Introduction
Cardiac analyse de la boucle pression-volume fournit des informations détaillées de la fonction cardiaque et sont l'étalon-or pour l'évaluation fonctionnelle 1. Bien que les techniques d'imagerie telles que l'échographie ou l'IRM cardiaque fournissent des mesures fonctionnelles, ces mesures sont très dépendants des conditions de chargement. Mesures d'indépendant de la charge de la contractilité cardiaque et la relaxation exigent des mesures dynamiques de la pression ventriculaire et la relation de volume sur une plage de précharge et la postcharge. Cette compréhension de la relation pression-volume provient du travail de pionnier de Sagawa et ses collègues 2,3. Ils ont démontré ex vivo coeurs canins perfusés que les dérivés mesures de contractilité de boucle pression-volume étaient indépendants des conditions de chargement 4.
En application de ces analyses in vivo n'a été rendu possible par le développement de cathéters de conductance dans les années 1980. Ce progrès technique a permis Kass et collègues pour effectuer pression-volume analyse en boucle chez les humains 5,6. La miniaturisation des cathéters et des améliorations dans les techniques chirurgicales conductance à la fin des années 1990, a fait sept analyse de la fonction cardiaque de rongeur possible, ce qui permet pour les études génétiques et pharmacologiques à effectuer. Cette avance a depuis conduit à l'utilisation généralisée de l'analyse de la boucle pression-volume et a suscité beaucoup de perspicacité dans la physiologie cardiaque des mammifères.
Un concept clé dans l'utilisation de cathéters de conductance et l'interprétation des données obtenues à partir de ce est la relation entre le volume et la conductance. La conductance est inversement proportionnelle à la tension, qui est mesurée en utilisant un cathéter avec des électrodes placées de manière proximale, habituellement placés au-dessous de la valve aortique, et distalement, au sommet LV 8. Changements de la tension ou de la conductivité sont mesurés par les variations du courant qui en découlent proximale à l'électrode distale. Bien que la piscine de sang contribuents de manière significative à la conductance, la contribution de la paroi ventriculaire, appelée la conductance parallèle (V p), de la conductance mesurée doit être soustraite pour obtenir des mesures de volume de LV absolus.
Les méthodes pour effectuer cette correction, appelé un étalonnage de solution saline, sont discutés dans le protocole ci-dessous. La relation mathématique entre la conductance et le volume, décrit par Baan et ses collègues, est que le volume = 1 / α; (ρ L 2) (GG p), où α = champ uniforme facteur de correction, ρ = résistivité du sang, L = distance entre les électrodes, G = conductance G et p = conductance non-sang neuf. Il faut noter que le champ uniforme facteur de correction en se rapproche de 1,0 souris en raison du faible volume de la chambre 10. Couplé avec des transducteurs de pression, le cathéter à conductance fournit des données de pression et de volume simultanée en temps réel.
PRESSU cardiaquere volume analyse présente des avantages particuliers sur les autres mesures de la fonction cardiaque, car ils permettent la mesure de la fonction ventriculaire indépendante des conditions de charge et de la fréquence cardiaque. Indices spécifiques indépendants de la charge cardiaques de la contractilité comprennent: en fin de systole relation pression-volume (ESPVR), d P / d t max relation de volume -end-diastolique, élastance maximale (E max) et de la précharge du travail systolique recrutable (PRSW). Une mesure de la fonction diastolique indépendant de la charge est le rapport de volume de fin de diastole de pression (EDPVR) 11. Le protocole décrit le déroulement de l'analyse cardiaque en boucle pression-volume, en utilisant à la fois une carotide et une approche apicale. Bien que la méthodologie pour effectuer ces études ont été décrites en détail précédemment 8,11, nous passerons en revue les principales étapes pour obtenir des mesures de pression-volume précis, y compris à la fois la correction de solution saline et l'étalonnage de la cuvette, et de fournir une démonstration visuelle de Thesles procédures de e. Recherche sur des animaux effectués pour cette étude a été gérée selon des protocoles approuvés et aux règles de protection des animaux du comité soin et l'utilisation des animaux institutionnel de Duke University Medical Center.
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Protocol
1. Préparation de la conductance cathéter et étalonnage de pression
- Connecter conductance cathéter au module de cathéter hémodynamique. Calibrer électroniquement mesures de pression et de volume en enregistrant pression préréglée et le volume réglé sur le module de cathéter. Enregistrer un tracé de 0 mm Hg et 25 mm Hg (figure 1A) et attribuer des tensions aux deux tracés de pression (figure 1B et 1C). De même, enregistrer un tracé de volume de 5 RVU et 25 RVU (figure 1D) et attribuer des tensions aux deux tracés de volume (de 1e et 1f).
- Confirmez l'étalonnage de pression électronique avec un calibrage manuel de pression, à l'aide d'un sphygmomanomètre à colonne de mercure. Monter le port tensiomètre brassard avec un robinet 3 voies. Remplir un système de valve hémostatique 3-port, souvent utilisé pour l'angioplastie coronarienne, avec de l'eau en utilisant la RT orifice latéral.
- Placez l'extrémité d'un cathéter de conductance dans la valve hémostatique rempli de fluide et fixer doucement l'esprithout vriller cathéter. Branchez la valve hémostatique à l'tensiomètre et gonfler à 200 mmHg et verrouiller robinet à 3 voies. Examiner si la pression mesurée correspond à la pression gonflé sur le tensiomètre.
- Lieu cathéter dans une solution saline chauffée à 37 ° C qui est au niveau de la pression de champ opératoire et à mesurer. Réglez le contrôle de la pression jusqu'à ce que les pressions enregistrées est à zéro.
2. Anesthésie / intubation
- Administrer la kétamine / xylazine (80-100 / 10 mg kg -1) comme une injection intrapéritonéale.
Remarque: Les agents anesthésiques alternatifs peuvent être utilisés. Une liste complète des anesthésiques sont fournis dans les commentaires précédents de cette technique 11,12. Anesthésie adéquate peut être confirmée par douce pincement de la queue. - Une fois anesthésié, de se raser le cou et la poitrine avec les tondeuses et place sur un coussin chauffant. Maintenir la température rectale de la souris à 36,5 à 37,5 ° C. La température du corps Lowse traduira par des taux cardiaques déprimés. Appliquer une pommade pour les yeux pour prévenir la sécheresse
- Faire une incision médiane dans le cou et de disséquer les muscles de la trachée pour exposer la trachée. Placer une sonde endotrachéale par la bouche, tout en visualisant la trachée pour assurer l'intubation, et se connecter à l'appareil respiratoire.
- Maintenir la souris sur le ventilateur pendant la procédure. Les réglages du ventilateur réglée sur la base du poids de l'animal comme décrit précédemment 11. Volume courant (ml) = 6,2 x (poids de l'animal en kilogrammes) et la fréquence respiratoire 1.01 = 53,5 x (poids de l'animal en kilogrammes) -0.26.
3. Mise en place de la conductance cathéter dans la chambre LV
- Approche de la carotide
- Pour assurer la stérilité, deux ensembles d'instruments chirurgicaux stériles sont utilisé- un pour incision cutanée initiale et un à opérer dans la thoracotomie. Les instruments doivent être décontaminés à l'aide d'un stérilisateur à sec entre les animaux au cours d'une session individuelle chirurgicale unee autoclave à la fin de chaque jour chirurgicale.
- Après la peau a été décontaminé avec trois cycles d'une chlorhexidine + alcool gommage de la peau (solution d'alcool / 70% de chlorhexidine 0,5%), faire une incision sur la carotide droite de la mandibule au sternum. Disséquer les tissus environnants pour exposer la carotide droite, et couper le nerf vague qui longe la carotide.
- Placez une suture de soie 6-0 stérile autour de l'extrémité distale (loin de la poitrine) de l'artère carotide, une cravate et sécurisé. Placer deux sutures supplémentaires sous l'extrémité proximale de l'artère carotide (plus près de la poitrine) pour le premier fil de suture, la suture attachant lâchement milieu. Tirez doucement sur la suture proximale et sécuriser en le serrant à la peau. Assurez-vous que l'artère carotide a été serré à la fois proximale et distale avant de poursuivre.
- Faire une petite incision dans l'artère carotide R., proximale à la première suture, et prolonger longitudinalement vers la poitrine.
- Insérer la pointe conductance de cathéter,préalablement trempées dans l'eau chaude salée pendant 30 min, dans le récipient par l'incision et fixer le cathéter en utilisant la suture milieu.
- Avancer doucement le cathéter dans le ventricule gauche à travers la carotide, tout en regardant la boucle pression-volume traçage pour assurer le placement correct.
Note: L'installation optimale du cathéter devrait donner boucles pression-volume qui apparaissent rectangulaire (voir figure 2). Si aucune résistance au passage du cathéter est rencontrée, tirez doucement en arrière et avancer de nouveau avec une légère pression. Une légère rotation du cathéter peut aider avec le placement dans le ventricule gauche. Forcer le cathéter de conductance peut entraîner des complications ou des dommages au cathéter cardiovasculaires graves. - Base de registre pression-volume boucles ~ 10 min après la pose de cathéter et la réalisation d'un état d'équilibre (Figure 2).
- Approche apicale
- Dans une souris anesthésiée et ventilé, faire une incision from le processus de xiphoïde et couper à travers la paroi thoracique latéralement jusqu'à ce que la membrane est visible.
- Couper si le diaphragme et visualiser l'apex du cœur.
- Insérer le cathéter de conductance dans l'apex du ventricule gauche à travers une aiguille blessure par arme blanche (en utilisant une aiguille de 25 à 30 G), jusqu'à ce que l'électrode proximale est juste à l'intérieur du ventricule.
- Base de registre pression-volume boucles ~ 10 min après la pose de cathéter et la réalisation d'un état d'équilibre.
4. variant Postcharge Utilisation transitoire Occlusion aortique
- Pour effectuer une occlusion aortique transitoire, faire une petite incision horizontale dans la partie supérieure du thorax et de disséquer les tissus environnants pour exposer l'aorte transversale.
- Placer une ligature de soie 6-0 sous l'aorte transverse. Après boucles pression-volume sont retournés à la ligne de base, serrer les deux extrémités de la suture avec une pince d'aiguille, doucement et lentement augmenter la suture sur 1-2 secondes, puis relâchez lentement la tension. Répétez cette procédure jusqu'à trois enregistrements distincts optimales sont fabriqués à partir du même animal.
Remarque: Optimal enregistrements doivent avoir au moins 5 volumes de pression cycles de boucle et une augmentation constante des pressions systoliques finaux au cours de l'application d'une tension sur le fil de suture (figure 3A et 3C).
5. variant précharge Utilisation transitoire veine cave inférieure Occlusion (IVC)
- Pour effectuer transitoire veine cave inférieure occlusion, faire une incision horizontale en dessous de la pointe du sternum, sous le diaphragme pour exposer la VCI.
- Placez une ligature 6-0 de soie sous le IVC. Après boucles pression-volume sont retournés à la ligne de base, serrer les deux extrémités de la suture avec une pince d'aiguille; doucement et lentement augmenter la suture sur 1-2 secondes, puis relâchez lentement la tension. IVC occlusion peut également être effectuée par l'application en douceur de la pression aide d'un coton-tige pointe.
- Répétez cette procédure jusqu'à trois enregistrements distincts sont optimales made du même animal.
Remarque: Optimal enregistrements doivent avoir au moins 5 volumes de pression cycles de boucle et une baisse constante des pressions ventriculaires gauche de fin de diastole lors de l'application de la tension sur le fil de suture (figure 4A et 4B).
6. Saline Calibration
- A la fin de l'étude, une conductance parallèle (V p) valeur peut être obtenir par injection d'un bolus de 10 pl d'une solution saline hypertonique (15%) dans l'animal à travers la veine jugulaire (figure 5A et 5B).
Remarque: Ce bolus provoque une augmentation du volume apparent, sans modification de la pression. Ce changement apparent en volume est le résultat d'un changement dans le sang piscine conductance plutôt que due à une augmentation réelle du volume. Une baisse transitoire de la dP / dt max peut être observé, comme une solution saline hypertonique a un effet inotrope négatif 13. Le V p calculé peut être entré dans le volume de pression logiciel d'analyse de boucle le longavec les paramètres d'étalonnage de la cuvette et à convertir les UVR en microlitres.
7. Cuvette Calibration
- Pour effectuer un étalonnage de la cuvette, placer une cuvette avec des puits de diamètres connus fournis par le fabricant sur un coussin chauffant ou un bain d'eau chauffée à 37 ºC. Remplissez les 4-5 premiers trous avec sang héparine chaud frais de souris l'objet d'évaluations hémodynamiques.
Remarque: une cuvette de calibrage permet une évaluation précise de pool sanguin du ventricule gauche en utilisant le sang de souris et permet la conversion de données de volume de UVR à microlitres. - Insérer le cathéter de la conductance dans le premier puits, jusqu'à ce que toutes les électrodes sont immergées. Déplacez doucement le cathéter dans le puits, ce qui va générer RVUs variable.
- Enregistrez les modifications de conductance dans le volume du canal dans RVUs. Sélectionnez la plus haute RVU pour l'étalonnage.
Remarque: Le volume des puits peut être calculée soit par 1) en utilisant l'équation pour le volume d'un cylindre, où le rayon est celui du puits de cuve et la longueur est basée sur la longueur entre les deux électrodes de détection interne ou 2) la vérification dans les instructions du fabricant. La sortie de la conductance peut être corrélée avec les volumes connus pour développer une équation d'étalonnage qui convertit les données à partir de 11 microlitres dans UVR.
8. euthanasie
- À la conclusion du protocole, les souris sont euthanasiées par dislocation cervicale sous anesthésie.
- Afin d'assurer la mort, les souris ayant subi une dislocation cervicale doivent subir une méthode secondaire de l'euthanasie. Nous utilisons exsanguination sous anesthésie, avec la récolte du tissu cardiaque pour l'expérimentation, ou thoracotomie bilatérale sous anesthésie.
9. Analyse des données en utilisant un volume de pression boucle logiciel d'analyse
- Calculer V p de calibrage Saline
- Sélectionnez pression et volumoi boucles obtenu lors de l'éjection de solution saline hypertonique (figure 5A et 5B)
- Exporter boucles de logiciel d'analyse de volume de pression. Choisissez l'option pour l'étalonnage de Saline (Figure 5C)
- Enregistrez la valeur V de p calculée (Figure 5D).
Remarque: La valeur de p de V est calculée en identifiant l'intersection du volume 1) Fin-diastolique vs le volume en fin de systole de l'étalonnage de la solution saline et 2) la ligne de volume volume = Fin-Fin systolique-diastolique. L'intersection de ces lignes offre la V p, qui est calculée par le logiciel d'analyse de boucle de volume de pression.
- Entrez la conductance au volume (ERF) relation dans les options de canal de volume (figure 1F)
- Mesurer Baseline pression-volume relation de boucle
- Sélectionnez 8-10 cycles cardiaques provenant des canaux de pression et de volume une fois l'état d'équilibre a été atteint (figure 2A) et l'exportation à l'analyse douceWare. Identifier 5-6 boucles fin d'expiration (figure 2B)
- Utilisez la valeur de p de V pour corriger la conductance parallèle. Choisissez l'option "Steady State" et de générer un tableau récapitulatif hémodynamique (figure 2C)
- Mesure pression-volume Relation de boucle lors de constriction aortique
- Sélectionnez 8-10 cycles cardiaques provenant des canaux de pression et de volume qui correspondent à une constriction aortique avant l'augmentation des pressions de fin de diastole (figure 3A) et l'exportation vers des logiciels d'analyse. Identifier 5-6 boucles fin d'expiration (figure 3C)
- Sélectionnez l'analyse "contractilité" (figure 3B), qui calcule le volume de pression Relation en fin de systole (ESPVR)
- Mesure pression-volume Relation de boucle pendant IVC constriction
- Sélectionnez 8-10 cycles cardiaques provenant des canaux de pression et de volume qui correspondent à IVC constriction (Figure 4A) et l'exportation de logiciels d'analyse. Identifier 5-6 boucles fin d'expiration (figure 4B)
- Sélectionnez l'analyse "contractilité" (figure 3B), qui calculera travail systolique recrutable précharge (PRSW) (figure 4C), dp / dt maximale vs EDV (figure 4D), ainsi que la ESPVR et la relation pression-volume télédiastolique (Figure 4E)
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Representative Results
Analyse en boucle pression-volume peut être utilisée pour mesurer la fonction cardiaque chez des souris génétiquement modifiées ou des souris subissant 14,15 études sur les médicaments 16. Représentant boucles de volume de pression sont prévus à partir de travaux déjà publiés 16 étudier l'effet de la ß-Arrestin biaisé ligand AT1R, TRV120023. Pour tester si TRV120023 affecte la fonction cardiaque in vivo, une analyse en boucle pression-volume a été effectuée sur des souris de type sauvage de réception de blocage des récepteurs de l'angiotensine conventionnels et nouveaux. La perfusion intraveineuse de TRV120023 a augmenté la contractilité cardiaque de façon significative (Figure 6 et tableau 1, figure modifiée de Kim et al. 2012 AJP 16). Les mesures de contractilité ont été dérivées à partir de constriction aortique.
Figure 1. pression cardiaque et calibrage de volume.S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Dans le logiciel de boucle pression-volume, assigner des canaux pour les enregistrements de pression et de volume. (A) en utilisant le module de cathéter hémodynamique, réglage du volume fixé à 5 RVU et 25 RVU et sélectionnez les deux volumes, (B) option Ouvrir sous le canal présentant les enregistrements de volume, (C ) Sélectionnez l'unité de conversion et "étalonnage de 2 points" ouverte, sélectionnez «point 1» et attribuer que 5 RVU et sélectionnez "point 2" et attribuer que 25 RVU, (D) Régler la pression à 0 mm Hg et 25 mm Hg, (E ) Ouvrez des options sous le canal présentant des enregistrements de pression (F) Sélectionnez l'unité de conversion et d'ouvrir "calibration 2 points", sélectionnez "point 1" et affecter à 0 mm Hg et sélectionnez "point 2" et le culIGN 25 mm Hg. Accepter des affectations en sélectionnant "OK".
Figure 2. hémodynamique de référence S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
(A) Screenshots de canaux de cycles cardiaques représentatifs pression et de volume dans un état basal, (B) extrémité choisie expiratoires base boucles pression-volume qui ont été corrigées pour la conductance parallèle pour analyse. (C) Baseline tableau récapitulatif hémodynamique calculée à partir de boucles sélectionnés ; Pes, la pression systolique de fin; Ped, Fin de la pression diastolique; Ves, le volume systolique End; Ved, volume télédiastolique; SV = Volume d'éjection
Figure 3. aortique constriction hémodynamique S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
(A) Screenshots de canaux de cycles cardiaques représentatifs pression et de volume au cours de rétrécissement aortique, (B) la sélection de menu pour effectuer l'analyse de la contractilité, (C) sélectionnés boucles pression-volume au cours de constriction aortique pour analyse. (D) ESPVR mesurée à partir de boucles de constriction aortique .
Figure 4. IVC constriction hémodynamique S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
(A) Screenshots de canaux de cycles cardiaques représentatifs pression et de volume pendant IVC constriction, (B) sélectionnés boucles pression-volume pendant IVC étranglement pour l'analyse. Utilisation du PV boucles d'IVC constriction, du travail systolique recrutable précontrainte (C), Maximal dP / dt vs EDV (D) ainsi que ESPVR et EDPVR peut être mesurée.
Figure 5. Saline étalonnage S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
(A) Screenshots de canaux de cycles cardiaques représentatifs pression et de volume pendant l'injection d'une solution saline hypertonique (B) Sélectionné injection saline pression-volume boucles f ou d'analyse. On notera que la pression reste constante, tandis que le volume augmente de manière significative, (C) la sélection de menu pour effectuer le calibrage d'une solution saline, (D) des lignes générées de mesure en fin de systole vs le volume en fin de diastole pendant l'injection de la solution saline et le volume en fin de systole = fin de diastole volume. L'intersection de ces lignes fournit la conductance parallèle de V p.
Figure 6. Changement de la contractilité avec Drug Administration
Variation de la contractilité cardiaque, mesurée par élastance télésystolique, évaluée chez des souris de type sauvage traitées avec une solution saline, le losartan 5 mg / kg / h ou 100 pg TRV023 / kg / h pendant 5 minutes. TRV023 souris traitées ont développé une augmentation significative de la fin systolique élastance en comparaison à des souris traitées Losartan. * p <0,05 vs Losartan par une analyse de la variance.
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Tableau 1. souris de type sauvage; Profil hémodynamique en réponse de β-arrestine 2 agoniste biaisée AT1R
La pression en fin de systole (ESP) a diminué de façon significative après TRV120023 (TRV) et perfusion losartan. Contractilité cardiaque, E es et E max a été augmenté de façon significative dans TRV120023 100 pg · kg -1 · min -1 perfusion groupe. (* p <0,01; † p <0,05; ‡ p <0,001; n = 5-6 / groupe). reflètent les valeurs de p des comparaisons avec l'état de base dans le même groupe de traitement à l'aide d'une ANOVA à un facteur. Les paramètres de la contractilité cardiaque ont été obtenues en utilisant un protocole de rétrécissement de l'aorte. AT1R, ANG II récepteur de type 1; HR, le rythme cardiaque; EDP, la pression en fin de diastole; ESV, le volume en fin de systole; EDV, le volume en fin de diastole; E es, en fin de systole élastance; EF, efraction de projection; E max, élastance maximale; dP / dt max et la dP / dt min, le débit maximum et le minimum de variation de pression dans le ventricule, respectivement; τ, constante de relaxation isovolumétrique. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette table.
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Discussion
Nous décrivons une méthode pour perfoming analyse de la boucle pression-volume en utilisant un cathéter de conductance chez la souris, de tirer des analyses complètes des deux contractilité cardiaque et de détente. Suga, Sagawa et collègues utilisées pression-volume boucles de définir les mesures de contractilité cardiaque, en particulier la pente de la ESPVR, ou l'élastance télésystolique (E s), et E max. Élastance, défini par le rapport de la pression de volume (P / V), varie sur la durée de la systole. Au cours de chaque systole, l'élastance instantanée dépend de la fréquence cardiaque et la contractilité cardiaque, mais est largement indépendante de la précharge ou de la post-charge 3,17. Ainsi, le pic élastance ou E max est utilisée pour définir la contractilité cardiaque qui est essentiellement indépendante des conditions de chargement de cycles cardiaques individuels 18. Un terme de contractilité étroitement liés, E es est définie par la pente de la ESPVR sur une série de cycles cardiaques dans un con stablecondition. Alors que E es semble linéaire sur une gamme limitée de charges, E ES peut être curviligne et curvilinéarité est corrélée avec l'état contractile 19. Une augmentation de l'ES E ou E max indique la contractilité accrue et une diminution de la contractilité dénote diminuée. En plus de E ES ou E max, données de boucle pression-volume peuvent être utilisées pour calculer des indices de contractilité alternatives telles que: dP / dtmax-EDV rapport 20, le travail de la course précharge-recrutable (PRSW) 21 ou maximales relations pouvoir-EDV 22. Ces paramètres alternatifs examinent la réponse cardiaque sur une plage de précharge et peuvent être obtenus avec IVC constriction. Il est intéressant de noter que tandis que ESPVR est relativement indépendante de la charge, ce ne est pas absolue. Il existe des différences dérivées de l'aorte ESPVRs ou IVC constriction 23, avec une constriction aortique ayant un impact plus important sur la durée de la systole et de la mesure de raccourcir8.
Semblable à la ESPVR, la relation pression-volume en fin de diastole (EDPVR) fournit une mesure indépendante de la charge de la conformité cardiaque. Cette relation est dérivée en identifiant les pressions de fin de diastole sur une gamme de conditions de chargement, qui est ensuite adapter soit un modèle exponentiel défini comme P = α (e SS V -1) + P0 (α est une rigidité et le coefficient d'échelle, ß = coefficient de rigidité de la chambre et la pression P = 0 à un volume 0) 8 ou un modèle linéaire (représentée sur la figure 4C). L'analyse de la boucle pression-volume peut fournir des informations supplémentaires sur la fonction diastolique. Une mesure de la relaxation active est dérivée de la baisse de la pression ventriculaire isovolumique au cours de la relaxation. La décroissance du taux monoexponentielle summum de la relaxation à l'apparition de remplissage LV est exprimée comme la constante de temps t 8.
La mesure de la conductance parallèle est essentielle à l'évaluation des cale volume rdiac. Alors que nous avons décrit l'utilisation de l'étalonnage de solution saline pour évaluer la conductance parallèle, un nombre croissant d'études a identifié d'autres méthodes pour évaluer la conductance parallèle. Étalonnage saline utilise l'équation de Baan 9, dans lequel α est uniforme facteur de correction de champ. Cependant, la paroi du coeur déplacement modifie le champ électrique qui soulève la question d'une α dynamique constante 24. En outre, la contribution de la paroi ventriculaire à la conductance varie au cours de la systole et la diastole, mais l'étalonnage saline utilise une valeur fixe pour la conductance parallèle 24. Pour y remédier, les concepts de temps variant de correction de champ, appelés l'équation de Wei, et la conductance parallèle instantanée, appelée «l'admission», ont été mis au point 25. Micro-cathéters récents qui mesurent l'admission ont été créés et utilisés avec succès dans les modèles de lésion cardiaque 1. Ces technologies représentent une signisigni- avance dans l'évaluation de l'analyse en boucle pression-volume.
Les paramètres systoliques et diastoliques obtenus par l'analyse de la boucle pression-volume fournit une évaluation complète de la fonction cardiaque. L'exactitude et la précision de ces analyses dépendent de l'attention au détail expérimental. Pour obtenir des boucles pression-volume cardiaque de bonne qualité chez les souris, un opérateur habile est crucial. En outre, il faut prendre soin dans le choix de l'anesthésie, une ventilation adéquate, la température corporelle, et le positionnement du cathéter dans le LV. L'analyse correcte des données obtenues dépendra instrument cohérent, une solution saline et l'étalonnage de la cuvette. Ces aspects sont mis en évidence dans ces méthodes écrites et la vidéo qui l'accompagne doivent fournir un cadre sur lequel se lancer dans ces études de la physiologie cardiaque.
Dépannage
1. Hypotension ou de bradycardie dans un état basal: tension artérielle normale de la souris et le cœur rmangé ont été résumées par dans les commentaires précédents de ce sujet 11.
a) Veiller à ce que la température du corps est au-dessus de 36 ° C en utilisant un thermomètre rectal. Si dessous de 36 ° C, un coussin chauffant ou des lampes de chauffage peuvent être utilisés pour augmenter la température du corps de la souris.
b) Évaluer les saignements durant la procédure chirurgicale. L'hémostase peut être réalisé avec une pression manuelle ou avec cautère. La perte de volume important peut être traitée avec des bolus de fluide de solution saline.
c) Déterminer si la souris est sur anesthésiés. Si cela est suspecté, bolus fluides salins peuvent être utilisés pour traiter l'hypotension. Il faut noter que la kétamine / xylazine, qui est utilisé pour les expériences ont démontré, peut être cardiodépresseur. Alternativement, l'anesthésie par inhalation en utilisant l'isoflurane (3-4% à induction, le maintien à 1,5% mélangé avec 95% d'oxygène et 5% de CO 2) peuvent être substitués. Agents anesthésiques alternatifs tels que l'uréthane (800 mg / kg) -1 étomidate (5-10mg kg -1) / morphine (2 mg kg -1) ou pentobarbital sodique (40-80 mg kg -1) peut être administré par voie intrapéritonéale 11.
2. Le bruit dans les canaux de pression ou de volume: Cela peut entraîner des interférences électromagnétiques ou une conductance sale cathéter / cassé. Faire une évaluation minutieuse des appareils électroniques qui peuvent contribuer à l'interférence. Si le bruit persiste, examiner le cathéter de conductance sous un microscope pour évaluer pour les matières adhérentes ou des dommages à la pointe du cathéter. Si possible, essayez une conductance cathéter frais pour voir si elle remédie au problème.
3. enregistrement Volume dérive au fil du temps: Cela peut être dû à un temps d'échauffement insuffisant pour le module hémodynamique. Laisser le module se réchauffer pendant 30 minutes avant que des mesures et des analyses d'étalonnage.
5. Le volume de lecture est plus importante que prévu: Cela peut se produire si le volume mesuré n'a pas été corrigé pour la conductance parallèle. Perform l'étalonnage saline défini dans le protocole étape 6 pour obtenir la conductance parallèle.
6. Mauvaise volume de la pression de la qualité des boucles: la boucle pression-volume idéal a une apparence carrée ou rectangulaire (voir la figure 2 par exemple). Si la forme de la boucle est irrégulière, manipuler ou tordre le cathéter de conductance dans la cavité LV pour voir si elle change la forme de la boucle doucement. Notre approche privilégiée pour accéder à la LV est à travers l'artère carotide (Protocole de l'étape 3.1) car cela ne nécessite pas l'ouverture de la poitrine, ce qui peut affecter l'hémodynamique. Cependant, l'approche de la carotide peut être sujette à un cathéter artefact boucles irréguliers. Ainsi, une approche apicale (Protocole de l'étape 3.2) peut être utilisé pour résoudre ce problème.
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Disclosures
Les auteurs ont rien à révéler.
Acknowledgments
Ce travail est soutenu par l'American Heart Association 14FTF20370058 (DMA) et le NIH T32 HL007101-35 (DMA).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| AnaSed (xylazine) | Lloyd Laboratories | NADA no. 139-236 | Anesthetic |
| Ketaset (ketamine) | Pfizer | 440842 | Anesthetic |
| VIP3000 | Matrx Medical Inc. | Anesthesia machine | |
| Ventilator | Harvard Apparatus | Model 683 | Surgical Equipment |
| Tubing kit | Harvard Apparatus | 72-1049 | Surgical Equipment |
| Homeothermic Blanket | Kaz Inc. | 5628 | Surgical Equipment |
| Stereo microscope | Carl Zeiss Optical Inc. | Stemi 2000 | Surgical Equipment |
| Illuminator | Cole–Parmer | 41720 | Surgical Equipment |
| Dumont no. 55 Dumostar Forceps | Fine Science Tools Inc | 11295-51 | Surgical Instruments |
| Graefe forceps, curved | Fine Science Tools Inc | 11052-10 | Surgical Instruments |
| Moria MC31 forceps | Fine Science Tools Inc | 11370-31 | Surgical Instruments |
| Mayo scissors | Fine Science Tools Inc | 14512-15 | Surgical Instruments |
| Iris scissors | Fine Science Tools Inc | 14041-10 | Surgical Instruments |
| Halsey needle holder | Fine Science Tools Inc | 12501-13 | Surgical Instruments |
| Olsen–Hegar needle holder | Fine Science Tools Inc | 12002-12 | Surgical Instruments |
| spring scissors | Fine Science Tools Inc | 15610-08 | Surgical Instruments |
| disposable underpads | Kendall/Tyco Healthcare | 1038 | Surgical Supplies |
| Sterile gauze sponges, sterile | Dukal | 62208 | Surgical Supplies |
| Cotton-tipped applicators, sterile | Solon | 368 | Surgical Supplies |
| Surgical suture, silk, 6-0 | DemeTECH | FT-639-1 | Surgical Supplies |
| 1 cc Insulin syringes | Becton Dickenson | 329412 | Surgical Supplies |
| Access 9 Hemostasis Valve | Merit Medical | MAP111 | Hemodynamic equipment |
| Sphygmomanometer | Baumanometer | 320 | Hemodynamic equipment |
| Millar PV system MPVS-300/400 or MPVS Ultra (includes calibration cuvette) | ADInstruments Inc | Hemodynamic equipment | |
| 1.4F conductance catheter | ADInstruments Inc | SPR-839 | Hemodynamic equipment |
| PowerLab 4/30 with Chart Pro | ADInstruments Inc. | ML866/P | Hemodynamic software |
| animal clipper | Wahl | 8787-450A | Miscellaneous |
| Intradermic tubing PE-10 | Becton Dickenson | 427401 | Miscellaneous |
| Intradermic tubing PE-50 | Becton Dickenson | 427411 | Miscellaneous |
| Needle assortment (18, 25 and 30 gauge; Thomas Scientific) | Miscellaneous | ||
| 0.9% (wt/vol) sodium chloride injection, USP) | Hospira | NDC no. 0409-4888-50 | Miscellaneous |
| Surgical tape | Miscellaneous | ||
| Alconox (Alconox Inc.) for catheter cleaning | ADInstruments Inc. | Miscellaneous |
References
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