Introduction
Decellularisering och recellularization kan möjliggöra bildandet av funktionella, transplanterbara organ in vitro 1. Genom att avlägsna celler och antigent material (t ex., DNA, a-Gal-epitoper) från ett organ, den icke- eller mindre immunogena extracellulär matrix (ECM) kan erhållas. Denna matris bevarar den tredimensionella mikroanatomi av ett organ och kan tjäna som en idealisk biomatris för rekolonisering med celler från en annan, möjligen xenogena ursprung 2. Således kan en decellulariserad råttlever matrisen nyinsatta med humana leverceller. Denna humaniserade mikro levern skulle kunna tjäna som en ex vivo-modell för forskning om sjukdomar (t.ex.., Medfödda ämnesomsättningssjukdomar, virussjukdomar eller maligniteter) eller preklinisk läkemedelstestning 3.
Flera olika protokoll för råttlever perfusion decellularisering har redan publicerats 4-13. I alla protokoll, decellularsering uppnåddes genom perfusion av alkaliska joniska eller icke-joniska detergenter via kanyle portvenen. Så vitt vi vet var vi den första gruppen att rapportera råttlever decellularisering genom selektiv perfusion via portalen ven och / eller råtta leverartären 14. Aktivera selektiv perfusion av de olika vaskulära system i levern kan möjliggöra bättre decellularisering resultaten och, dessutom, kan spela en viktig roll i cellulär rekolonisering.
I studien beskrivs här, var lever perfusion i en skräddarsydd egen perfusion enhet möjliggör perfusion enligt oscillerande tryckförhållanden. Dessa tryckförhållanden härma den fysiologiska andningsberoende perfusion av levern: in situ, hänger levern under copula av membranet, vars rörelse under andning har en direkt inverkan på leverperfusion. Inspiration leder specifikt till sänkning av membranet och klämma av levern, optimeraLever och venösa utflödet leder medan utgången av förhöjda lever och sänkning av intraabdominella trycket att optimera portal venös inflöde 15.
Vårt mål var att utvärdera om oscillerande tryckförhållanden har en inverkan på homogeniteten av råttlever perfusion decellularisering genom att härma intraabdominal villkor ex vivo. Den homogenitet decellularisering processen kan vara en underskattad faktor i perfusion decellularisering. Alla kända medel som används för lever decellularisering orsaka förändringar av ECM. Celler i dåligt perfunderade områden kvar inom ECM, medan andra områden är redan helt decellulariseras. För att lösa de kvarvarande cellerna, måste perfusion varaktighet eller tryck höjas, vilket flera förändringar till väl perfusion områden. Därför bör tvättmedel för decellularisering fördelas homogent inom organet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Djuren hålls vid anläggningen för Experimental Medicine (FEM, Charité, Berlin, Tyskland), och alla experimentella protokoll har granskats och godkänts av staten Office of Health och lokala frågor (LAGeSo, Berlin, Tyskland,. Dnr O 0365 / 11).
1. Lever Skörd
- Pre-kirurgisk Framställning
- Använd en korkplatta för fixering. Sätt en Medicinsk duk på plattan. Med hjälp av fyra nålar, fixa en inandningsmask på korken platta för intraoperativ inandning narkos.
- Förbokning av portalen venkanylen
- Anslut en perifer venkateter (G 20) till en trevägskran. Venkatetern bör skäras snett, med en längd av ca.. 1,5 cm.
- De-luft systemet med användning av en 10 ml spruta fylld med Ringers lösning. Det är mycket viktigt att noggrant de-luft eftersom gasemboli kan påverka perfusionen decellulariseringen negativt.
- Förbokningav artärkanylen
- Använd en fjärilskanyl och skär nålen till en längd av 5 mm. Montera en 5 cm rör (ID 0,58 mm, OD 0,96 mm) till 5 mm nålen och fäst den med superlim. Sätt i en 2 cm långa rör (ID 0,28 mm, OD 0,61 mm) i större röret och fixa det med superlim.
- Slip annat rör över denna konstruktion som ett anslag och fixa det med superlim. De-luft artärkanylen med en 5 ml spruta fylld med Ringers lösning.
- Bedövning och smärtlindring
- Inducera narkos hos råttan i anestesi induktionskammare med 3,5% isofluran i syre vid en flödeshastighet av 1,5 l / min.
- För att garantera säker smärtlindring under operationen, injicera metamizol (100 mg / kg kroppsvikt) och låg dos ketamin / medetomidin (10 mg / 0,1 mg per kg kroppsvikt) intraperitonealt.
- Supply 1,5% isofluran i en l / min syre via inandning mask för efterföljande underhåll av kirurgisk anestesi.
- Preoperativa Arrangemang <ol>
- Raka buken frikostigt med en elektrisk klippningsmaskin. Fukta rakade snittstället på buken med 70% etanol för desinficering.
- Placera djuret i ryggläge på den förberedda plattan sätter huvudet i inandnings masken och fixa benen med medicinsk tejp och stift. Avlägsna överskott av etanol och päls med en gasbinda kompress.
- Utvärdera anestesidjupet genom att titta på andningsfrekvensen. När bedövningen verkar tillräckligt djupt (40-60 andetag / min), kontrollera om smärtlindring räcker genom att försöka utlösa tå nypa reflex med kirurgiska pincett för att nypa ihop huden mellan tårna på båda bakbenen.
- Gör en median snitt i den kaudala bukväggen ovanför blåsan. Klipp från denna punkt till båda sidokust valv i en V-formad sätt. Var noga med att inte skära in i membranet. Dra cut bukväggen över bröstet. Fäst xiphoid med en Overholt klämma, dra kranialt och fixa det med ett gummiband. Använd våta bomullspinnar för att evakuera tarmen. Linda tarmen i en våt gasbinda. Dessutom täcker alla buken marginaler med våta bandage.
- Dissekera falciformligament. Använd en våt gasbinda för att hålla de mediala och vänster leverlober kranialt under kupolen av membranet. Exponera hepatoduodenal ligament och övre omental leverlob.
- Använd två microforceps och fjäder sax för att noggrant dissekera ligamentet fäst vid den övre omentalt lob tills lob är mobil. Flytta loben med hjälp av våta bomullspinnar under gasväv komprimera, håller mediala och vänster lober på plats.
- Efter utnyttjande av övre omental leverlob flyttar magen till vänster. Fäst magen med en klämma och dissekera mindre omentum med microforceps och våren sax.
- Mobilisera nedre omental leverlob tills den är mobil och därefter flytta loben tillbaka till sin hålighet. Använd en Backhaus klämma för att behålla tolvfingertarmen. Flytta tolvfingertarmen till vänster för att sträcka ut och exponera hepatoduodenal ligament. Omskriva den gemensamma gallgången i den sträckta hepatoduodenal ligamentet.
- Dissekera gallgången från fett och pankreasvävnad. Skär gallgången 1,5 cm från gallgången bifurkation. Dissekera portvenen från omgivande fettvävnad. Exponera gastroduodenala venen.
- Ligate den gastroduodenala venen två gånger med silke 6-0 och dela venen mellan 2 ligaturer. Dissekera celiaki stammen och den gemensamma leverartären från den omgivande vävnaden tills alla arteriella rami avslöjas.
- Befria den gastroduodenala artären från den omgivande vävnaden. Knyt den gastroduodenala artären två gånger med silke 6-0, med banden på avstånd från varandra. Dissekera gastroduodenala artären mellan 2 ligaturer.
- Befria mjälten artärenfrån den omgivande vävnaden. Knyt mjälten artären två gånger med silke 6-0, med banden på avstånd från varandra. Dissekera mjälten artären mellan 2 ligaturer.
- Befria den vänstra gastric artär från omgivande vävnad. Knyt den vänstra gastric artär två gånger med silke 6-0, med banden på avstånd från varandra. Dissekera artären mellan de två ligaturerna.
- Omskriva sämre caval ven mellan höger njure och den högra sido leverlob. Dissekera venen från retroperitoneala rummet. Exponera aorta genom att följa celiaki stammen.
- Dissekera retroperitoneala fettvävnad. Injicera 1000 lE heparin i en ml koksaltlösning i den nedre hålvenen. Dra tillbaka kanylen och stänga snittet med en bomullstuss. Vänta 1-2 minuter för den systemiska effekten av heparin.
- Omskriva aortan med pincett. Dissekera aorta och exsanguinate råttan. Vidare dissekera den nedre hålvenen distalt från njuren.
- Gör en fisk-mun snitt i den distala portvenen. Öppna snittet med pincett och kanylera portvenen. Spola levern med 20 ml Ringer-lösning tills levern decolorizes och fixera kanylen med ligaturer (silke 6-0).
- Dissekera aortan ovanför celiaki stammen. Befria aorta segment från retroperitonealrummet. Skär aorta segment i längdriktningen för att generera en aorta lapp. Sätt i hemmabyggda kanyl i en statisk hållare.
- Använd 2 pincett för att glida aorta lapp över kanylen. Ligate leverartären med silke 6-0 över kanylen och fäst plåstret på distansen.
- Öppna membran, gör en cirkulär snitt och dissekera levern från omgivande strukturer.
- Store levern i en steril 500 ml tank fylld med 350 ml Ringer-lösning tills de användes.
2. detergentlösningar
- 10% Triton X-100 förrådslösning
- Fyll en 1000 ml flaska med 900 ml dest. och tillsätt 100 ml Triton X-100 (99,9%). Använd en omrörare för upplösning av Triton X-100. Fyll flaskan med dest. tills en total volym av 1000 ml uppnås.
- 1% Triton X-100
- Tillsätt 100 ml av förrådslösningen (10%) till en 1000 ml flaska. Lägg 900 ml dest. och skaka flaskan två gånger. Välja en% Triton X-100-lösning genom ett sterilt filter.
- 10% SDS-stamlösning
- Fyll en 1000 ml flaska med 900 ml dest. och tillsätt 66,99 g SDS (99,9%, densitet 0,67). Använd en omrörare för upplösning av SDS. Fyll flaskan med dest. tills en total volym av 1000 ml uppnås.
- 1% SDS
- Tillsätt 100 ml av förrådslösningen (10%) till en 1000 ml bottle. Lägg 900 ml dest. och skaka flaskan två gånger. Välja en% SDS-lösning genom ett sterilt filter.
3. decellularisering
- Set-up av Perfusion Device
Figur 1:. Scheme av Perfusion enhet för selektiv arteriell och Portal venös perfusion av fyra råttlevrar enligt Oscillerande tryckförhållanden (. Modifierats Struecker et al 14)
- Länka avloppet till en trevägskran och en Heidelberger förlängning att reglera fyllningsnivån och fylla reaktorn med 500 ml 0,9% NaCl.
Figur 2:. Schema av perfusionen set-up Länk perfusionskammaren (1400 cm 3) (1) till den distala änden (4) av den bubbelfälla (5) via portalen venös tillgång (2) eller via den arteriella accessen (3). Den bubbelfälla (5) bör vara utrustade med en tätnings (4) vid den distala änden och en ventil (6). Anslut bubbelfällan (5) till en Heidelberger förlängning (7). Länka Heidelberger förlängning till pumpsegmentet (8). Dessutom ansluter pumpsegmentet (8) till en annan Heidelberger förlängning (9). Sätt den sista Heidelberger förlängning (9) i flaskan med rengöringslösning (10). Anslut respirator (11) till perfusionskammaren (eller tryckfördelaren när det gäller flera perfusioner). För att tömma reaktorvätskor ansluta utflödet till avfallsflaskan (12).
- Sätt i pumpsegmentet in i pumpen. Starta pumpen för att fylla cykeln med PBS, stänger den distala änden av den bubbelfälla och öppna ventilen. När botten av bubblan är ordentligt täckta med PBS (2-3 cm), stäng ventilen och öppna distala änden av bubbelfällan.
- Lever Montering
- Länka trevägskran av portalen ven kanylen till den tillhörande reaktor tillgång. Cnslut artärkanylen till artär tillträde. Var noga med att se till att ingen luft kommer in i systemen.
- Tillämpning av Oscillating Tryck Villkor
- Använd en respirator med en frekvens på 15 bpm och en amplitud på 26 mbar (min. 4 mbar, max. 30 mbar). Anslut respiratorn till fördelningstryckkammaren och anslut kammaren till reaktorn. Starta tryckapplicering.
- Decellularisering Protokoll
- Utför perfusion steg med en flödeshastighet av 5 ml / min. Starta decellularisering med perfusion av levern med 1% Triton X-100 för 90 min. Tillåt avfall UTFLÖDE via utflödes av perfusionsanordning för att hålla vätskenivån inuti perfusionskammaren konstant och ovanför den perfunderade levern. Efter 90 minuter, ändra detergenten till 1% SDS.
- Utför perfusion steg med en flödeshastighet av 5 ml / min. Starta decellularisering med perfusion av levern med 1% Triton X-100 för 90 min. Tillåt avfall UTFLÖDE via utflödes av perfusionsanordning för att hålla vätskenivån inuti perfusionskammaren konstant och ovanför den perfunderade levern. Efter 90 minuter, ändra detergenten till 1% SDS.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Den homogenitet och därmed effektiviteten av olika decellularisering protokoll utvärderades genom makroskopisk observation, histologisk analys och analys av den återstående DNA-innehållet i decellulariserade lever matriser. Vidare korrosionsgjutning utförs för att visualisera den intakta mikroanatomi i lever efter decellularisering.
Makroskopi
Under decellularisering, levrar blir lucent, vilket indikerar avlägsnande av cellulärt innehåll. Lever perfusion via portalen ven visade inhomogena belysning (och därmed decellularisering), med makroskopiskt synliga återstående cellerna under och efter decellularisering (vita pilar). Lever perfusion via leverartären visade en mer homogen decellularisering kurs och inga synliga kvarvarande celler. Om levrarna perfunderades med tillämpningen av oscillerande tryckbetingelser, inga kvarvarande celler var synliga, oberoende av perfusionen rutten.
Figur 4: Makroskopiska resultat för råttlever decellularisering utan Oscillerande tryckförhållanden. Vänster: Råttlever decellulariseras via leverartären. Levern visas Lucent, utan makroskopiskt synliga kvarvarande celler. Höger: Lever perfusion via portalen ven. Levern visas inhomogent decellulariseras, med makroskopiskt synliga celler
Figur 5: Makroskopiska resultat från råttlever decellularisering enligt oscillerande tryckbetingelser. Vänster: Råttlever decellulariseras via leverartären. Höger: Lever perfusion via portalen ven. Båda lever verkar Lucent, utan synliga kvarvarande celler.
Histologisk utvärdering
Histologisk utvärdering av decellulariseras lever matriser stöded de makroskopiska fynd. Lever perfusion via leverartären visade inga kvarvarande celler, oavsett om de perfunderades enligt oscillerande tryckförhållanden. Lever perfusion via portvenen visade zoner återstående cellerna, även om de perfunderades med tillämpning av oscillerande tryckförhållanden. Tillämpningen av oscillerande tryckförhållanden reducerade kvarvarande cellmassan i lever perfusion via portalen ven. ECM av levern var konserverad, utan synliga skillnader mellan alla tillämpade protokoll.
Figur 6: H / E Färgning av decellulariserade lever matriser. AP: decellulariserad lever matris perfusion via leverartären utan oscillerande tryckförhållanden. A + P: decellulariserade lever matris perfusion via leverartären enligt oscillerande tryckförhållanden. PA-P: decellulariserade lever matrix perfusion via portalen ven utan oscillerande tryckförhållanden. PA + P: decellulariserad lever matris perfusion via portalen ven enligt oscillerande tryckförhållanden. Pilar: Återstående cellkluster.
DNA-innehåll
Den DNA-innehållet per torrvikt av lever matris minskade i alla experimentella grupper jämfört med i inhemska lever, även om skillnaden endast var statistiskt signifikant i grupperna perfusion enligt oscillerande tryckförhållanden (PV + P, A + P). Den lägsta mängden DNA per torrvikt hittades i lever perfunderas via leverartären enligt oscillerande tryckbetingelser.
Figur 7: DNA-innehåll Per Torrvikt av lever Matrix (modifierad från m.fl. Struecker 14.). Lever decellulariserade via leverartären visa färre återstående DNA än de GJUTAd via portådern göra. Lever perfusion enligt oscillerande tryckförhållanden visar mindre återstående DNA än de decellulariseras utan dessa villkor göra. Således, lever perfusion via leverartären enligt oscillerande tryckförhållanden visar minst återstående DNA-innehållet.
Korrosions Gjutning
Korrosions gjutning av decellulariserade lever matriser bekräftade att mikroanatomi i lever (inklusive protein ramen för portalen venösa systemet, det arteriella systemet och galla) bevaras under decellularisering.
Figur 8: Fotografera av en Korrosion Gjutning av en decellulariserad råttlever Matrix (modifierad från et al Struecker 14.). Trots att avlägsna alla celler, den mikroanatomi av organet, inklusive portalen venous (blå) och arteriella (röd) system, bevaras. Den remaining huvudgrenar gallrelaterade är gjutna i gult.
Tabell 1: Experimentella Grupper för att bedöma effekten av Oscillerande Tryck Villkor och Perfusion rutt på råttlever decellulariseringen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Även den presenterade tekniken för råttlever skörd och decellularisering är lätt reproducerbar, det finns vissa viktiga steg att tänka på:
Under förberedelse för lever skörd, är det viktigt att undvika allvarlig blödning, eftersom det kommer att aktivera blodkoagulation och kan leda till blodproppsbildning i levern. Enligt vår mening, är det fördelaktigt att incisionsfilm bukaorta direkt före kanyle av portalen ven för att undvika blodinflöde via leverartären under perfusion via portalen ven. När levern kanyl och tydligt perfusion, är blodproppsbildning inte längre ett problem.
Efter lever skörd och transport till perfusionsanordning, är anslutningen av lever till perfusionsanordning ett särskilt kritiskt steg eftersom införandet av gasbubblor i perfusion cirkeln måste undvikas för att förhindra gas emboli. Det är nyttigt att Prefill den trevägsventil, som jags ansluten till levern kanylen, med PBS genom att använda en spruta och en tunn kanyl direkt innan du ansluter ventilen till perfusion systemet.
Efter perfusion är etablerad, om alla rörkopplingama, trevägs ventiler och rör bra förbindelser bör kontrolleras på nytt. Om lever är perfusion för längre löptider (t.ex.., O / N), kan även ett litet fel i samband leda till luft suga in perfusionssystemet, vilket leder till dödliga perfusion resultat.
De presenterade uppgifterna begränsas av det faktum att det optimala trycket och frekvensen av oscillerande tryckförändringar för de bästa decellularisering resultaten fortfarande oklara. Vidare kan tryckstyrda perfusion leda till bättre och mer stabila resultat än flödesstyrd perfusion gör. Tryckstyrd perfusion möjliggör tillämpningen av en perfusion protokoll lever i olika storlekar och vikter, med samma resultat, eftersom flödet automatiskt be anpassas.
Den leverartären och portvenen är väsentligt annorlunda i fråga om storlek och fysiologiska flödeshastigheter. Således kommer en konstant perfusionshastighet (5 ml / min) säkert resultera i olika perfusionstryck inom de två vaskulära systemen. På samma sätt kommer ett konstant perfusionstryck resultera i olika perfusion hastigheter. En metod för att jämföra decellularisering effekt via de båda perfusion vägar skulle vara att utföra perfusion vid fysiologiska perfusion tryck eller perfusion priser via båda vägarna. Men för att göra resultaten jämförbara i den aktuella studien, valde vi en konstant perfusionshastighet för båda vägarna. Tyvärr, med hjälp av vår enhet, var vi inte kan mäta perfusionstrycket inom perfuserade levrar.
Våra nästa generations perfusion enheter kommer att vara mindre för att minimera mängden perfusion medier nödvändig. Dessutom kommer pumpanordningar möjliggör tryckstyrd perfusion.
The presenterade tekniken verkar mycket användbar för reproducerbar, homogen råttlever decellularisering. Huruvida den presenterade tekniken är lämplig för recellularization och orgel mognad in vitro måste behandlas ytterligare. Vare oscillerande tryckbetingelser påverkar nyinsatta celler kommer att bli föremål för ytterligare experiment.
Den presenterade tekniken är mer sofistikerad än andra rått leverperfusion enheter och visar flera tydliga fördelar: 1) Den homogena decellularisering är reproducerbar, med goda resultat när oscillerande tryckförhållanden tillämpas. 2) Den perfusionsanordning förseglas och möjliggör sterilt decellularisering, vilket är en förutsättning för matrisåterpopulations och långtids perfusion. 3) Den presenterade protokollet är kortare än andra publicerade protokoll men är fortfarande mycket effektiv. 4) Selektiv perfusion av portalen ven och leverartären gör selektiv cellrepopulation via olika system möjligt,vilket kan vara ett viktigt verktyg.
Den perfusionsanordning kommer att tillämpas i ytterligare decellularisering experiment för att förfina och optimera råttlever decellularisering. Effekten av tryckstyrda perfusion kommer att experimentellt utvärderas och jämföras med flödesstyrda perfusion. Tillsatsen av ytterligare element (t ex. En "dialysenhet", en värmeväxlare, en oxygenator) för återinplantering, kultur och mognads experiment verkar möjligt och rimligt att vidareutveckla presenterade enheten.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Self built arterial cannula | |||
| Portex Non Sterile Polyethene Tubing | SIMS Portex | REF 800/110/100 | 0.28 mm ID 0.61 mm OD |
| Portex Non Sterile Polyethene Tubing | SIMS Portex | REF 800/110/200 | 0.58 mm ID 0.96 mm OD |
| Venodrop Safe butterfly catheter | Fresenius Kabi | 3275851 | 21 G |
| portal vein cannula | |||
| Periphereal Venous Catheter | BD | 393224 | BD Venflon Pro 20G |
| Three-way stopcock | smiths medical | 888-101RE | |
| surgery | |||
| Cotton Sticks | Hecht-Assistent | 4302 | |
| Cotton Pads | Shaoxing Zhengde Surgical dressing | 13H118-03 | |
| Gauze Bandage | Hubei Haige Medical Instruments | 14388 | |
| Ringer Solution | Fresenius Kabi | 13 HKP022 | 1000 ml |
| 10 ml Syringe | Braun | 4606108V | 10 ml/ Luer Solo |
| 5 ml Syringe | Braun | 4606061V | 5 ml /Luer Solo |
| Suture (Silk 6/0) | Resorba | H1F | LOT 105001.81 |
| medical drape | Shaoxing Zhengde Surgical dressing | D0613011 | |
| surgical instruments | |||
| needle holder | Geuder | 17570 | |
| micro-forceps | Inox-Electronic | 91150-20 | |
| micro-scissors | Martin | 11-740-11 | |
| micro-forceps | S&T | 112314 | |
| Clamp | Aesculap | BH111R | |
| scissors | F S T | 14501-14 | |
| surgical forceps | Aesculap | BD 557 | |
| Decellularisation | |||
| Respirator | Resmed | 14.24.11.0004 | SmartAIR ST |
| Perfusion Device | Charite, medical engineering laboratory | custome-made device | decellularisation device |
| peristaltic pump ismatec reglo ICC | IDEX | ISM4408 | 4-channel |
| heidelberger extension 75 cm | Fresenius Kabi | 2873 | 75 cm |
| MS/CA pump-segment | IDEX | IS 3510 | MS/CA/click'n'go/POM-C |
| CA 2-stopper tube | Pharmed | BPT NSF-51 | |
| bubble trap | custome-made item | ||
| Luer Lock hose connector | Neolab | No. 02-1887 | |
| Detergents | |||
| SDS pellets | Carl Roth | CN30.4 | 2.5 kg |
| Triton X-100 | Carl Roth | 3051.1 | 10 L |
| PBS | Gibco | 14190-094 | DPBS |
| staining | |||
| Eosin 1% | Morphisto | 10177 | |
| Mayer hematoxylin | AppliChem | A4840 | |
| gomori staining | Morphisto | 11104 | |
| AlcainBlue-PAS staining | Morphisto | 11388 | |
| Direct Red 80 | Sigma Aldrich | 365548 | |
References
- Struecker, B., Raschzok, N., Sauer, I. M. Liver support strategies: cutting-edge technologies. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 11, 166-176 (2014).
- Crapo, P. M., Gilbert, T. W., Badylak, S. F. An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials. 32, 3233-3243 (2011).
- Wang, X., et al. Decellularized liver scaffolds effectively support the proliferation and differentiation of mouse fetal hepatic progenitors. J Biomed Mater Res A. , (2013).
- Uygun, B. E., et al. Organ reengineering through development of a transplantable recellularized liver graft using decellularized liver matrix. Nat Med. 16, 814-820 (2010).
- Shupe, T., Williams, M., Brown, A., Willenberg, B., Petersen, B. E. Method for the decellularization of intact rat liver. Organogenesis. 6, 134-136 (2010).
- Bao, J., et al. Construction of a portal implantable functional tissue-engineered liver using perfusion-decellularized matrix and hepatocytes in rats. Cell transplantation. 20, 753-766 (2011).
- Baptista, P. M., et al. The use of whole organ decellularization for the generation of a vascularized liver organoid. Hepatology. 53, 604-617 (2011).
- Soto-Gutierrez, A., Wertheim, J. A., Ott, H. C., Gilbert, T. W. Perspectives on whole-organ assembly: moving toward transplantation on demand. J Clin Invest. 122, 3817-3823 (2012).
- Soto-Gutierrez, A., et al. A whole-organ regenerative medicine approach for liver replacement. Tissue engineering. Part C, Methods. 17, 677-686 (2011).
- De Kock, J., et al. Simple and quick method for whole-liver decellularization: a novel in vitro three-dimensional bioengineering tool. Archives of toxicology. 85, 607-612 (2011).
- Park, K. M., Woo, H. M. Systemic decellularization for multi-organ scaffolds in rats. Transplantation proceedings. 44, 1151-1154 (2012).
- Shirakigawa, N., Ijima, H., Takei, T. Decellularized liver as a practical scaffold with a vascular network template for liver tissue engineering. J Biosci Bioeng. , (2012).
- Ren, H., et al. Evaluation of two decellularization methods in the development of a whole-organ decellularized rat liver scaffold. Liver Int. 33, 448-458 (2013).
- Struecker, B., et al. Improved rat liver decellularization by arterial perfusion under oscillating pressure conditions. J Tissue Eng Regen Med. , (2014).
- Struecker, B., et al. Porcine Liver Decellularization Under Oscillating Pressure Conditions: A Technical Refinement to Improve the Homogeneity of the Decellularization Process. Tissue engineering. Part C, Methods. , (2014).
