Abstract
التحفيز العميق للدماغ (DBS) هو العلاج المستخدمة على نطاق واسع وفعال لاضطرابات عصبية عدة، مثل المرض، خلل التوتر مجهول السبب باركنسون أو الزلزال. ويستند DBS على تقديم المحفزات الكهربائية إلى هياكل تشريحية عميقة محددة في الجهاز العصبي المركزي. ومع ذلك، فإن الآليات الكامنة وراء تأثير DBS لا تزال غامضة. وقد أدى هذا إلى اهتمام في التحقيق في تأثير DBS في النماذج الحيوانية، وخاصة في الفئران. كما DBS هو العلاج على المدى الطويل، ينبغي أن تركز البحوث على التغيرات الجزيئية الوراثية من الدوائر العصبية التي تحدث بعد عدة أسابيع من DBS. على المدى الطويل DBS في الفئران يشكل تحديا لأن الفئران تتحرك حولها في قفص، والذي يسبب مشاكل في حفظ في مكان السلك الرائدة من رأس الحيوان إلى مشجعا. وعلاوة على ذلك، والهياكل هدفا للالتحفيز في الدماغ الفئران صغيرة ولا يمكن بسهولة وضعها وبالتالي الأقطاب في الموقف المطلوب. وهكذا، فإن انشاء لstimula طويلة الأمدوقد وضعت نشوئها من الفئران باستخدام أقطاب البلاتين / الايريديوم مع مقاومة من حوالي 1 MΩ لهذه الدراسة. إلكترود مع هذه المواصفات يسمح ليس فقط التحفيز الملائم ولكن أيضا تسجيل هياكل الدماغ العميق لتحديد المنطقة المستهدفة لDBS. في لدينا مجموعة المتابعة، وجزءا لا يتجزأ من إلكترود مع المكونات لسلك في الاسمنت الأسنان مع أربعة مسامير ترسيخ المضمون على الجمجمة. الأسلاك من قابس إلى مشجعا كان يحميها الربيع الفولاذ المقاوم للصدأ. وتواصل قطب إلى الدائرة لمنع السلك من أن تصبح متشابكة. عموما، هذا التحفيز انشاء يوفر درجة عالية من حرية الحركة للجرذ وتمكن المكونات الرأس، فضلا عن اتصال سلكية بين المكونات ومشجعا، إلى الابقاء على قوة طويلة الأمد.
Introduction
التحفيز العميق للدماغ (DBS) هو علاج يقوم على إيصال النبضات الكهربائية عبر أقطاب كهربائية مزروعة في هياكل الدماغ محددة، مثل الكرة الشاحبة الداخلي 1، نواة تحت المهاد (STN) 2-4 أو المهاد المتوسط بطني 5. في العقدين الأخيرين، تم إنشاء هذا العلاج كأداة علاجية قوية لمرض باركنسون 1-4، خلل التوتر 6 والهزة 7، ويستخدم أيضا لتعديل الألم المزمن 7، الاضطرابات النفسية (أي الوسواس القهري 8، الاكتئاب الشديد 9) أو الصرع المستعصي 10،11. وعلاوة على ذلك، قد DBS، في المستقبل، يصبح الخيار لعلاج ارتفاع ضغط الدم الشرياني الحرارية 12 أو انخفاض ضغط الدم الانتصابي 13.
الآليات الفسيولوجية التي يقوم عليها آثارمن DBS تبقى سوء فهم. وقد وفرت دراسات في القوارض تخدير نظرة ثاقبة الردود العصبية لتحفيز عالية التردد التي تحاكي تطبيقها سريريا DBS 14. ومع ذلك، فإن هذه الدراسات لا تفتقر فقط التثبت السلوكي للتأثير DBS ولكن يؤدي أيضا إلى تفاوت كبير اعتمادا على المعلمات التحفيز تطبيق 14.
للتحقيق أكثر من الإيجاز الآثار السلوكية والآليات الكامنة وراء DBS في القوارض واعية، وهناك حاجة إلى التحفيز انشاء يلبي متطلبات محددة. يستخدم DBS الغالب كعلاج طويل الأمد (على سبيل المثال، مرض باركنسون، والألم المزمن). وبالتالي، ينبغي أن تصمم تحفيز انشاء في القوارض بحيث تتكون الوحدة من إلكترود مع المكونات، فضلا عن الأسلاك من قابس إلى مشجعا الخارجية؛ وهذه الوحدة يجب أن تكون خفيفة الوزن ولكن غير قابلة للكسر عند ثابتة على الجمجمة. وعلاوة على ذلك، وحرية التنقل لا غنى عنها بالنسبة للفئران خلال stimulaنشوئها على مدى فترة طويلة. الهياكل الهدف من DBS صغيرة. على سبيل المثال، STN في الفئران يبلغ طولها 1،2 ملم وحجم 0.8 ملم 3،15. لذلك، يجب أن تكون مصممة بحيث أقطاب نواة لا lesioned خلال الإدراج واستهداف الاحتياجات على وجه الدقة. كما استخدمت معظم الدراسات التي أجريت في DBS القوارض بارزة مقرها الإدراج المجسم من القطب إلى هيكل الهدف، يمكن أن نسبة الخطأ تكون مرتفعة نسبيا، حتى عند استخدام الإحداثيات وفقا لPaxinos واتسون 16. هذه النتائج في عدد أكبر من الحيوانات اللازمة للتوصل إلى نتيجة ذات مغزى من الناحية الإحصائية.
في هذه الدراسة تم إدخال تقنية زرع قطب كهربائي، الذي يستهدف STN بدقة عالية باستخدام نظام microrecording، بينما ارتفع القطب. وبالإضافة إلى ذلك، يتم تقديم نظام التحفيز التي لا تسمح فقط على درجة عالية من التنقل للحيوان حفز لكن يضمن أيضا stimulati المستمرعلى طريق تثبيت آمن من السلك التحفيز (التي محمي بواسطة ربيع الفولاذ المقاوم للصدأ) على رأس الفئران.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
وتمت الموافقة على التجارب على الحيوانات من قبل جامعة فورتسبورغ وسلطات الدولة القانونية (فرانكونيا السفلى، عدد الموافقة: 54-2531.01-102 / 13)، وأجرى وفقا لتوصيات للبحوث في الدراسات التجريبية السكتة الدماغية (17) والبحوث الحيوانية الحالي: إبلاغ في المبادئ التوجيهية التجارب فيفو (http://www.nc3rs.org.uk/arrive-guidelines).
1. التخدير
- تحقق من نظام مخدر لضمان كميات كافية من إمدادات الغاز (الأكسجين) والأيزوفلورين لمدة الإجراء. ربط الرؤوس مع شريط القاطعة من أداة التجسيمي ووضع شريط القاطعة على -3.3 مم.
- بدوره على إمدادات الغاز (2 لتر / دقيقة). وضع الفئران في مربع وختم العلوي. بدوره على المرذاذ الأيزوفلورين إلى 3.5٪.
- عندما الفئران هو راقد، تبديل النظام بحيث يتدفق الغاز مخدر إلى الرؤوس التي يتم إصلاحها إلى شريط القاطعة.
- إزالة رار من غرفة مربع وحلق المنطقة الواقعة بين الأذنين والعينين؛ باستخدام برعم القطن غارقة مع Jodosept PVP، مسحة منطقة حلق لإزالة أي الشعر فضفاضة.
- وضع الفئران في الرؤوس (الشكل 1)، ومواصلة التخدير مع isoflurane 2.5٪ في O 2 (1 لتر / دقيقة). فحص مستوى التخدير عن طريق معسر المنطقة بين الأصابع. إذا تم تخدير الفئران على نحو كاف، وألغت ردود الفعل الدفاعية (أي انسحاب القدم).
- مراقبة التنفس وردا على التحفيز خلال الإجراءات وضبط المرذاذ حسب الحاجة.
- تطبيق مرهم التعليم والتدريب المهني في العيون لمنع جفاف بينما تحت التخدير. مراقبة والحفاظ على درجة حرارة الجسم عند 37 ± 0.5 ° C عن طريق نظام التدفئة التي تسيطر عليها ملاحظات.
2. جراحة
- الحفاظ على الجراحي الميداني معقمة أثناء الجراحة بأكملها. مرة واحدة أيدي surgeon's تكون عقيمة ومجال التشغيل هي عقيمة، نقل يتنبه الوحيدLLY وتذكر عدم كسر العقم. ويشمل ذلك أيضا وجود حقل معقمة (أي، ستائر للماء معقم) التي قد المنصوص عليها صك واحد.
- ضخ 0.2 مل ميبيفاكايين تحت الجلد في وسط منطقة حلق. ميبيفاكايين هو مخدر موضعي يحتوي على مدة العمل لمدة تصل إلى 3 ساعات. انها سوف تزيد من تخدير المنطقة الجراحية.
- باستخدام مشرط، وجعل شق خط الوسط بدأت بين الأذنين وتمتد نحو 2 سم. تأكد من أن السمحاق (غشاء لامعة تحت الجلد) هو قطعي أيضا. فضح الجمجمة مع أربعة المشابك (الشكل 2).
- باستخدام برعم القطن، وإزالة بلطف السمحاق حتى تتعرض الغرز الاكليلية والسهمي. بعد ذلك، أوقف نزف الدم الدم مع القطن والصوف.
- تحديد إحداثيات bregma باستخدام إبرة مثبتة في حامل التحقيق، ومن ثم بمناسبة رأس الإبرة مع الأسود فلوماستر القلم. باستخدام الأمامي / الخلفي (AP)، خط الوسط / جانبي(ML) وظهري بطني مسامير (DV) محرك الأقراص، ضع رأس الإبرة مباشرة على bregma.
- اتخاذ AP وML قراءات مقياس رنيه: طرح 3.6 ملم من القراءة AP و 2.5 ملم من القراءة ML لقطب كهربائي زرع في STN الصحيح، أو إضافة 2.5 ملم لزرع قطب كهربائي في STN الأيسر. سيتم وضع علامة هذا الموقف من قبل الصبغة من ركلة جزاء فلوماستر بعد تخفيض رأس الإبرة على سطح الجمجمة.
- المشبك حفر الأسنان على حامل مسبار كبير من الصك التجسيمي. نقل حفر الأسنان إلى منطقة محسوبة - أي نقطة ملحوظة على الجمجمة. النظر من خلال المجهر، حفر حفرة (قطرها حوالي 1 مم) من خلال الجمجمة حتى الجافية مرئيا (الجمجمة حوالي 1 مم). سحب الجافية باستخدام ملقط تشريح الصغرى أو إبرة معقمة. الجافية صعبة بما فيه الكفاية لتدمير غيض من القطب.
- حفر حفرة مع حفر الأسنان في كل صدفة الأمامية، وكثافة العملياتerparietal العكس صدفة لثقب القطب. افصل حامل المسبار من الصك التجسيمي. لا حفر على خياطة الجمجمة حيث تتبع السفن الوريدية الغرز تحت الجمجمة.
- المسمار المسمار العظام في كل من الثقوب الخمسة. تجنب خيوط المسامير في عميق جدا. للمسامير الفولاذ المقاوم للصدأ (M1.6)، 2-3 يتحول من المسمار ستعقد على نحو كاف المسمار دون الضغط على الدماغ. فإن عدد اللفات يعتمد على أرض الملعب من المسمار. المشبك حامل التحقيق مع القطب في micromanipulator (الشكل 3).
- باستخدام AP، ML و DV مسامير محرك، نقل صاحب التحقيق مع القطب حتى غيض لمس تقريبا bregma. لاحظ AP، ML و DV قراءات مقياس رنيه في bregma. عندما تتم القراءات، ورفع القطب بضعة ملليمترات لمنع القطب من كشط الجمجمة أثناء الحركة. لتحديد إحداثيات الموضع الذي لديه الكهربائي لإدراجها فيإلى حفرة، إضافة 3.6 ملم بالقراءة AP وإضافة (أو طرح) 2.5 ملم بالقراءة ML.
- باستخدام AP ومحرك ML مسامير، ونقل القطب إلى موقف محسوب. عند هذه النقطة، يجب أن تقع على طرف القطب مباشرة عبر ثقب القطب حفر. ثم، من خلال النظر من خلال المجهر، وانخفاض القطب إلى مستوى الجافية (الشكل 4). يخدم هذا المستوى كما على مستوى الصفر في الاتجاه DV. بعد ذلك، إدراج بلطف غيض من القطب إلى الدماغ من خلال النظر من خلال المجهر.
- ربط دبوس الكهربائي لموصل لنظام التسجيل. وضع قفص فاراداي (أو استبدالها بورق الألمنيوم) على الفئران في الصك التجسيمي (الشكل 5). الأرض الصك التجسيمي مع الثقل الموازن من الغرفة التي يجري العمل فيها.
- بدء تشغيل نظام التسجيل. إذا كانت متوفرة، أيضا استخدام مكبر الصوت للحصول على إشارة صوتية التصريفات / المراهم وحدات واحدة خلال advancinز القطب.
- إدراج ببطء الكهربائي في الدماغ عن طريق تسجيل النشاط الكهربائي خلال دفع الكهربائي. على عمق يتراوح بين 7.5 و 8.1 ملم من الجافية، والنشاط الكهربائي محدد من STN عادة ما يكون اكتشافها (الشكل 6). يتميز النشاط نموذجية من الخلايا العصبية في STN من قبل نمط إطلاق النار وعدم انتظام ومعدل اطلاق النار عالية (يعني تردد: 40.9 ± 12.9 هرتز) 18.
- أثناء التسجيل، والحد من التخدير قدر الإمكان (على سبيل المثال، إلى 0،8-1،0٪)؛ تظهر الحيوانات المنخفضة للتخدير نشاط الدماغ الكهربائي أكثر وضوحا.
- مسحة بعيدا أي دم أو السائل الدماغي الشوكي الذي النازحين على سطح الجمجمة عندما خفض القطب.
- خلط كمية صغيرة من الاسمنت الأسنان وتطبيقه في جميع أنحاء القطب ونحو أربعة من خمسة مسامير باستخدام ملعقة صغيرة (الشكل 7). وسيتم استخدام المسمار الخامس لإصلاح السلك الأرضي من المكونات.
- قطع دبوس القطب من صاحب الكهربائي وموصل من نظام تسجيل عندما يتم إصلاح الاسمنت الأسنان.
- فك المسمار الذي لم يحدده الاسمنت الأسنان. وضع المكونات على دبوس الكهربائي. إصلاح السلك الأرضي من المكونات مع المسمار الخامس (الشكل 8).
- خلط الاسمنت الأسنان وتطبيقه في جميع أنحاء المكونات. كما يثخن الاسمنت وقولبته حول المكونات لتشكيل الغطاء. تجنب حواف حادة من الاسمنت الأسنان التي قد تضر الحيوان وإخراجها أثناء تصلب (9A الشكل وB).
- ينضر حواف الجرح وإغلاقها مع خياطة في الجبهة وخلف الغطاء. تطهير حواف الجرح.
- قم بتوصيل قابس الرأس إلى السلك الذي هو ثابت على قطب. إزالة الفئران من الصك التجسيمي.
- تطبيق ترامادول (12.5 ملغ / كغ، البريتونى) في نهاية التدخل ومن ثم مرة واحدة يوميا لمدة 2-3 أيام. وضع الفئران في قفص نظيفة مع والحرل الدعم، وتحديد قطب في هذا القفص (الشكل 10) وتفتيشها بدقة لمدة 1 ساعة.
- لا تترك حيوان غير المراقب حتى استعاد وعيه أنه كاف للحفاظ على الاستلقاء القصية. لا يعودون الحيوان الذي خضع لعملية جراحية للشركة من الحيوانات الأخرى حتى تعافى تماما.
3. تحفيز
- تحديد المقاومة في الحيوان قبل التحفيز باستخدام متر مقاومة.
- توصيل قابس قطب مع الأسلاك والمقابس في الطرف الآخر من السلك مع الانتاج الحالي والناتج عن السلك الأرضي من التحفيز والتشجيع. ربط مشجعا مع جهاز كمبيوتر لبرمجة مشجعا.
- اختيار المعلمات من التحفيز في البرنامج؛ على سبيل المثال، والمعايير المستخدمة في مرض باركنسون هي طول النبض: 60 μsec. التردد: 130 هرتز. تحفيز الفئران مع السعة الحالية زيادة حتى يتم التعرف على خلل الحركة. تقليل عشره كثافة الكهربائية بنسبة 10-20٪ أقل من كثافة التي أثارت خلل أو حتى إشارات عصبية تختفي والحيوان هو مريح. واستخدمت نبضات مستطيلة الطور في هذه الدراسة.
- بعد الانتهاء من التجربة، الموت ببطء الحيوانات مع isoflurane: ضبط معدل تدفق isofurane أو تركيز إلى 5٪ أو أكثر. تواصل التعرض الأيزوفلورين حتى 1 دقيقة بعد توقف التنفس.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
زرع قطب كهربائي في STN من الفئران باستخدام نظام التسجيل - كما عرضت هنا - هو إجراء فعال ودقيق لDBS أن يستغرق حوالي 1 ساعة لكل حيوان. هذا النموذج هو إجراء بسيط إلى حد ما: من 10 الفئران تعرض لعملية جراحية، ونجا كل تدخل. أربع وعشرين ساعة بعد التدخل، تم رصد وتحقيق أي حيوان أكثر من 1 من 3 نقاط وفقا للقانون شدة حالة كل الفئران. خلال الفترة من التحفيز المستمر (14 يوما و 24 ساعة يوميا)، لا أسلاك منفصلة، وكسر أو تعرض للعض من خلال. أي من 10 الفئران فقد الغطاء من الاسمنت الأسنان كما أنها لم تضار من المعدات خلال مرحلة التحفيز. كانت مقاومة يقاس في هذه الحيوانات 10 قبل التحفيز 353 ± 101 أوم. وقد حفز الفئران على تردد 130 هرتز وعرض النبضة من 60 μsec. كانت كثافة الوسط التحفيز 60 أمبير، التي أنشئت في 20٪ تحت عتبة شدة فموي وجهي أو تابعralateral خلل forepaw، وبالتالي تمنع مشاكل مع التغذية أو الحركة خلال الفترة من التحفيز.
بعد أربعة عشر يوما التدخل والتحفيز المستمر، الموت الرحيم كانت جميع الفئران 10 بقطع الرأس بعد التخدير العميق والعقول كانت تحصد بسرعة. في مصفوفة دماغ الفئران، تم قطع كتلة الدماغ 2 مم يشمل STN وتجمد على الفور في -80 ° C. وقطعت هذه الكتل الدماغ في أقسام الاكليلية (8 ميكرون سميكة). كانت ملطخة كل قسم مع الهيماتوكسيلين ويوزين لتصور الموقف حيث يقع غيض من القطب، وكذلك للكشف تغني من التهاب أو ندبا بسبب القطب. كان معدل النجاح لإضفاء الطابع المحلي على القطب في STN 8 من 10 الحيوانات. في هذه الفئران 8، وتقع في طرف القطب مزروع في STN، كما هو مبين تشريحيا الشكل 11 يوضح موقع القطب في STN. A آفة صغيرة وضعت بعد الحادي المستمرتم العثور على imulation في جميع الفئران. كان محاطا هذه الآفة من قبل عدد صغير من الخلايا الالتهابية (الشكل 11).
الشكل 1. تثبيت للرئيس في الصك التجسيمي. تم إصلاح الفئران عن طريق القضبان الأذن من الإطار التجسيمي، فضلا عن قناع غاز التخدير. الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 2. فضح الجمجمة، وبعد شق خط الوسط، وتوالت الجلد والسمحاق على حواف الجرح وأبقى بعيدا عن منطقة العمليات الجراحية باستخدام أربعة المشابك. الرجاء انقر هنا لمشاهدة كبيرة نسخة R من هذا الرقم.
الشكل 3. التثبيت من القطب في حامل التحقيق. باستخدام ملقط، يتم إدراج دبوس من القطب في سد العجز وثابتة مع حامل التحقيق. يتم توصيل قابس مع جهاز تسجيل عبر الأسلاك. الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الرقم 4. الإدراج من القطب في الدماغ. وبعد تحديد AP الدقيق وإحداثيات ML للنواة تحت المهاد، وغيض من القطب متقدمة على مستوى الجافية ثقب وأخذ ظهري بطني القراءة على نطاق ورنيه.الحصول = "_ فارغة"> الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الرقم 5. حماية تداخل كهربائي. قفص فاراداي (أو، بدلا من ذلك، رقائق الألومنيوم) يتم وضع على الفئران في الصك التجسيمي والصك، فضلا عن الحيوان، هو على الارض. الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
. الرقم 6. تسجيل نشاط الدماغ تبين نواة تحت المهاد (STN) نمط إطلاق النار وعدم انتظام ومعدل اطلاق النار عالية (يعني تردد: 40.9 ± 12.9 هرتز) 18. قبل دخول STN، القطب يمر المنطقة صامتة نسبيا، وهو ما يتسق مع incerta زونا. الاحجام العمودي(ه) من منطقة التدابير هذه نحو 0.5-1 مم. بعد ذلك، وعدد السنابل الزيادات، مشيرا إلى أن الإدراج في STN كاملة. الرجاء النقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.
الرقم 7. التثبيت من القطب. وعندما يتم التعرف على نواة تحت المهاد عن طريق تسجيل، يتم إصلاح الكهربائي من خلال تطبيق الاسمنت الأسنان حول عرقوب الكهربائي ومسامير. وهذا يسمح إلغاء توصيل موصل من دبوس الكهربائي دون تغير موقف القطب. الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الرقم 8. Attachiنانوغرام المكونات دبوس القطب. ويرد قابس للموصل للمشجعا للدبوس الكهربائي. السلك الأرضي، الذي ملحوم على المكونات، وثابتة مع المسمار على الجمجمة. الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الرقم 9. التثبيت من المكونات. (A) أمامي و (B) وجهات النظر الجانبي. يتم تطبيق الاسمنت الأسنان حول المكونات وتشكيل غطاء. وينبغي تجنب حواف حادة. الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الرقم 10. اتصال من الفئران إلى الامفيتامينator. وقد انضم قطب في الدائرة لمنع السلك من أن تصبح متشابكة. ربيع الفولاذ المقاوم للصدأ يحمي الأسلاك إذا كانت الفئران تبدأ الظهور السلك. الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الرقم 11. القسم الدماغ من خلال نواة تحت المهاد (STN) (الهيماتوكسيلين ويوزين تلطيخ). (A) نظرة عامة، التكبير 2.5. خط الصلب يحيط STN. A آفة صغيرة مرئيا حيث يقع غيض الكهربائي خلال فترة 14 يوما من التحفيز. ومن الجدير بالملاحظة أنه لا توجد قناة اختراق القطب مرئية (عرقوب قطر: 125 ميكرون)، مشيرا إلى أن القطب هو الحفاظ على الأنسجة. (B) صورة التفاصيل من الصورة A (مربع)، التكبير 100. وهناك عدد قليل منوكانت الخلايا الالتهابية للكشف حول الآفة بسبب رد الفعل من أنسجة المخ إلى طرف القطب. السهم: تشير مثالا على الخلايا الالتهابية الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
تقدم هذه الدراسة مجموعة خطوة بخطوة تعليمات لزرع قطب كهربائي المزمن القطب في STN من الفئران. على الرغم من الأقطاب الكهربائية التنغستن مع مقاومة منخفضة غالبا ما تستخدم لDBS 18،19، القطب القطب مصنوعة من البلاتين / الايريديوم (حزب العمال / عير) كان يعمل التي كان لها مقاومة من حوالي 1 MΩ. يتم استخدام أقطاب حزب العمال / عير أيضا في المرضى الذين يعانون من مرض باركنسون بسبب خصائصها مواتية: يظهروا الحد الأدنى من التآكل 20 والتي لا تنتج تلف الأنسجة ذات الصلة 21 في حالة استخدام أي كثافات عالية تهمة. ولما كان الهدف من هذه الدراسة التحفيز على المدى الطويل انشاء و، من أجل تحقيق نهج متعدية، طبقت الأقطاب الكهربائية مع المواصفات المذكورة أعلاه في التجربة الحالية. دراسة نسيجية من شرائح الدماغ تبين توطين طرف القطب أيد استجابة الجسم الأجنبي الموهنة من حزب العمال / عير 22 في هذه التجربة.
والأنف والحنجرة "> في هذه الدراسة، تم استخدام أقطاب حزب العمال / عير مع مقاومة من 1 MΩ. الأقطاب الكهربائية مع أقل، أو مقاومة أعلى، ليست سوى مناسبة لاما تسجيل النشاط الدماغي أو لتحفيز البنى الدماغية، ولكن ليس على حد سواء. وفي على النقيض، وهي مقاومة القطب من 1 MΩ، كما تستخدم في دراستنا، هو مناسبة لكليهما، تسجيل نشاط مناطق الدماغ العميق وتحفيز البنى الدماغية مثل STN. والميزة الرئيسية لتسجيل لتحديد موقع STN في . زمنية قصيرة تسجيل يسمح توطين موثوق لSTN، كما أظهرت نتائجنا: السيطرة نسيجية حققت نسبة نجاح عالية استهداف STN (8 من 10 الحيوانات) تم زرعها غيض الكهربائي في طبقات الخلية العلوية من ظهري جزء -lateral من STN (DV: 7.7 مم) والذي يعرف لتلقي مدخلات المحرك أساسا من القشرة الحركية 23.باستخدام نظام الأسلاك لDBS قد تكون محدودة بسبب compli المحتملينالكاتيونات مثل كسر من الأسلاك أو على درجة منخفضة من حرية الحركة للحيوانات. ومع ذلك، لدينا في مجموعة المتابعة، وكانت أسلاك توصيل ليدور، والذي يسمح للحيوانات على التحرك بحرية. نظم الاتصالات اللاسلكية في الجسم الحي تحفيز (غالبا ثابتة في الرأس أو زرعها في جذع الحيوان) تقتصر أيضا شرط للبطاريات. كما تحتاج البطاريات إلى أن تكون صغيرة، والجهد هو بالتالي انخفاض. عند استخدام 1 MΩ الأقطاب، لا بد من الجهد العالي لتحقيق كثافة التحفيز المطلوب و، بدوره، يؤدي إلى بطاريات أكبر أو استبدال متكررة من البطاريات. ومع ذلك، والاستفادة من نظام الحوافز المستخدمة في دراستنا هي مجموعة الامتثال الجهد كبير من التحفيز والتشجيع والتحفيز خيار تيار مستمر. في هذا الوضع مشجعا يعدل الجهد للتغيرات في مقاومة الأنسجة من أجل توفير الانتاج الحالي مستمر في القطب. ومن المتوقع على مدى طويل الأجل لDBS تغيير مقاومة مع تشكيل كماجدول الواجهة الأنسجة الكهربائي، على سبيل المثال، التغليف الدبقية من طرف القطب 22.
وباختصار، فإن الطريقة المعروضة من القطب زرع بسيط من الناحية الفنية لأداء وموثوق بها، وقوية، مما يسمح للتحفيز دقيقة وآمنة للSTN في الفئران دون تقييد حرية الحركة أو حتى إصابة الحيوان أثناء المدى الطويل. مع تعديلات صغيرة (على سبيل المثال، وذلك باستخدام المكونات مع مخرجات كهربائية إضافية)، هذا البروتوكول ينطبق أيضا من خلال زرع الميكروية في كل STNS أو هياكل الدماغية الأخرى، وتسجيلات على المدى الطويل أو كليهما، وتنشيط هياكل الدماغ العميقة والنشاط تسجيل منطقة دماغية أخرى .
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Pt/Ir electrode | FHC Inc. | UE | Custom-made: Specification: UEPSEGSECN1M |
| Plugs | GT Labortechnik (Arnstein/Germany) | Custom-made | |
| Pin header | DISTRELEC | 143-95-324 | single-row, 90° 1x3 datamate, Type M80-8420342 |
| Socket | DISTRELEC | 143-95-621 | single-row,straight 2 mm pole no.1 x 3 datamate, Type M80-8400342 |
| Stainless steel spring | Plastics ONE | SS0102 | Part-#: .120 X .156 Spring ID (mm): 3.0 Spring OD (mm): 4.0 |
| Dental cement/Paladur | Heraeus Kulzer | 64707938 | Liquid, 500 ml |
| Dental cement/Paladur | Heraeus Kulzer | 64707954 | Powder, rose, 500 g |
| Head screw | Hummer & Reiss | V2ADIN84 M1.6x3 | |
| Jodosept PVP | Vetoquinol | 435678/E04 | |
| Mepivacain 1% | AstraZeneca | PZN03338515 | |
| Epinephrine | Sanofi-Aventis | PZN00176118 | |
| Tramadolhydrochloride | Rotexmedica | 38449.00.00 |
References
- Kumar, R., Lang, A. E., et al. Deep brain stimulation of the globus pallidus pars interna in advanced Parkinson’s disease. Neurology. 55 (12 Suppl 6), S34-S39 (2000).
- Volkmann, J., Allert, N., Voges, J., Weiss, P. H., Freund, H. -J., Sturm, V. Safety and efficacy of pallidal or subthalamic nucleus stimulation in advanced PD. Neurology. 56 (4), 548-551 (2001).
- Volkmann, J., Allert, N., Voges, J., Sturm, V., Schnitzler, A., Freund, H. -J. Long-term results of bilateral pallidal stimulation in Parkinson’s disease. Annals of Neurology. 55 (6), 871-875 (2004).
- Odekerken, V. J., van Laar, T., et al. Subthalamic nucleus versus globus pallidus bilateral deep brain stimulation for advanced Parkinson’s disease (NSTAPS study): a randomised controlled trial. The Lancet Neurology. 12 (1), 37-44 (2013).
- Benabid, A. L., Pollak, P., et al. Long-term suppression of tremor by chronic stimulation of the ventral intermediate thalamic nucleus. The Lancet. 337 (8738), 403-406 (1991).
- Volkmann, J., Wolters, A., et al. Pallidal deep brain stimulation in patients with primary generalised or segmental dystonia: 5-year follow-up of a randomised trial. The Lancet Neurology. 11 (12), 1029-1038 (2012).
- Nguyen, J. -P., Nizard, J., Keravel, Y., Lefaucheur, J. -P. Invasive brain stimulation for the treatment of neuropathic pain. Nature Reviews Neurology. 7 (12), 699-709 (2011).
- Kohl, S., Schönherr, D. M., et al. Deep brain stimulation for treatment-refractory obsessive compulsive disorder: a systematic review. BMC psychiatry. 14, 214 (2014).
- Schlaepfer, T. E., Bewernick, B. H., Kayser, S., Mädler, B., Coenen, V. A. Rapid Effects of Deep Brain Stimulation for Treatment-Resistant Major Depression. Biological Psychiatry. 73 (12), 1204-1212 (2013).
- Fisher, R., Salanova, V., et al. Electrical stimulation of the anterior nucleus of thalamus for treatment of refractory epilepsy. Epilepsia. 51 (5), 899-908 (2010).
- DeGiorgio, C., Heck, C., et al. Vagus nerve stimulation for epilepsy: Randomized comparison of three stimulation paradigms. Neurology. 65 (2), 317-319 (2005).
- Callaghan, E. L., McBryde, F. D., et al. Deep Brain Stimulation for the Treatment of Resistant Hypertension. Current Hypertension Reports. 16 (11), 1-10 (2014).
- Green, A. L. M. R. C. S., Wang, S., Owen, S. L. F., Paterson, D. J. D. P., Stein, J. F. D., Aziz, T. Z. D. M. Controlling the Heart Via the Brain: A Potential New Therapy for Orthostatic Hypotension. [Miscellaneous Article]. Neurosurgery June 2006. 58 (6), 1176-1183 (2006).
- Chang, J. -Y., Shi, L. -H., Luo, F., Zhang, W. -M., Woodward, D. J. Studies of the neural mechanisms of deep brain stimulation in rodent models of Parkinson’s disease. Neuroscience, & Biobehavioral Reviews. 32 (3), 352-366 (2008).
- Hardman, C. D., Henderson, J. M., Finkelstein, D. I., Horne, M. K., Paxinos, G., Halliday, G. M. Comparison of the basal ganglia in rats, marmosets, macaques, baboons, and humans: Volume and neuronal number for the output, internal relay, and striatal modulating nuclei. The Journal of Comparative Neurology. 445 (3), 238-255 (2002).
- Paxinos, G., Watson, C. H. The rat brain in stereotaxic coordinates. , Academic Press Elsevier. Amsterdam. (2007).
- Dirnagl, U. Bench to bedside: the quest for quality in experimental stroke research. Journal of Cerebral Blood Flow, & Metabolism. 26 (12), 1465-1478 (2006).
- Maesawa, S., Kaneoke, Y., et al. Long-term stimulation of the subthalamic nucleus in hemiparkinsonian rats: neuroprotection of dopaminergic neurons. Journal of Neurosurgery. 100 (4), 679-687 (2004).
- Spieles-Engemann, A. L., Behbehani, M. M., et al. Stimulation of the rat subthalamic nucleus is neuroprotective following significant nigral dopamine neuron loss. Neurobiology of disease. 39 (1), 105-115 (2010).
- Agnew, W. F., Yuen, T. G. H., McCreery, D. B., Bullara, L. A. Histopathologic evaluation of prolonged intracortical electrical stimulation. Experimental Neurology. 92 (1), 162-185 (1986).
- Harnack, D., Winter, C., Meissner, W., Reum, T., Kupsch, A., Morgenstern, R. The effects of electrode material, charge density and stimulation duration on the safety of high-frequency stimulation of the subthalamic nucleus in rats. Journal of Neuroscience Methods. 138 (1-2), 207-216 (2004).
- Groothuis, J., Ramsey, N. F., Ramakers, G. M. J., van der Plasse, G. Physiological Challenges for Intracortical Electrodes. Brain Stimulation. 7 (1), 1-6 (2014).
- Li, Q., Ke, Y., et al. Therapeutic Deep Brain Stimulation in Parkinsonian Rats Directly Influences Motor Cortex. Neuron. 76 (5), 1030-1041 (2012).
