Introduction
Decellularization og recellularization kan muliggøre generation af funktionelle, transplanterbare organer in vitro 1. Ved at fjerne celler og antigent materiale (f.eks., DNA, a-Gal-epitoper) fra et organ, der kan opnås den ikke- eller mindre-immunogene ekstracellulær matrix (ECM). Denne matrix sparer det tredimensionale microanatomy af et organ og kan tjene som det ideelle biomatrix til repopulation med celler af en anden, muligvis xenogene oprindelse 2. Således kunne en decellulariseret rottelever matrix genopbyggede med humane leverceller. Denne humaniseret mikro-leveren kunne tjene som en ex vivo model for forskning i sygdomme (f.eks., Medfødte metaboliske sygdomme, virale sygdomme eller maligniteter) eller for præklinisk farmaceutiske test 3.
Flere forskellige protokoller for rottelever perfusion decellularization er allerede offentliggjort 4-13. I alle protokoller, decellularization blev opnået ved perfusion af alkaliske ioniske eller ikke-ioniske detergenter via kanyle portal vene. Så vidt vi ved, var vi den første gruppe til at rapportere rottelever decellularization ved selektiv perfusion på portalen vene og / eller rotter hepatisk arterie 14. Aktivering af selektive perfusion af de forskellige vaskulære systemer i leveren kan muliggøre bedre decellularization resultater og desuden kan spille en vigtig rolle i cellulær repopulation.
I undersøgelsen beskrevet her, blev leverne perfunderet i et skræddersyet navnebeskyttet perfusion enhed, hvilket muliggør perfusion under oscillerende trykforhold. Disse trykforhold efterligne den fysiologiske respiratoriske-afhængige perfusion af leveren: in situ, leveren hænger under copula af membranen, hvis bevægelse under respiration har en direkte indvirkning på leveren perfusion. Inspiration specifikt fører til sænkning af mellemgulvet og klemme af leveren, optimeringhepato-venøs udstrømning, mens udløb fører til forhøjelse af leveren og sænkning af intraabdominale tryk for at optimere portal-venøs tilstrømning 15.
Vores mål var at vurdere, om oscillerende trykforhold har en indvirkning på homogeniteten af rottelever perfusion decellularization ved at efterligne intraabdominale forhold ex vivo. Homogeniteten af decellularization proces kan være en undervurderet faktor i perfusion decellularization. Alle kendte midler anvendt til leveren decellularization forårsage ændringer i ECM. Celler i dårligt perfusionerede områder forbliver inden for ECM, mens andre områder, der allerede er fuldstændigt decellulariserede. For at opløse de resterende celler, skal perfusion varighed eller tryk være forhøjet, forårsager flere ændringer til de godt perfusionerede områder. Således bør opvaskemidler til decellularization fordeles homogent i organet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Dyrene blev holdt på faciliteten for Eksperimentel Medicin (FEM, Charité, Berlin, Tyskland), og alle forsøgsprotokoller blev gennemgået og godkendt af staten Office of Health og lokale anliggender (LAGeSo, Berlin, Tyskland. Reg nr O 0365 / 11).
1. Lever Høst
- Præ-kirurgisk Fremstilling
- Brug en kork plade til fiksering. Sætte en medicinsk afdækningsstykke på pladen. Ved hjælp af fire nåle, fastsætte en indånding maske på proppen plade til intraoperativ indånding narkose.
- Prearrangement af portalen Venøs Kanyle
- Tilslut en perifer venekateter (G 20) til en tre-vejs stophane. Det venøse kateter skal skæres skråt, med en længde på ca.. 1,5 cm.
- De-luft systemet anvendelse af en 10 ml sprøjte fyldt med Ringer-opløsning. Det er meget vigtigt nøje de-luft, fordi gas emboli kan have en negativ indflydelse på perfusion decellularization.
- Prearrangementaf arteriekanylen
- Brug en sommerfugl kanyle og skæres nålen til en længde på 5 mm. Monter et 5 cm rør (ID 0,58 mm; OD 0,96 mm) til 5 mm nål og ordne det med superlim. Indsæt en 2 cm lange rør (ID 0,28 mm; OD 0,61 mm) i større rør og ordne det med superlim.
- Slip et andet rør i denne konstruktion som et anlæg, og ordne det med superlim. De-air den arterielle kanyle med en 5 ml sprøjte fyldt med Ringer-opløsning.
- Anæstesi og Analgesi
- Inducere narkose af rotte i anæstesi induktion kammer med 3,5% isofluran i oxygen ved en strømningshastighed på 1,5 l / min.
- For at sikre sikker analgesi under operationen, injicere Metamizol (100 mg / kg kropsmasse) og lav-dosis ketamin / medetomidin (10 mg / 0,1 mg pr kg legemsvægt) intraperitonealt.
- Levere 1,5% isofluran i 1 l / min ilt via inhalation maske for efterfølgende vedligeholdelse af kirurgisk anæstesi.
- Præoperative Arrangementer <ol>
- Barbere maven rundhåndet med en elektrisk klippemaskine. Fugt shaved incisionssted på abdomen med 70% ethanol til desinfektion.
- Placer dyret i liggende stilling på den forberedte plade, indsætte hovedet ind i indånding maske og løse lemmerne med medicinsk tape og ben. Fjern overskydende ethanol og pels med en gaze kompres.
- Vurdere anæstesi dybde ved at se den respirationsfrekvens. Når bedøvelsen virker dybt nok (40-60 vejrtrækninger / min), kontrollere, om analgesi er tilstrækkelig ved at forsøge at udløse tå knivspids refleks hjælp kirurgiske pincet til at klemme huden mellem tæerne på begge bagben.
- Lav en median snit ind i den caudale bugvæggen over blæren. Klip fra dette punkt til både laterale kystnære buer i en V-formet måde. Pas på ikke at skære ind i mellemgulvet. Træk cut bugvæggen over brystet. Fastgør formet som et sværd med en Overholt klemme, trække det kranialt og ordne det med en elastik. Brug våde vatpinde til at evakuere tarmen. Pak tarmen i en våd gazebind. Desuden dækker alle abdominal margener med våde bandager.
- Dissekere falciforme ligament. Brug en våd gaze bandage til at holde de mediale og venstre lever lapper kranialt under kuplen af membranen. Udsætte hepatoduodenal ligament og den øvre oment leverlap.
- Brug to microforceps og foråret saks til omhyggeligt dissekere ligament fastgjort til den øverste oment lap indtil lap er mobil. Flyt lap hjælp våde vatpinde under gaze komprimere, holde mediale og venstre lapper på plads.
- Efter mobilisering af den øverste oment lever lap, flytte maven til venstre. Fastgør maven med en klemme og dissekere den mindreårige omentum med microforceps og foråret saks.
- Mobilisere nedre omental leverlap indtil det er mobilt og efterfølgende flytte lap tilbage i sin hulhed. Brug en Backhaus klemme til at fastholde duodenum. Flyt duodenum til venstre for at strække og eksponere hepatoduodenal ledbånd. Afgrænse den fælles galdegang i strakt hepatoduodenal ledbånd.
- Dissekere galdegang fra fedt og bugspytkirtlen væv. Skær galdegang 1,5 cm fra galdegang bifurkation. Dissekere portal vene fra det omgivende fedtvæv. Udsætte den gastroduodenale vene.
- Ligere den gastroduodenale vene to gange med silke 6-0 og opdele vene mellem de 2 ligaturer. Dissekere cøliaki stammen og den fælles hepatiske arterie fra det omgivende væv, indtil alle arterielle rami er afsløret.
- Befri gastroduodenale arterie fra det omgivende væv. Binde den gastroduodenale arterie to gange med silke 6-0, med de bånd fjernt fra hinanden. Dissekere gastroduodenale arterie mellem de 2 ligaturer.
- Befri milt arteriefra det omgivende væv. Bind milt arterie to gange med silke 6-0, med de bånd fjernt fra hinanden. Dissekere milt arterie mellem de 2 ligaturer.
- Befri venstre gastrisk arterie fra det omgivende væv. Bind venstre gastrisk arterie to gange med silke 6-0, med de bånd fjernt fra hinanden. Dissekere arterien mellem de 2 ligaturer.
- Afgrænse ringere cava vene mellem højre nyre og den højre laterale leverlap. Dissekere vene fra den retroperitoneale rum. Udsætte aorta ved at følge cøliaki stammen.
- Dissekere retroperitoneal fedtvæv. Injicer 1.000 IE heparin i 1 ml saltvand i den nedre vena cava. Træk kanylen og lukke snittet med en vatrondel. Vent 1-2 min for den systemiske virkning af heparin.
- Afgrænse aorta med pincet. Dissekere aorta og exsanguinate rotten. Endvidere dissekere den nedre vena cava distalt fra nyren.
- Foretag en fisk-mund snit i den distale portal vene. Åbn snittet med pincet og kanyle portalen vene. Skyl leveren med 20 ml Ringer opløsning, indtil leveren decolorizes og fastgør kanylen med ligaturer (silke 6-0).
- Dissekere aorta over cøliaki stammen. Befri aorta segment fra den retroperitoneale rum. Skær aorta segment langs for at generere en aorta patch. Sæt selvbyggede kanyle ind i en statisk holder.
- Bruge 2 pincet til at glide aorta patch over kanylen. Ligere den hepatiske arterie med silke 6-0 over kanylen og løse plasteret på mellemstykket.
- Åbne membranen, gør en cirkulær incision og dissekere leveren fra de omgivende strukturer.
- Store leveren i en steril 500 ml tank fyldt med 350 ml Ringer-opløsning indtil anvendelse.
2. detergentopløsninger
- 10% Triton X-100 stamopløsning
- Fyld en 1.000 ml flaske med 900 ml destilleret vand. og der tilsættes 100 ml Triton X-100 (99,9%). Brug en omrører til opløsning af Triton X-100. Fyld flasken med aqua dest. indtil et totalvolumen på 1000 ml er nået.
- 1% Triton X-100
- Tilsættes 100 ml af stamopløsningen (10%) til en 1.000 ml flaske. Tilføj 900 ml destilleret vand. og ryst flasken to gange. Foretage 1% Triton X-100-opløsning gennem et sterilt filter.
- 10% SDS stamopløsning
- Fyld en 1.000 ml flaske med 900 ml destilleret vand. og tilføj 66.99 g SDS (99,9%, densitet 0,67). Brug en omrører for at opløse SDS. Fyld flasken med aqua dest. indtil et totalvolumen på 1000 ml er nået.
- 1% SDS
- Tilsættes 100 ml af stamopløsningen (10%) til en 1.000 ml bottle. Tilføj 900 ml destilleret vand. og ryst flasken to gange. Foretage 1% SDS-opløsning gennem et sterilt filter.
3. Decellularization
- Opsætning af Perfusion Device
(14 modificeret fra Struecker et al.) Ordning af Perfusion Anordning til Selective Arteriel og Portal Venøs Perfusion af fire Rat Lever under Oscillerende Tryk Forhold: Figur 1.
- Link afløbet til en tre-vejs stophane og en Heidelberger udvidelse til at regulere oliestanden og fyld reaktor med 500 ml 0,9% NaCl.
Figur 2:. Scheme af perfusionen opsætning Link perfusionskammeret (1.400 cm3) (1) til den distale ende (4) af boblen fælden (5) på portalen veneadgang (2) eller via den arterielle acces (3). Boblen fælde (5) bør være udstyret med en tætning (4) i den distale ende og en udluftning (6). Tilslut boble fælde (5) til en Heidelberger forlængelse (7). Knytte Heidelberger udvidelse til pumpesegmentet (8). Desuden tilslut pumpen segment (8) til en anden Heidelberger forlængelse (9). Sæt den sidste Heidelberger forlængelse (9) ind i flaske rengøringsmiddel (10). Tilslut respiratoren (11) til perfusionskammeret (eller til det tryk distributør i tilfælde af flere perfusioner). At dræne reaktoren væsker, tilslut udstrømningen affaldet flaske (12).
- Indsæt pumpesegmentet ind i pumpen. Start pumpen for at fylde cyklussen med PBS, lukke den distale ende af et boblerør og åbn ventil. Når bunden af boblen er sikkert dækket med PBS (2-3 cm), lukkes udluftningsåbningen og åbne den distale ende af boblerør.
- Lever Installation
- Forbinde tre-vejs stophane af portalen vene kanyle til den relaterede adgang reaktoren. Connect den arterielle kanyle til det arterielle. Vær omhyggelig med at sikre, at ingen luft ind systemerne.
- Anvendelse af Oscillerende Tryk Forhold
- Brug åndedrætsværn med en frekvens på 15 slag i minuttet og en amplitude på 26 mbar (min. 4 mbar, max. 30 mbar). Tilslut respiratoren til trykfordelingen kammer og forbinde kammeret til reaktoren. Start trykpåføring.
- Decellularization Protokol
- Udfør perfusion trin med en flowhastighed på 5 ml / min. Start decellularization med perfusion af leveren med 1% Triton X-100 i 90 min. Tillad affald udstrømning via udstrømning af perfusionen anordning til at holde væskeniveauet inde perfusionskammeret konstant og over den perfunderede leveren. Efter 90 minutter, ændre rengøringsmiddel til 1% SDS.
- Udfør perfusion trin med en flowhastighed på 5 ml / min. Start decellularization med perfusion af leveren med 1% Triton X-100 i 90 min. Tillad affald udstrømning via udstrømning af perfusionen anordning til at holde væskeniveauet inde perfusionskammeret konstant og over den perfunderede leveren. Efter 90 minutter, ændre rengøringsmiddel til 1% SDS.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Homogenitet og dermed effektiviteten af forskellige decellularization protokoller blev evalueret ved makroskopisk observation, histologisk analyse, og analyse af den resterende DNA-indhold inden decellulariseret lever matricer. Endvidere blev korrosion støbning udført for at visualisere det intakte microanatomy af lever efter decellularization.
Makroskopi
Under decellularization, lever bliver lucent, hvilket indikerer fjernelse af cellulære indhold. Lever perfunderet på portalen vene viste uhomogen belysning (og dermed decellularization), med makroskopisk synlige resterende celler under og efter decellularization (hvide pile). Lever perfunderet via den hepatiske arterie viste en mere homogen decellularization bane og ingen synlige resterende celler. Hvis levere blev perfunderet med anvendelsen af oscillerende trykforhold, ingen tilbageværende celler var synlige, uanset perfusion rute.
Figur 4: Makroskopiske Resultater af Rat Liver Decellularization uden Oscillerende Tryk Forhold. Venstre: rottelever decellulariserede via den hepatiske arterie. Leveren vises Lucent, uden makroskopisk synlige resterende celler. Til højre: Lever perfunderet på portalen vene. Leveren vises uhomogent decellulariserede, med makroskopisk synlige celler
Figur 5: Makroskopiske resultater af rottelever decellularization under oscillerende trykforhold. Venstre: rottelever decellulariserede via den hepatiske arterie. Til højre: Lever perfunderet på portalen vene. Begge lever vises Lucent, uden synlige tilbageværende celler.
Histologisk evaluering
Histologisk evaluering af decellulariserede lever matricer supported de makroskopiske fund. Lever perfunderet via den hepatiske arterie viste ingen tilbageværende celler, uanset om de blev perfunderet under oscillerende trykforhold. Lever perfunderet på portalen vene viste zoner af de resterende celler, selv om de blev perfunderet med anvendelsen af oscillerende trykforhold. Men anvendelsen af oscillerende trykforhold reduceret resterende cellemasse i lever perfunderes via portvenen. ECM af leverne blev bevaret, uden synlige forskelle på tværs af alle anvendte protokoller.
Figur 6: H / E Farvning af decellulariserede Lever matricer. AP: decellulariserede liver matrix perfunderet via den hepatiske arterie uden oscillerende trykforhold. A + P: decellulariserede liver matrix perfunderet via den hepatiske arterie under oscillerende trykforhold. PA-P: decellulariserede liver matrix perfunderet på portalen vene uden oscillerende trykforhold. PA + P: decellulariserede liver matrix perfunderet på portalen vene under oscillerende trykforhold. Pile: Resterende celleklynger.
DNA-indhold
DNA-indholdet pr tør vægt af leveren matrix faldet i alle forsøgsgrupper sammenlignet med i native lever, selv om forskellene var kun statistisk signifikant i grupperne perfunderede under oscillerende trykforhold (PV + P; A + P). Den laveste mængde DNA pr tørvægt blev fundet i lever perfunderes via den hepatiske arterie under oscillerende trykforhold.
Figur 7: DNA Content Per tørvægt Liver Matrix (modificeret fra Struecker et al. 14). Lever decellulariserede via den hepatiske arterie vis færre resterende DNA end perfundered på portalen vene gøre. Lever perfunderet under oscillerende trykforhold viser mindre resterende DNA end dem decellulariseret uden disse betingelser gør. Således lever perfunderes via den hepatiske arterie under oscillerende trykforhold viser mindst tilbageværende DNA-indhold.
Korrosion Støbning
Korrosion støbning af decellulariserede lever matricer bekræftede, at microanatomy af lever (herunder protein rammerne af portalen venøse system arteriesystemet og galdeveje) er bevaret under decellularization.
Figur 8: Fotografi af en Korrosion Støbning af en decellulariseret Rat Liver Matrix (modificeret fra Struecker et al. 14). Trods fjernelse af alle celler, det microanatomy af orglet, herunder portalen venøse (blå) og arterielle (rød) systemer, er bevaret. Den remalingen vigtigste grene af galdeveje er støbt i gult.
Tabel 1: Eksperimentelle grupper til vurdering af effekten af Oscillerende Tryk Forhold og Perfusion rute på Rat Liver Decellularization.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Selv om den præsenterede teknik til rottelever høst og decellularization er let at reproducere, er der visse kritiske skridt til at overveje:
Ved klargøring til liver høst, er det vigtigt at undgå alvorlige blødninger, fordi det vil aktivere blodkoagulation og kan føre til blodpropdannelse i leveren. Efter vores mening, er det en fordel at incise den abdominale aorta umiddelbart før kanylering af portalen vene for at undgå blod tilstrømning via den hepatiske arterie under perfusion på portalen vene. Når leveren er kanylerede og klart perfunderet, blodpropdannelse er ikke længere et problem.
Efter liver høst og transport til perfusionsindretning, forbindelsen af lever til perfusion enheden er en særlig kritisk skridt, fordi optagelse af gasbobler ind i perfusion cirkel skal undgås for at forhindre gas emboli. Det er nyttigt at Prefill tre-vejs ventil, som jegs forbundet til leveren kanyle, med PBS under anvendelse af en sprøjte og en tynd kanyle direkte før tilslutning ventilen til perfusion system.
Efter perfusion er etableret, om alle rør stik, tre-vejs ventiler og rør er perfekt forbundet skal kontrolleres igen. Hvis lever perfunderes til længere varigheder (f.eks., O / N), kan selv en lille fejl i forbindelse føre til luft opsugning ind perfusionssystemet, hvilket fører til fatale perfusion resultater.
De præsenterede data er begrænset af det faktum, at det optimale tryk og hyppigheden af oscillerende trykændringer for de bedste resultater decellularization fortsat uklare. Endvidere kan trykstyret perfusion føre til bedre og mere stabile resultater end flow-kontrollerede perfusion gør. Trykstyret perfusion muliggør anvendelsen af en perfusion protokol til lever i forskellige størrelser og vægt, med samme resultat, fordi strømmen automatisk be tilpasses.
Den hepatiske arterie og portal vene er signifikant forskellige med hensyn til størrelse og fysiologiske strømningshastigheder. Således vil en konstant perfusion rate (5 ml / min) sikkert føre til forskellige perfusionstryk inden for de to vaskulære systemer. Ligeledes vil en konstant perfusionstryk resultere i forskellige perfusionshastigheder. En metode til at sammenligne decellularization effektivitet via to perfusion ruter ville være at udføre perfusion ved fysiologiske perfusion pres eller perfusionshastigheder via begge ruter. Men for at gøre resultaterne sammenlignelige i den aktuelle undersøgelse, valgte vi en konstant perfusion sats for begge ruter. Desværre, ved hjælp af vores enhed, var vi ikke i stand til at måle perfusion tryk inden perfusionerede lever.
Vores næste generation perfusion enheder vil være mindre for at minimere mængden af perfusion medier nødvendig. Endvidere vil pumpeindretninger aktivere trykstyret perfusion.
The præsenteret teknik forekommer meget nyttigt for reproducerbar, homogen rottelever decellularization. Hvorvidt præsenterede teknik er passende for recellularization og orgel modning in vitro skal yderligere op. Uanset om oscillerende trykforhold har indflydelse på repopulerede celler vil være en genstand for yderligere forsøg.
Den præsenterede teknik er mere sofistikeret end andre rotte lever perfusion enheder, og viser flere klare fordele: 1) Den homogene decellularization er reproducerbar, med gode resultater, når oscillerende trykforhold anvendes. 2) perfusionsindretning er forseglet og muliggør steril decellularization, hvilket er en forudsætning for matrix repopulation og langsigtet perfusion. 3) præsenterede protokol er kortere end andre offentliggjorte protokoller, men er stadig meget effektiv. 4) Selektiv perfusion af portalen vene og den hepatiske arterie gør selektiv cellerepopulation via forskellige systemer muligt,hvilket kan være et vigtigt redskab.
Perfusion enhed vil blive anvendt i yderligere decellularization eksperimenter at forfine og optimere rottelever decellularization. Virkningen af trykstyret perfusion vil blive eksperimentelt evalueret og sammenlignet med flow-kontrolleret perfusion. Tilsætning af yderligere elementer (f.eks. En "dialyse enhed", en varmeveksler, en oxygenator) for genoprettelse af bestanden, kultur og modning eksperimenter synes muligt og rimeligt at videreudvikle præsenterede enhed.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Self built arterial cannula | |||
| Portex Non Sterile Polyethene Tubing | SIMS Portex | REF 800/110/100 | 0.28 mm ID 0.61 mm OD |
| Portex Non Sterile Polyethene Tubing | SIMS Portex | REF 800/110/200 | 0.58 mm ID 0.96 mm OD |
| Venodrop Safe butterfly catheter | Fresenius Kabi | 3275851 | 21 G |
| portal vein cannula | |||
| Periphereal Venous Catheter | BD | 393224 | BD Venflon Pro 20G |
| Three-way stopcock | smiths medical | 888-101RE | |
| surgery | |||
| Cotton Sticks | Hecht-Assistent | 4302 | |
| Cotton Pads | Shaoxing Zhengde Surgical dressing | 13H118-03 | |
| Gauze Bandage | Hubei Haige Medical Instruments | 14388 | |
| Ringer Solution | Fresenius Kabi | 13 HKP022 | 1000 ml |
| 10 ml Syringe | Braun | 4606108V | 10 ml/ Luer Solo |
| 5 ml Syringe | Braun | 4606061V | 5 ml /Luer Solo |
| Suture (Silk 6/0) | Resorba | H1F | LOT 105001.81 |
| medical drape | Shaoxing Zhengde Surgical dressing | D0613011 | |
| surgical instruments | |||
| needle holder | Geuder | 17570 | |
| micro-forceps | Inox-Electronic | 91150-20 | |
| micro-scissors | Martin | 11-740-11 | |
| micro-forceps | S&T | 112314 | |
| Clamp | Aesculap | BH111R | |
| scissors | F S T | 14501-14 | |
| surgical forceps | Aesculap | BD 557 | |
| Decellularisation | |||
| Respirator | Resmed | 14.24.11.0004 | SmartAIR ST |
| Perfusion Device | Charite, medical engineering laboratory | custome-made device | decellularisation device |
| peristaltic pump ismatec reglo ICC | IDEX | ISM4408 | 4-channel |
| heidelberger extension 75 cm | Fresenius Kabi | 2873 | 75 cm |
| MS/CA pump-segment | IDEX | IS 3510 | MS/CA/click'n'go/POM-C |
| CA 2-stopper tube | Pharmed | BPT NSF-51 | |
| bubble trap | custome-made item | ||
| Luer Lock hose connector | Neolab | No. 02-1887 | |
| Detergents | |||
| SDS pellets | Carl Roth | CN30.4 | 2.5 kg |
| Triton X-100 | Carl Roth | 3051.1 | 10 L |
| PBS | Gibco | 14190-094 | DPBS |
| staining | |||
| Eosin 1% | Morphisto | 10177 | |
| Mayer hematoxylin | AppliChem | A4840 | |
| gomori staining | Morphisto | 11104 | |
| AlcainBlue-PAS staining | Morphisto | 11388 | |
| Direct Red 80 | Sigma Aldrich | 365548 | |
References
- Struecker, B., Raschzok, N., Sauer, I. M. Liver support strategies: cutting-edge technologies. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 11, 166-176 (2014).
- Crapo, P. M., Gilbert, T. W., Badylak, S. F. An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials. 32, 3233-3243 (2011).
- Wang, X., et al. Decellularized liver scaffolds effectively support the proliferation and differentiation of mouse fetal hepatic progenitors. J Biomed Mater Res A. , (2013).
- Uygun, B. E., et al. Organ reengineering through development of a transplantable recellularized liver graft using decellularized liver matrix. Nat Med. 16, 814-820 (2010).
- Shupe, T., Williams, M., Brown, A., Willenberg, B., Petersen, B. E. Method for the decellularization of intact rat liver. Organogenesis. 6, 134-136 (2010).
- Bao, J., et al. Construction of a portal implantable functional tissue-engineered liver using perfusion-decellularized matrix and hepatocytes in rats. Cell transplantation. 20, 753-766 (2011).
- Baptista, P. M., et al. The use of whole organ decellularization for the generation of a vascularized liver organoid. Hepatology. 53, 604-617 (2011).
- Soto-Gutierrez, A., Wertheim, J. A., Ott, H. C., Gilbert, T. W. Perspectives on whole-organ assembly: moving toward transplantation on demand. J Clin Invest. 122, 3817-3823 (2012).
- Soto-Gutierrez, A., et al. A whole-organ regenerative medicine approach for liver replacement. Tissue engineering. Part C, Methods. 17, 677-686 (2011).
- De Kock, J., et al. Simple and quick method for whole-liver decellularization: a novel in vitro three-dimensional bioengineering tool. Archives of toxicology. 85, 607-612 (2011).
- Park, K. M., Woo, H. M. Systemic decellularization for multi-organ scaffolds in rats. Transplantation proceedings. 44, 1151-1154 (2012).
- Shirakigawa, N., Ijima, H., Takei, T. Decellularized liver as a practical scaffold with a vascular network template for liver tissue engineering. J Biosci Bioeng. , (2012).
- Ren, H., et al. Evaluation of two decellularization methods in the development of a whole-organ decellularized rat liver scaffold. Liver Int. 33, 448-458 (2013).
- Struecker, B., et al. Improved rat liver decellularization by arterial perfusion under oscillating pressure conditions. J Tissue Eng Regen Med. , (2014).
- Struecker, B., et al. Porcine Liver Decellularization Under Oscillating Pressure Conditions: A Technical Refinement to Improve the Homogeneity of the Decellularization Process. Tissue engineering. Part C, Methods. , (2014).
