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Neuroscience

Microelectrodos guiada implantación de electrodos en el Subtalámico Núcleo de ratas de largo plazo estimulación cerebral profunda

Published: October 2, 2015 doi: 10.3791/53066
Automatic Translation
1, 1, 1, 1
1Department of Neurology, University Hospital Wuerzburg

Abstract

La estimulación cerebral profunda (DBS) es una terapia ampliamente utilizado y efectivo para varios trastornos neurológicos, como la enfermedad, la distonía o temblor de Parkinson idiopática. DBS se basa en el suministro de estímulos eléctricos a lo profundo estructuras anatómicas específicas del sistema nervioso central. Sin embargo, los mecanismos subyacentes el efecto de DBS siguen siendo enigmática. Esto ha dado lugar a un interés en investigar el impacto de DBS en modelos animales, especialmente en las ratas. Como DBS es un tratamiento a largo plazo, la investigación debe centrarse en los cambios moleculares genéticos de los circuitos neuronales que se producen varias semanas después de DBS. A largo plazo DBS en ratas es un reto porque las ratas se mueven alrededor de su jaula, lo que causa problemas en mantener en su lugar el cable que va desde la cabeza del animal al estimulador. Además, las estructuras diana para la estimulación en el cerebro de rata son pequeñas y por lo tanto los electrodos no pueden ser fácilmente colocados en la posición requerida. Así, una puesta a punto para larga duración STIMULAción de ratas utilizando electrodos de platino / iridio con una impedancia de aproximadamente 1 MW fue desarrollado para este estudio. Un electrodo con estas especificaciones permite no sólo la estimulación adecuada, sino también la grabación de las estructuras cerebrales profundos para identificar el área objetivo para DBS. En nuestra puesta a punto, un electrodo con un enchufe para el cable se ha incrustado en el cemento dental con cuatro tornillos de anclaje garantizados en el cráneo. El cable desde el enchufe para el estimulador estaba protegido por un resorte de acero inoxidable. A giratoria se conecta al circuito para evitar que el alambre se enrede. En general, esta estimulación configuración ofrece un alto grado de movilidad libre para la rata y permite que el tapón de cabeza, así como la conexión del cable entre el enchufe y el estimulador, para retener la fuerza de larga duración.

Introduction

La estimulación cerebral profunda (DBS) es un tratamiento basado en la entrega de los impulsos eléctricos a través de electrodos implantados en las estructuras cerebrales específicas, tales como el globo pálido interno globus 1, el núcleo subtalámico (STN) 2-4 o el tálamo ventral intermedio 5. En las dos últimas décadas, este tratamiento se ha establecido como una herramienta terapéutica potente para la enfermedad de Parkinson 1 - 4, distonía 6 y el temblor 7, y también se utiliza para modular el dolor crónico 7, trastornos psiquiátricos (por ejemplo, trastorno obsesivo-compulsivo 8, depresión mayor 9) o epilepsia intratable 10,11. Además, DBS podría, en un futuro, convertirse en una opción de tratamiento para la hipertensión arterial refractaria 12 o hipotensión ortostática 13.

Los mecanismos fisiológicos que subyacen a los efectosde DBS siguen siendo poco conocidos. Los estudios realizados en roedores anestesiados han proporcionado información sobre las respuestas neuronales a la estimulación de alta frecuencia que imitan clínicamente aplica DBS 14. Sin embargo, estos estudios no sólo carecen de corroboración del comportamiento del efecto DBS, pero también dan lugar a una considerable variabilidad en función de los parámetros de estimulación aplicada 14.

Para investigar más concisa los efectos conductuales y mecanismos subyacentes de DBS en roedores conscientes, se necesita una estimulación configuración que cumple con los requisitos específicos. DBS se utiliza principalmente como un tratamiento a largo plazo (por ejemplo, enfermedad de Parkinson, el dolor crónico). Por lo tanto, la estimulación configuración en roedores debe ser diseñado de modo que la unidad consta de un electrodo con un enchufe, así como un cable desde el enchufe a un estimulador externo; y esta unidad debe ser ligero pero irrompible cuando se fija en el cráneo. Por otra parte, la libertad de movimiento es indispensable para ratas durante STIMULAción durante un período prolongado. Las estructuras diana de DBS son pequeñas; Por ejemplo, el STN en ratas tiene una longitud de 1,2 mm y un volumen de 0,8 mm 3,15. Por lo tanto, los electrodos deben estar diseñados de tal manera que el núcleo no está lesionada durante la inserción y la orientación necesidades para ser precisos. Como la mayoría de los estudios llevados a cabo en roedores DBS han utilizado señal basada en la inserción estereotáxica del electrodo a la estructura de destino, la tasa de error puede ser relativamente alta, incluso cuando se utilizan las coordenadas de acuerdo con Paxinos y Watson 16. Esto se traduce en un mayor número de animales necesarios para llegar a un resultado estadísticamente significativo.

En el presente estudio se introduce una técnica de implantación de electrodos, que se dirige a la STN con gran precisión mediante el uso de un sistema microrregistro mientras se avanza en el electrodo. Además, un sistema de estimulación se presenta que no sólo permite un alto grado de movilidad para el animal estimulado pero también garantiza stimulati continuaen medio de una fijación segura del cable de estimulación (que está protegida por un resorte de acero inoxidable) en la cabeza de la rata.

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Protocol

Los experimentos con animales fueron aprobados por la Universidad de Würzburg y las autoridades estatales legales (Baja Franconia, número de homologación: 54-2531.01-102 / 13) y realizado de acuerdo con las recomendaciones para la investigación en el accidente cerebrovascular experimental estudia 17 y la corriente de Investigación de Animales: Notificación de En Vivo Directrices Experimentos (http://www.nc3rs.org.uk/arrive-guidelines).

1. Anestesia

  1. Compruebe el sistema de anestesia para garantizar cantidades adecuadas de suministro de gas (oxígeno) y el isoflurano durante la duración del procedimiento. Conecte el cono de nariz con la barra incisivo del instrumento estereotáxico y poner la barra de incisión en -3.3 mm.
  2. Encienda el suministro de gas (2 l / min). Coloque la rata en una caja y sellar la parte superior. Encienda el vaporizador isoflurano al 3,5%.
  3. Cuando la rata es reclinada, conmutar el sistema de modo que el gas anestésico fluye hacia el cono de nariz que se fija a la barra de incisión.
  4. Retire la rat de la cámara de caja y afeitar el área entre las orejas y los ojos; utilizando un bastoncillo de algodón empapado con Jodosept PVP, limpiar la zona afeitada para quitar cualquier pelo suelto.
  5. Coloque la rata en el cono de nariz (Figura 1) y continuar la anestesia con isoflurano 2,5% en O 2 (1 L / min). Compruebe el nivel de anestesia pellizcando la zona interdigital. Si la rata se anestesia adecuada, los reflejos defensivos son abolidos (es decir, la retirada de los pies).
  6. Monitorear la respiración y la respuesta a la estimulación durante el procedimiento y ajustar el vaporizador según sea necesario.
  7. Aplique un ungüento veterinario en los ojos para evitar la sequedad mientras que bajo anestesia. Controlar y mantener la temperatura corporal a 37 ± 0,5 ° C por un sistema de calefacción de retroalimentación controlada.

2. Cirugía

  1. Mantenga el campo quirúrgico estéril durante toda la cirugía. Una vez que las manos del cirujano son estériles y el campo operatorio es estéril, mover sólo carefully y recordar para no romper la esterilidad. Esto incluye tener también un campo estéril (es decir, cortinas impermeables estériles) en el que uno puede establecer instrumentos.
  2. Inyectar 0,2 ml por vía subcutánea en la mepivacaína el centro de la zona afeitada. La mepivacaína es un anestésico local que tiene una duración de acción de hasta 3 hr. Será más anestesiar el área quirúrgica.
  3. Usando un bisturí, hacer una incisión en la línea media de inicio entre las orejas y se extiende hacia 2 cm. Asegúrese de que el periostio (membrana brillante bajo la piel) también se realiza una incisión. Exponer el cráneo con cuatro abrazaderas (Figura 2).
  4. El uso de un bastoncillo de algodón, retire suavemente el periostio hasta que se exponen las suturas coronal y sagital; a partir de entonces, restañar la sangre con un algodón.
  5. Determinar las coordenadas del bregma utilizando una aguja fijada en un soporte de la sonda, y luego marcar la punta de la aguja con un rotulador negro. Utilizando el anterior / posterior (AP), la línea media / lateral(ML) y los tornillos (DV) de accionamiento dorsoventral, coloque la punta de la aguja directamente sobre el bregma.
  6. Tome la AP y ML lecturas de la escala vernier: restar 3,6 mm de la lectura AP y 2,5 mm de la lectura ML para la implantación de electrodos en el STN derecha, o añadir 2,5 mm para la implantación de electrodos en el STN izquierda. Esta posición estará marcado por el tinte del rotulador después de bajar la punta de la aguja a la superficie del cráneo.
  7. Sujete el taladro dental en el soporte de la sonda grande del instrumento estereotáxico. Mueva el taladro dental a la superficie calculada - es decir, el punto marcado en el cráneo. Mirando a través del microscopio, perforar un agujero (diámetro de aproximadamente 1 mm) a través del cráneo hasta la duramadre es visible (el cráneo es de aproximadamente 1 mm de espesor). Repliegue la duramadre utilizando pinzas de micro-disección o una aguja estéril. La duramadre es lo suficientemente fuerte como para destruir la punta del electrodo.
  8. Perforar un agujero con el taladro dental en cada escama frontal, y en el interparietal squama opuesta al agujero electrodo. Desconecte el titular de la sonda del instrumento estereotáxico. No taladre en una sutura del cráneo como vasos venosos siguen las suturas bajo el cráneo.
  9. Atornillar un tornillo de hueso en cada uno de los cinco agujeros. Evite enhebrar los tornillos en las zonas profundas. Para tornillos de acero inoxidable (M1.6), 2-3 vueltas de tuerca llevará a cabo de manera adecuada el tornillo sin poner presión sobre el cerebro. El número de vueltas dependerá del paso del tornillo. Fije el soporte de la sonda con el electrodo en el micromanipulador (Figura 3).
  10. Utilizando los tornillos de la unidad de AP, ML y DV, mueva el soporte de la sonda con el electrodo hasta que la punta está casi tocando el bregma. Tenga en cuenta las lecturas de la escala vernier AP, ML y DV en el bregma. Cuando se realizan las lecturas, elevar el electrodo de unos pocos milímetros para evitar que el electrodo de raspar el cráneo durante el movimiento. Para determinar las coordenadas de la posición en la que el electrodo tiene que ser insertado enal agujero, añada 3,6 mm a la lectura AP y añadir (o restar) 2,5 mm a la lectura ML.
  11. Con los tornillos de accionamiento AP y ML, mover el electrodo a la posición calculada. En este punto, la punta del electrodo debe estar situado directamente sobre el agujero perforado electrodo. Entonces, mirando a través del microscopio, bajar el electrodo al nivel de la duramadre (Figura 4). Este nivel sirve como nivel cero en la dirección DV. A partir de entonces, inserte suavemente la punta del electrodo en el cerebro mirando a través del microscopio.
  12. Conectar el pasador de electrodo al conector del sistema de grabación. Ponga una jaula de Faraday (o sustituirlo con papel de aluminio) sobre la rata en el instrumento estereotáxico (Figura 5). Conecte a tierra el instrumento estereotáxica con el contrapeso de la habitación que se está trabajando en.
  13. Inicie el sistema de grabación. Si está disponible, también utilizar un altavoz para obtener una señal acústica de las descargas / bálsamos de unidades individuales durante advancing electrodo.
  14. Lentamente insertar el electrodo en el cerebro mediante el registro de la actividad eléctrica durante el avance del electrodo. A una profundidad de entre 7,5 y 8,1 mm desde la duramadre, la actividad eléctrica específica de la STN es generalmente detectable (Figura 6). 18: La actividad típica de neuronas en el STN se caracteriza por un patrón de disparo irregular y una alta tasa de disparo (40,9 ± 12,9 Hz de frecuencia media).
  15. Durante la grabación, la anestesia reducir tanto como sea posible (por ejemplo, a 0,8 a 1,0%); animales anestesiados con bajas muestran una actividad cerebral eléctrica más clara.
  16. Hisopo basura cualquier sangre o líquido cefalorraquídeo que se desplaza en la superficie del cráneo al bajar el electrodo.
  17. Mezcle una pequeña cantidad de cemento dental y aplicarlo alrededor del electrodo y alrededor de cuatro de los cinco tornillos con una pequeña espátula (Figura 7). El quinto tornillo se utiliza para fijar el cable a tierra de la clavija.
  18. Desconectar el pasador de electrodo de la pinza portaelectrodos y el conector del sistema de grabación cuando el cemento dental es fijo.
  19. Aflojar el tornillo que no se fija con cemento dental. Ponga el tapón en el pasador de electrodo. Fije el cable de tierra de la clavija con el quinto tornillo (Figura 8).
  20. Mezcle cemento dental y aplicarlo alrededor del tapón. Como el cemento se espesa, moldearla alrededor del tapón para formar una tapa. Evite los bordes afilados del cemento dental que puede dañar al animal y eliminarlos durante el endurecimiento (Figura 9A y B).
  21. Desbride bordes de la herida y cerca de ellos con una sutura en la parte delantera y detrás de la tapa. Desinfectar los bordes de la herida.
  22. Conecte el enchufe de la cabeza al cable que se fija sobre un pivote. Retire la rata del instrumento estereotáxico.
  23. Aplicar tramadol (12,5 mg / kg, por vía intraperitoneal) en el final de la intervención y luego una vez al día durante 2-3 días. Coloque la rata en una jaula limpia con Thermal apoyo, fijar la pieza giratoria en esta jaula (Figura 10) e inspeccione cuidadosamente durante 1 hora.
  24. No deje a un animal sin vigilancia hasta que se haya recuperado el conocimiento suficiente para mantener decúbito esternal. No devuelva un animal que se ha sometido a una cirugía para la compañía de otros animales hasta que se recupere totalmente.

3. Estimulación

  1. Determinar la resistencia en el animal antes de la estimulación utilizando un medidor de impedancia.
  2. Conectar el enchufe del eslabón giratorio con un alambre y los tapones en el otro extremo del alambre con la salida de corriente y la salida para el cable de tierra del estimulador. Conecte el estimulador con un ordenador con el fin de programar el estimulador.
  3. Elija los parámetros de estimulación en el programa; por ejemplo, los parámetros utilizados en la enfermedad de Parkinson son la longitud de pulso: 60 microsegundos; Frecuencia: 130 Hz. Estimular la rata con una amplitud de la corriente cada vez mayor hasta que se reconocen discinesia. Reducir ªe intensidad eléctrica en un 10-20% por debajo de la intensidad que provocó discinesia o hasta que desaparezcan los signos neurológicos y el animal es cómodo. Pulsos rectangulares monofásicos se utilizaron en este estudio.
  4. Después de completar el experimento, la eutanasia a los animales con isoflurano: Ajuste el caudal isofurane o concentración de 5% o más. Continúa la exposición isoflurano hasta 1 minuto después de la respiración se detiene.

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Representative Results

La implantación de un electrodo dentro de la STN de una rata utilizando un sistema de grabación - tal como se presenta aquí - es un procedimiento eficaz y preciso para DBS que tarda aproximadamente 1 hr por animal. Este modelo es un procedimiento bastante menor: de cada 10 ratas sometidas a cirugía, todos sobrevivieron a la intervención. Veinticuatro horas después de la intervención, el estado de cada rata se monitorizó y ningún animal logra más de 1 de 3 puntos según el código de gravedad. Durante el período de estimulación continua (14 días, 24 horas al día), no hay ningún cable individual, se rompió o fue mordido por medio. Ninguna de las 10 ratas perdió el tapón de cemento dental tampoco se lastiman por el equipo durante la fase de estimulación. La impedancia se mide en estos 10 animales antes de la estimulación fue de 353 ± 101 kW. Las ratas fueron estimuladas a una frecuencia de 130 Hz y una amplitud de impulso de 60 microsegundos. La intensidad del estímulo media fue de 60 mu, que se fijó en 20% por debajo del umbral de intensidad de orofacial o contdiscinesia pata ralateral, evitando así problemas con la alimentación o la locomoción durante el período de estimulación.

Catorce días después de la intervención y estimulación continua, las 10 ratas se sacrificaron por decapitación después de la anestesia profunda y cerebros se recogieron rápidamente. En una matriz de cerebro de rata, un bloque de cerebro 2 mm de espesor que abarca la STN se cortó e inmediatamente se congeló a -80 ° C. Estos bloques cerebrales se cortaron en secciones coronales (8 m de espesor). Cada sección se tiñó con hematoxilina y eosina para visualizar la posición donde estaba situada la punta del electrodo, así como para detectar canta de inflamación o tejido cicatricial debido al electrodo. La tasa de éxito para localizar el electrodo en la STN fue 8 de 10 animales. En estos 8 ratas, la punta del electrodo implantado se encuentra en la STN, tal como se muestra histológicamente. La Figura 11 ilustra la ubicación del electrodo en el STN. Una pequeña lesión desarrollado después continua stimulation se encontró en todas las ratas. Esta lesión estaba rodeado por un pequeño número de células inflamatorias (Figura 11).

Figura 1
Figura 1. La fijación de la cabeza en el instrumento estereotáxico. La rata es fijado por los bares del oído del marco estereotáxico, así como por la máscara de anestesia de gas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 2
Figura 2. La exposición de la calavera. Después de una incisión en la línea media, la piel y el periostio se rodó hasta los bordes de la herida y se mantiene lejos de la zona quirúrgica con cuatro abrazaderas. Por favor haga clic aquí para ver una gran r Versión de esta figura.

Figura 3
Figura 3. La fijación del electrodo en un soporte de la sonda. El uso de pinzas, el pasador del electrodo se inserta en el tapón y se fija con un soporte de sonda. El enchufe está conectado con el aparato de grabación a través de un cable. Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 4
Figura 4. La inserción del electrodo en el cerebro. Después de determinar el AP exacta y las coordenadas ML del núcleo subtalámico, la punta del electrodo se hace avanzar hasta el nivel de la duramadre perforado y se toma la lectura dorsoventral escala vernier.conseguir = "_ blank"> Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 5
Figura 5. Protección de la interferencia eléctrica. Una jaula de Faraday (o, alternativamente, el papel de aluminio) se coloca sobre la rata en el instrumento estereotáxica y el instrumento, así como el animal, es conectado a tierra. Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 6
. Figura 6. Grabación de la actividad cerebral El núcleo subtalámico (STN) muestra un patrón de disparo irregular y una alta tasa de disparo (frecuencia media: 40,9 ± 12,9 Hz) 18. Antes de entrar en la STN, el electrodo pasa a una región relativamente silenciosa, que es consistente con la zona incerta; el siz verticalesE de esta área mide aproximadamente 0,5-1 mm. A partir de entonces, el número de picos aumenta, lo que indica que la inserción en el STN es completa. Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 7
Figura 7. La fijación del electrodo. Cuando el núcleo subtalámico se identifica por medio de la grabación, el electrodo se fija mediante la aplicación de cemento dental alrededor del vástago del electrodo y los tornillos. Esto permite desenchufar el conector de la clavija del electrodo sin cambiar la posición del electrodo. Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 8
Figura 8. Attaching de la clavija a la clavija de electrodo. El enchufe para el conector del estimulador está unido a la clavija de electrodo. El cable de tierra, que se suelda en el tapón, se fija con un tornillo en el cráneo. Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 9
Figura 9. La fijación de la clavija. (A) frontal y (B) Vistas laterales. Cemento dental se aplica alrededor del tapón y se forma un tapón; bordes afilados deben ser evitados. Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 10
Figura 10. Conexión de la rata a la stimulator. Un giratoria estuvo acompañado en el circuito para evitar que el cable se enrede. Un resorte de acero inoxidable protege el cable si la rata comienza a morder el cable. Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 11
Figura 11. Sección de cerebro a través del núcleo subtalámico (STN) (hematoxilina y eosina). (A) Información general, ampliación 2.5. Una línea continua rodea el STN. Una pequeña lesión es visible en el que se encuentra la punta del electrodo durante un período de 14 días de estimulación. Es de señalar que no hay canal de penetración del electrodo visible (diámetro del vástago: 125 micras), lo que indica que el electrodo está conservando el tejido. (B) Detalle de la imagen de la imagen A (caja), magnificación 100. Un pequeño número decélulas inflamatorias era detectable alrededor de la lesión debido a la reacción del tejido cerebral a la punta del electrodo. Flecha:. Que indica un ejemplo de una célula inflamatoria Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Discussion

Este estudio presenta un conjunto paso a paso las instrucciones para la implantación de un electrodo monopolar crónica en el STN de ratas. Aunque electrodos de tungsteno con baja impedancia se utilizan a menudo para DBS 18,19, un electrodo monopolar de platino / iridio (Pt / Ir) fue empleado que tenía una impedancia de aproximadamente 1 MW. Electrodos de Pt / Ir también se utilizan en pacientes con la enfermedad de Parkinson debido a sus propiedades favorables: demuestran la erosión mínima 20 y no producen daño tisular relevante 21 si no se utilizan densidades de alta carga. Puesto que el objetivo de este estudio fue una estimulación a largo plazo puesta en marcha y, con el fin de lograr un enfoque de traslación, los electrodos con las especificaciones anteriormente mencionadas se aplicaron en el presente experimento. El examen histológico de rodajas de cerebro que muestran la localización de la punta del electrodo corroboró la respuesta de cuerpo extraño atenuada de Pt / Ir 22 en este experimento.

ent "> En el presente estudio, se utilizaron electrodos de Pt / Ir con una impedancia de 1 MW. Los electrodos con un menor, o incluso mayor impedancia, sólo son adecuados para cualquier registro de la actividad cerebral o para estimular las estructuras cerebrales, pero no ambos. En Por el contrario, una impedancia de los electrodos de 1 MW, como se usa en nuestro estudio, es adecuado para ambos, la grabación de la actividad de las áreas cerebrales profundos y estimular estructuras cerebrales tales como el STN. La principal ventaja de la grabación es la identificación de la ubicación STN en una . corto período de tiempo de grabación permite la localización fiable de la STN, ya que nuestros resultados han demostrado:. de control histológico produjo una alta tasa de éxito de la focalización de la STN (8 de 10 animales) la punta del electrodo se implanta en las capas celulares superiores de la dorsal porción -lateral del STN (DV: 7,7 mm) que se sabe que recibir entradas de motor principalmente de la corteza motora 23.

El uso de un sistema de cableado para DBS puede estar limitado por el potencial Complicationes tales como rotura de cables o un bajo grado de libertad de movimiento de los animales. Sin embargo, en nuestra puesta a punto, los cables fueron conectados a gira sobre un eje, lo que permitió que los animales puedan moverse libremente. Los sistemas inalámbricos en vivo estimulante (a menudo fijados en la cabeza o implantados en el tronco del animal) también están limitados por la necesidad de baterías. A medida que las baterías necesitan ser pequeño, por lo tanto, la tensión es baja. Cuando se utiliza 1 MW electrodos, se requiere un alto voltaje para lograr la intensidad del estímulo deseado y, a su vez, se traduce en baterías más grandes o el reemplazo frecuente de las baterías. Sin embargo, una ventaja del sistema de estímulo utilizado en nuestro estudio es la amplia gama de tensión de cumplimiento del estimulador y la opción de estimulación de corriente constante. En este modo el estimulador ajusta la tensión a los cambios en la impedancia del tejido con el fin de proporcionar una salida de corriente constante en el electrodo. Se espera que un cambio de impedancia en el curso a largo plazo de DBS con la formación de tantabla de interfaz tejido-electrodo, por ejemplo, encapsulación glial de la punta del electrodo 22.

En resumen, el método presentado de la implantación de electrodos es técnicamente fácil de realizar, fiable y robusto, lo que permite la estimulación precisa y segura del STN en ratas sin restringir la libertad de movimiento o incluso dañar al animal durante el curso a largo plazo. Con pequeñas modificaciones (por ejemplo, utilizando un enchufe con salidas eléctricas adicionales), este protocolo se aplica también mediante la implantación de microelectrodos en ambas unidades de riego u otras estructuras cerebrales, grabaciones de larga duración o de ambos, la estimulación de las estructuras profundas del cerebro y la actividad de registro de otra región cerebral .

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Materials

Name Company Catalog Number Comments
Pt/Ir electrode FHC Inc. UE Custom-made: Specification: UEPSEGSECN1M
Plugs GT Labortechnik (Arnstein/Germany) Custom-made
Pin header DISTRELEC 143-95-324 single-row, 90° 1x3 datamate, Type M80-8420342
Socket DISTRELEC 143-95-621 single-row,straight 2 mm pole no.1 x 3 datamate, Type M80-8400342
Stainless steel spring Plastics ONE SS0102 Part-#: .120 X .156 Spring ID (mm): 3.0  Spring OD (mm): 4.0
Dental cement/Paladur Heraeus Kulzer 64707938 Liquid, 500 ml
Dental cement/Paladur Heraeus Kulzer 64707954 Powder, rose, 500 g
Head screw Hummer & Reiss V2ADIN84 M1.6x3
Jodosept PVP Vetoquinol 435678/E04
Mepivacain 1% AstraZeneca PZN03338515
Epinephrine Sanofi-Aventis PZN00176118
Tramadolhydrochloride Rotexmedica 38449.00.00

DOWNLOAD MATERIALS LIST

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Neurociencia Número 104 la estimulación cerebral profunda el registro de la actividad cerebral el núcleo subtalámico experimentación animal rata la estimulación a largo plazo
Microelectrodos guiada implantación de electrodos en el Subtalámico Núcleo de ratas de largo plazo estimulación cerebral profunda
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Fluri, F., Bieber, M., Volkmann, J., … More

Fluri, F., Bieber, M., Volkmann, J., Kleinschnitz, C. Microelectrode Guided Implantation of Electrodes into the Subthalamic Nucleus of Rats for Long-term Deep Brain Stimulation. J. Vis. Exp. (104), e53066, doi:10.3791/53066 (2015).

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