, K., Thinnes, T., Loskutoff, D. J. Plasminogen activator inhibitor-1 and its cofactor vitronectin stabilize arterial thrombi after vascular injury in mice. Circulation. 103, (4), 576-583 (2001).
  34. Li, W., McIntyre, T. M., Silverstein, R. L. Ferric chloride-induced murine carotid arterial injury: A model of redox pathology. Redox Biol. 1, (1), 50-55 (2013).
Järnklorid-inducerad Trombos musmodell på Carotid Artery och tarmkäx Vessel
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Bonnard, T., Hagemeyer, C. E. Ferric Chloride-induced Thrombosis Mouse Model on Carotid Artery and Mesentery Vessel. J. Vis. Exp. (100), e52838, doi:10.3791/52838 (2015).More

Bonnard, T., Hagemeyer, C. E. Ferric Chloride-induced Thrombosis Mouse Model on Carotid Artery and Mesentery Vessel. J. Vis. Exp. (100), e52838, doi:10.3791/52838 (2015).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter