Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Een "Patiënt-Like" Orthotope Syngene Mouse Model van Hepatocellular carcinoom metastase

doi: 10.3791/52858 Published: October 24, 2015

Summary

De metastatische verspreiding van kanker de belangrijkste oorzaak van kankersterfte. Wij bieden een uitgebreide beschrijving van ons overleven chirurgie methodologie voor de oprichting van een "patiënt-achtige" orthotoop syngeen muis modelsysteem voor het bestuderen van de mechanismen van metastase in vaste orgel tumoren.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Ethiek Verklaring
Alle dierproeven werden goedgekeurd door de Institutional Animal Care en gebruik Comite (IACUC) van Hunter College van de City University van New York.

Opmerking: Acht BALB / c muizen werden in dit experimentele procedure. Vijf BALB / c muizen werden geïmplanteerd met 5 x 10 6 BNL 1ME A.7R.1 muis hepatocellulaire carcinoomcellen de primaire tumoren. Drie BALB / c muizen zonder implantaties werden als controles. BNL 1ME A.7R.1 is een muizen leverkanker cellijn die werd afgeleid door chemische transformatie van de muizen niet-tumorigene hepatocyte cellijn BNL CL.2. BNL 1ME A.7R.1 werd verkregen van de American Type Culture Collection (ATCC).

1. Pre-operatie

  1. Zorg ervoor dat de muizen voor alle overleven operaties zijn gezond. Opdat muizen gezond inspecteren uitdrogingsverschijnselen door tenting van de huid. Gebruik geen muizen met enig bewijs van ziekte of distress in deze experimenten.
  2. Weeg muizen te zorgen dat ze niet ondergewicht. Zorg ervoor dat het gewicht is ten minste 16-20 gram.
  3. Bereid 5 × 10 6 BNL 1ME A.7R.1 muis HCC cellen voor implantatie per muis:
    1. Zuig media uit een 10 ml 60% - 70% confluent celkweek schotel van BNL 1ME A.7R.1 muis HCC cellen. Tweemaal wassen met 5 ml PBS. Voeg 2 ml trypsine om de schotel en incubeer bij 37 ° C in een bevochtigde incubator met lucht en 5% CO2 gedurende 5 min.
    2. Vervolgens Pipetteer 10 ul trypsine cellen in een hemocytometer handleiding voor celtelling onder een microscoop bij een vergroting van 10X. Tel het aantal cellen in de vier grote hoek pleinen en vermenigvuldig de verdunningsfactor van het totale aantal cellen. Vervolgens delen door het aantal velden geteld en vermenigvuldig met 10 6 het celconcentratie (cellen per ml).
    3. De berekening verzamel 5 miljoen cellen per muis in steriele1,5 ml microcentrifuge buizen. Label 1,5 ml microcentrifuge buizen.
  4. Resuspendeer de 5 x 10 6 BNL 1ME A.7R.1 muis HCC cellen in 100 ul fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS). Houd deze cellen op ijs tot implantatie in de chirurgie.
  5. Uit te voeren activiteiten die nodig zijn voor de bereiding van muizen voor een operatie zoals anesthesie inductie en haren knippen weg van steriele apparatuur en materialen om besmetting te voorkomen.
  6. Induce algemene anesthesie bij muizen door inhalatie van isofluraan gebruik van een isofluraan vaporizer met zuurstof bij een constante concentratie debiet van 1 liter per minuut (ong. 2,1%). Opmerking: Het systeem is zelfstandig, en omvat een precisie vaporizer, een zuurstoftoevoer en een houtskoolbus die gekoppeld is aan een ademhalingscircuit nodig voor gas / anesthesie scavenging.
  7. Zorg dat narcose voldoende om te voorkomen dat het dier ondergaat pijn tijdens de operatie. Voeren teen-snuifje en observeren van dieren voor niet-verantsiveness anesthesie bevestigen.
  8. Op dat moment schakelt de klep lijn, afdichting op de doos en open naar de neuskegel.
  9. Zodra de muis verdoofd, breng dan een kleine hoeveelheid van een oogzalf de cornea preventief uitdroging en beschadiging.
  10. Vervolgens verplaatst het dier aan de voorbereiding gebied, met de neus goed geplaatst en aangesloten (voor onderhoud van de anesthesie). Bereid de plaats van de chirurgische incisie voor chirurgie van ontharen dit bereidingszone.
  11. Zorg ervoor dat het gebied van de operatie is op een plaats vrij van alle andere activiteiten.
  12. Zorg ervoor dat het werkoppervlak is stevig en adequaat opgeschoond, onbevlekt en overzichtelijk voor de operatie. Plaats een steriel stuk linnen of chirurgische dienblad over het.
  13. Zorg ervoor dat de operatieve veld is alleen beschikbaar voor personen die de operatie. Zorg ervoor dat de chirurgische ruimte is schoongemaakt en geveegd met een geschikt reinigingsmiddel en besproeid met een geschikte disinfectant.
  14. Ervoor te zorgen dat het ook weg van deuren en ramen als luchtstromen is gepositioneerd kan verspreiden stof leidt tot vervuiling van de site.
  15. Voer de survival chirurgie met steriele instrumenten. Ofwel genieten instrumenten in een desinfectans volgens aanbeveling of autoclaaf fabrikant. Gebruik elementaire steriele leveringen die klaar zijn voor gebruik.
  16. Afzonderlijke instrumenten naar functie om contaminatie van steriele gebieden te voorkomen.
  17. Scheren ongeveer 1 inch rond de plaats van incisie (middellijn incisie) om de lever van het dier. Verwijder het haar van het dier vanaf de plaats van de operatie.
  18. Na het scheren, scrub het gebied met een zeepachtige ontsmettingsmiddel (betadine chirurgische scrub) en was de overtollige desinfectiemiddel weg met steriele PBS-oplossing. Het uitvoeren van dit meerdere keren, met het hele scrub proces duurt ongeveer 5 minuten. Verwijderen en weggegooid gebruikte handschoenen.
  19. Daarna veranderen om beschermende kleding, zoals surgical toga, scrub top, en gezichtsmasker. Vervolgens ontsmetten handen met goede scrub oplossing alvorens op chirurgische handschoenen. Opmerking: Dit is een noodzakelijke stap om te voorkomen vergieten en verontreinigen de operatieplaats met potentiële verontreinigingen.

2. Chirurgie

  1. Zorg voor een externe warmtebron voor de warmte gedurende de gehele periode van de anesthesie. Het dier kan enige onderkoeling ervaren omdat verdoving veroorzaakt verstoring van thermoregulatie; Daarom houden de lichaamstemperatuur.
  2. Leg de muis op zijn rug tijdens de operatie.
  3. Bevestig de voorpoten, achterpoten en de staart van de muis om de operatie tafel met stukken van chirurgische tapes.
  4. Maak een rechte lijn incisie direct inferieur aan de xyphisternum.
  5. Een steriele overneemfunctie chirurgische retractor aan de lever bloot te leggen.
  6. Met een spuit met een 20G naald, langzaam en voorzichtig injecteer 100 ul van PBS met 5 × 10 6 BNL 1ME A.7R.1muis HCC cellen in de rechter kwab van de lever.
  7. Na verwijdering van de naald, breng dan een steriel wattenstaafje gedurende tenminste 1 minuut tot eventuele bloeden te stoppen vanwege de hoge doorbloeding van de lever.
  8. Sluit de onderhuidse weefsel met een absorbeerbare hechtdraad gevolgd door sluiting huid met behulp van chirurgische clips. Vervolgens, het reinigen van de wond opnieuw met betadine scrub. Opmerking: Dit zal de afsluiting van de chirurgische wond.
  9. Subcutaan geven 100 ul fysiologische zoutoplossing.

3. Post-operatie

  1. Onmiddellijk na de operatie, de overdracht van de muis om een ​​schone kooi met een post-operatie identificatiekaart aan verzorgers van de muis staat in kennis. Zorgen voor voedsel en water. Let op: In onze ervaring, een muis die net heeft ondergaan een operatie zal het beste tarief als alleen gehuisvest met natte voedsel en water voor de eerste periode van 24 uur na de operatie.
  2. Houd het dier warm met een warmtelamp die warmte genereert niet overtreffen 38 ºC. Use een thermometer om de temperatuur te meten totdat de muis volledig hersteld.
  3. Huis het dier in een kooi bij voorkeur met papier beddengoed om het comfort te garanderen.
  4. Na de eerste herstel, toezicht houden op de dieren op tekenen van ongemak, bloeden, pijn en angst. Geef buprenorfine (0,05 -0,1 mg / kg) om pijn te verlichten. Nauw controleert de werkzaamheden, gedrag en uiterlijk, evenals water en voedselconsumptie ongeveer 2 uur. Als ambulant, verplaatst het dier terug naar het gebied voor een regelmatige normale huisvesting van muizen en blijven toezien op 6-12 uur tijdstippen gedurende 24 uur na de operatie. Voer een gewicht controleren, indien gewenst.
  5. Maar als het dier kwesties herstellende, passende ondersteunende zorg acties. Als muizen niet in staat zijn om te herstellen, humaan euthanaseren muizen via CO 2 stikken en cervicale dislocatie. Volg goedgekeurd institutionele richtlijnen voor euthanasie.
  6. Na de operatie, te controleren op klinische aanwijzingen van HCC die meestal observable als significante vermindering van conditiescore. Opmerking: Op dit punt is een primaire tumor waarschijnlijk ontwikkeld in de lever en metastatische deposito waarschijnlijk ontwikkeld in de longen.
  7. Op dit moment, offer alle muizen (en controlegroep) die bij het experiment van humane euthanasie. Het aldus muizen kooldioxide stikken: langzaam kooldioxide vrij in de kamer gedurende 5 -10 minuten. Dit zal ademhalingsstilstand veroorzaken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

De levers van Balb / c muizen werden geïmplanteerd met 5 x 10 6 BNL 1ME A.7R.1 muis HCC cellen. Klinische aanwijzingen van HCC ontwikkeling waarneembaar was 63 dagen na de ingreep. Derhalve werden de muizen op humane wijze gedood. Necropsie werd uitgevoerd op muizen geëuthanaseerd. De longen en de lever werden gereseceerd en een zorgvuldige bruto onderzoek werd uitgevoerd om macroscopische tumoren te identificeren. In één muis werd een oppervlakkige tumor waargenomen op het oppervlak van de lever met enkele bevestiging aan de buikwand (figuur 1A). In een tweede muis, werd een abnormaal ogende lever waargenomen. De afwijking ziet er erg sterk als een oppervlakkige tumor (Figuur 1B). Zoals verwacht, muizen in de controlegroep zonder implantatie van BNL 1ME A.7R.1 HCC cellen ontwikkelden geen tumoren, zoals blijkt uit een lever (figuur 1D) en de longen (figuur 1E) een controlemuis. Ook de longen van de muizen met tumoren leek enigszins afwijkend, vertoninging gebieden van hemorragische necrose (figuur 1C). Op basis van eerdere ervaringen, kunnen deze longen uitgezaaide deposito 3 haven.

Figuur 1
Figuur 1. bruto onderzoek van tumoren en metastase. Balb / c muizen werden geïmplanteerd met 5 x 10 6 BNL 1ME A.7R.1 tumorcellen gedood 63 dagen later. Representatieve levertumoren waargenomen werden gefotografeerd en zijn. (A en B) tonen beide oppervlakkige levertumoren. (C) longen tumorcellen geïmplanteerd muizen. (D) toont lever van een controlemuis. (E) geeft longen van controle muis. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.


Figuur 2. Schematische voorstelling van de methodologie van een "patiënt-achtige" orthotoop syngeen muismodel van leverkanker metastase. Eenmaal verdoofd, wordt de muis lever geïmplanteerd met 5 x 106 BNL 1ME A.7R.1 muis hepatocellulair carcinoom (HCC) cellen. Als klinisch bewijs van HCC is waarneembaar, wordt dier opgeofferd door humane euthanasie (onderworpen aan kooldioxide stikken, gevolgd door percutane intracardiale verbloeding en cervicale dislocatie). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

In dit artikel een grondige beschrijving van de methode wordt gegeven dat werd onlangs gemeld door Ogunwobi en collega's van de succesvolle oprichting van een syngene orthotope muismodel van HCC metastase (figuur 2) 3. Het nemen koers van tumoren voor deze procedure over het algemeen hoog. We hebben eerder gezien een tumor overname van 100% 3. Echter, de take tarief variabel zijn, afhankelijk van de bevoegdheid van de onderzoeker. In een recent experiment uitgevoerd door een nieuwe afgestudeerde student in opleiding, de tumor nemen koers was zo laag als 40%. Hoewel de meeste experimenten worden beëindigd op 4 - 6 weken als gevolg van daling in conditiescore, geloven wij uit ervaring met subcutane implantatie van dezelfde cellen in dezelfde muizen die primaire tumoren kan worden vastgesteld door de 2-3 weken. We meestal verwachten dat een tumor knobbel te zien vanuit een geslaagd experiment. Hoewel we verwachten longmetastasen ontwikkelen tussen 4 - 6 weken is conceivstaat dat de tumor in de lever kan plaatsvinden veel eerder.

Goede chirurgische technieken en aseptische omstandigheden zijn essentieel voor het succes van deze operatie te overleven methode. Muizen gebruikt om te overleven een operatie moet gezond zijn. Met een gewicht van pre en post-chirurgie is een goede praktijk. Het gemiddelde pre-operatie gewichten van de muizen gebruikt in of laatste experiment was 18 g en aan het experimentele eindpunt (63 dagen na chirurgische implantatie) het gemiddelde gewicht was slechts 22 gram. Een winst van slechts 4 gram gewicht in die periode is waarschijnlijk omdat er was een daling van de gewichtstoename te wijten aan systemische ziekte van de tumor. We zouden hadden een meer objectieve beoordeling van deze hadden gemeten muisgewicht eenmaal of tweemaal per week gedurende het experiment. Dit wordt aanbevolen best practice.

Zoals weergegeven in figuur 2, moet voldoende muizen verdoofd voor de operatie en gedurende de operatie pijn een voorkomen nd nood. Het gebied moet vrij zijn van alle rommel, en de toegang mag alleen beschikbaar voor degenen die het uitvoeren van de operatie. Zowel de operatie gebied en de instrumenten die moeten allemaal steriel.

Een essentiële stap voor het succes van implantatie is de bereiding van de BNL 1ME A.7R.1 muis HCC cellen te implanteren. Tijdens de voorbereiding, is het cruciaal om besmetting van de verzameling van de cellen uit confluente celculturen gerechten te vermijden. Deze stappen worden uitgevoerd in een celkweek kap onder steriele omstandigheden. Een celtelling moet worden gedaan om 5 x 10 6 BNL 1ME A.7R.1 muis HCC cellen werden verzameld in een steriele 1,5 ml microcentrifugebuis per muis die wordt geresuspendeerd in 100 ui met fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS). Trypan blauw kleuring kan optioneel worden uitgevoerd om de levensvatbaarheid van de cellen te bevestigen. Deze cellen dienen niet langer op ijs bewaard dan 2 uur voor implantatie in levers van muizen.

_content "> De inplanting van de kankercellen moeten voorzichtig worden behandeld vanwege de delicate aard van de lever (Figuur 2). Bij injectie van de kankercellen voorkomen te diepe punctie die kan leiden tot de naald die door de gehele lever . Het is essentieel om de kankercellen langzaam en voorzichtig te injecteren. Aan de andere kant, te ondiep een punctie met de naald vóór injectie zal waarschijnlijk morsen van kankercellen geïnjecteerd uit in de peritoneale holte veroorzaakt. Ook na het verwijderen van de naald, er is altijd een potentieel van het orgel bloeden uit vanwege de hoge vascularity. Daarom is het aanbrengen van een steriel wattenstaafje minstens 1 min wordt aanbevolen. Zorg en aandacht zal zorgen voor het hoogste tarief van de implantatie succes. Het dier moet ook worden voorzien van een externe warmtebron gedurende de procedure onderkoeling is een grote zorg veroorzaakt verstoringen van thermoregulatie tijdens anesthesie. Post-operatie moet het dier worden bewaaktgeen tekenen van ongemak of pijn op dat moment de juiste zorg moet worden toegediend. Als de muis niet in staat is om te herstellen van de operatie, moet het op humane wijze worden gedood.

Als kanker metastase is de belangrijkste oorzaak van sterfte door kanker, is het cruciaal om de mechanismen van hematogene verspreiding 2-4 af te bakenen. Roman circulerende tumorcellen werden vastgesteld op basis van deze orthotopische syngeen muismodel van HCC metastase 3. Bovendien is de CTC's afgeleid van dit model consequent tonen verhoogde tumor initiatie en metastatische vermogen 3. De circulerende tumorcellen geïsoleerd met behulp van deze methode kan blijken zeer belangrijk omdat zij bijdragen aan specifieke moleculaire factoren, merkers en mogelijke therapeutische doelwitten van kanker metastase 2-4 ontrafelen. Deze methode is reeds vastgesteld wordt verhoogd opregulatie van hepatocyt groeifactor (HGF) en zijn receptor, c-Met in circulerende tumorcellen in vergelijkingde primaire tumorcellen van HCC 3. Deze resultaten bouwen voort op eerdere werk te tonen dat een belangrijk aspect van de tumor metastase is het cellulaire proces van epitheliale-mesenchymale transitie 2-4,10. Verdere kenmerkende circulerende tumorcellen met behulp van deze nieuwe model zal ons begrip van de ingewikkelde mechanismen van factoren die het proces hetgeen leidt tot de ontwikkeling van een efficiënter beheer van de HCC 1-3,10 bevorderen verhogen.

Momenteel is het meest gebruikte dierlijke tumormodellen zijn muis xenograft tumormodellen waarin humane tumorcellen geïmplanteerd in immuun deficiënte muizen. De hier beschreven model heeft belangrijke voordelen omdat het syngene en is daarom geschikt voor het bestuderen van de rol van het immuunsysteem bij tumormetastase 3. Dit model heeft bewezen zeer reproduceerbaar voor het isoleren, kweken en bestuderen van levensvatbare circulerende tumorcellen 3 te zijn. Het heeft daarom tremendous potentieel voor het evalueren van klinische toepassingen, zoals screening, diagnose, prognose, therapie toezicht en de ontdekking van nieuwe therapeutische strategieën. Een begrenzing van de bovenbeschreven methode is dat een aanzienlijk deel van BNL 1ME A.7R.1 muis HCC cellen geïmplanteerd in de muizen in staat te overleven zijn en dus slechts een klein gedeelte van de cellen levensvatbaar en bedreven worden invoeging tumoren op secundaire plaatsen 3. We zijn goed voor deze beperking door de eerste implantatie van 5 × 10 6 BNL 1ME A.7R.1 muis HCC cellen per muis.

Tot slot, dit orthotopische syngeen muismodel van uitgezaaide solide orgaan kanker biedt een goed platform voor het ophelderen van de biologische mechanismen die ten grondslag liggen aan het metastatische vermogen van circulerende tumorcellen in het bloed van kankerpatiënten 3. Dit zal waarschijnlijk werpen nieuwe inzichten in de mechanismen van kanker metastase omdat uitzaaiing voornamelijk via hematogenous verspreid 11-13. Aldus verkregen in de mechanismen van kankermetastase nieuwe inzichten cruciaal voor de ontwikkeling van nieuwe gunstige klinische toepassingen 3,14,15 zijn.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Micro Dissecting Tweezer  Roboz (RS-5040) Tip 0.20 x 0.12 mm
Graefe Micro Dissecting Forceps, serrated curved tip Roboz (RS-5111) 1 X 2 teeth, curved tip width 0.6 mm
Micro Dissecting Retractor-Agricola (3 by 3 prongs) Roboz (RS-6501) Blunt 3 X 3 prongs, depth 4 mm, spread 25 mm
Micro Dissecting Retractor-Goldstein (3 by 3 prongs) Roboz (RS-6503) Blunt, 3 X 3 prongs, depth 4 mm, spread 19 mm
Jameson Caliper (Measures tumors) Roboz (RS-6466) 80 mm/3 inch scale, chrome plated 
Micro Dissecting Scissors, large ring sissors, straight and sharp Roboz (RS-5852) 23 mm blades, length 4 inches, flat shanks and large rings
Scalpel with blades, for delicate dissecting procedures Roboz (RS-9861-36)
Scalpel handle  Roboz (RS-9884) Solid
Littauer Stitch Sissors Roboz (RS-7074) Length 4.5 inches
Brown needle holder, for easy suture tying Roboz (RS-7960) Convex jaw, fine serrations
Reflex 7MM wound clips with reflex 7 clip applier Roboz (RS-9262) safe, secure alternative method of wound closure
Instrument tray and lid Roboz RT-1350S
Mini-clipper with detachable blade Roboz (RS-5903)
Germinator 500 (the Germ Terminator) Dry Sterilizer Roboz Ds-400, Ds-401, DS-501 For fast decontamination of micro-dissecting instruments.   Instruments decontaminate within 15 sec. 
Microinjection needles VWR BD305125 25G Needle

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Sheng, W., et al. Capture, release and culture of circulating tumor cells from pancreatic cancer patients using an enhanced mixing chip. Lab on a Chip. 14, 89-98 (2014).
  2. Ogunwobi, O. O., Liu, C. Therapeutic and prognostic importance of epithelial-mesenchymal transition in liver cancers: insights from experimental models. Critical Reviews in Oncology/Hematology. 83, 319-328 (2012).
  3. Ogunwobi, O. O., Puszyk, W., Dong, H. J., Liu, C. Epigenetic upregulation of HGF and c-Met drives metastasis in hepatocellular carcinoma. PloS One. 8, e63765 (2013).
  4. Ogunwobi, O. O., Liu, C. Hepatocyte growth factor upregulation promotes carcinogenesis and epithelial-mesenchymal transition in hepatocellular carcinoma via Akt and COX-2 pathways. Clinical and Experimental Metastasis. 28, 721-731 (2011).
  5. Fujiwara, S., et al. A novel animal model for in vivo study of liver cancer metastasis. World Journal of Gastroenterology : WJG. 18, 3875-3882 (2012).
  6. Wirtz, D., Konstantopoulos, K., Searson, P. C. The physics of cancer: the role of physical interactions and mechanical forces in metastasis. Nature Reviews Cancer. 11, 512-522 (2011).
  7. Heindryckx, F., Colle, I., Van Vlierberghe, H. Experimental mouse models for hepatocellular carcinoma research. International Journal of Experimental Pathology. 90, 367-386 (2009).
  8. Zhang, L., et al. An in vivo mouse model of metastatic human thyroid cancer. Thyroid Official Journal of the American Thyroid Association. 24, 695-704 (2014).
  9. Menezes, M. E., et al. Genetically engineered mice as experimental tools to dissect the critical events in breast cancer. Advances in Cancer Research. 121, 331-382 (2014).
  10. Ogunwobi, O. O., Wang, T., Zhang, L., Liu, C. Cyclooxygenase-2 and Akt mediate multiple growth-factor-induced epithelial-mesenchymal transition in human hepatocellular carcinoma. Journal of Gastroenterology and Hepatology. 27, 566-578 (2012).
  11. Hanahan, D., Weinberg, R. A. The hallmarks of cancer. Cell. 100, 57-70 (2000).
  12. Chambers, A. F., Groom, A. C., MacDonald, I. C. Dissemination and growth of cancer cells in metastatic sites. Nature Reviews Cancer. 2, 563-572 (2002).
  13. Kim, M. Y., et al. Tumor self-seeding by circulating cancer cells. Cell. 139, 1315-1326 (2009).
  14. Stolpe, A., Pantel, K., Sleijfer, S., Terstappen, L. W., den Toonder, J. M. Circulating tumor cell isolation and diagnostics: toward routine clinical use. Cancer Research. 71, 5955-5960 (2011).
  15. Saad, F., Pantel, K. The current role of circulating tumor cells in the diagnosis and management of bone metastases in advanced prostate cancer. Future Oncology. 8, 321-331 (2012).
Een "Patiënt-Like" Orthotope Syngene Mouse Model van Hepatocellular carcinoom metastase
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Das, D. K., Durojaiye, V., Ilboudo, A., Naidoo, M. K., Ogunwobi, O. A "Patient-Like" Orthotopic Syngeneic Mouse Model of Hepatocellular Carcinoma Metastasis. J. Vis. Exp. (104), e52858, doi:10.3791/52858 (2015).More

Das, D. K., Durojaiye, V., Ilboudo, A., Naidoo, M. K., Ogunwobi, O. A "Patient-Like" Orthotopic Syngeneic Mouse Model of Hepatocellular Carcinoma Metastasis. J. Vis. Exp. (104), e52858, doi:10.3791/52858 (2015).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter