Abstract
La stimulation cérébrale profonde (DBS) est une thérapie largement utilisé et efficace pour plusieurs troubles neurologiques, comme la maladie, la dystonie ou tremblements de Parkinson idiopathique. DBS est basé sur la prestation des stimuli électriques à des structures anatomiques profondes spécifiques du système nerveux central. Cependant, les mécanismes sous-jacents de l'effet de DBS restent énigmatiques. Cela a conduit à un intérêt dans l'enquête de l'impact de DBS dans des modèles animaux, en particulier chez les rats. Comme DBS est une thérapie à long terme, la recherche devrait être axée sur les changements de génétique moléculaire de circuits neuronaux qui se produisent plusieurs semaines après DBS. À long terme chez les rats DBS est difficile parce que les rats se déplacent dans leur cage, ce qui provoque des problèmes à maintenir en place le fil qui mène de la tête de l'animal au stimulateur. En outre, des structures cibles de stimulation dans le cerveau de rat sont de petite taille et par conséquent les électrodes peuvent pas facilement être mis à la position requise. Ainsi, un set-up pour longue durée stimulation des rats en utilisant des électrodes de platine / iridium avec une impédance d'environ 1 MQ a été développé pour cette étude. Une électrode à ces spécifications permet non seulement une stimulation adéquate, mais aussi l'enregistrement des structures profondes du cerveau pour identifier la zone cible pour DBS. Dans notre set-up, une électrode avec un bouchon pour le fil a été enrobé dans un ciment dentaire avec quatre vis d'ancrage fixé sur le crâne. Le fil de la bougie pour le stimulateur a été protégé par un ressort en acier inoxydable. Un pivot est relié au circuit pour empêcher le fil de emmêlement. Dans l'ensemble, cette stimulation set-up offre un degré élevé de mobilité libre pour le rat et permet la prise de tête, ainsi que la connexion du fil entre le bouchon et le stimulateur, de conserver la force de longue durée.
Introduction
La stimulation cérébrale profonde (DBS) est un traitement basé sur la prestation des impulsions électriques via des électrodes implantées à structures cérébrales spécifiques, tels que le globus pallidus interne 1, le noyau sous-thalamique (STN) 2 - 4 ou le thalamus ventral intermédiaire 5. Dans les deux dernières décennies, ce traitement a été établi comme un outil thérapeutique puissant pour la maladie de Parkinson: 1 - 4, dystonie 6 et le tremblement 7, et est également utilisé pour moduler la douleur chronique 7, troubles psychiatriques (ie, le trouble obsessionnel-compulsif 8, dépression majeure 9) ou d'épilepsie réfractaire 10,11. En outre, DBS pourrait, à l'avenir, devenir une option de traitement pour l'hypertension artérielle réfractaire 12 ou hypotension orthostatique 13.
Les mécanismes physiologiques sous-jacents aux effetsde DBS demeurent mal compris. Les études chez les rongeurs anesthésiés ont donné un aperçu des réponses neuronales à la stimulation à haute fréquence qui imitent cliniquement appliquée DBS 14. Toutefois, ces études ne manquent pas corroboration du comportement de l'effet DBS mais entraînent également une grande variabilité selon les paramètres de stimulation appliqué 14.
Pour étudier de façon plus concise les effets sur le comportement et les mécanismes sous-jacents de DBS à rongeurs conscients, une stimulation set-up est nécessaire qui répond à des exigences spécifiques. DBS est principalement utilisé comme une thérapie à long terme (par exemple, la maladie de Parkinson, la douleur chronique). Ainsi, la mise en place stimulation chez les rongeurs doit être conçu de sorte que l'unité est constituée d'une électrode avec un bouchon, ainsi qu'un fil de la bougie à un stimulateur externe; et cette unité doit être léger mais incassable lorsqu'il est fixé sur le crâne. En outre, la liberté de mouvement est indispensable pour les rats pendant stimulation sur une période prolongée. Les structures cibles de DBS sont de petite taille; par exemple, la STN chez le rat a une longueur de 1,2 mm et un volume de 0,8 mm 3,15. Par conséquent, les électrodes doivent être conçus de telle sorte que le noyau ne soit pas lésé pendant l'insertion et le ciblage doit être précis. Comme la plupart des études menées chez les rongeurs DBS ont utilisé repère basé insertion stéréotaxique de l'électrode à la structure cible, le taux d'erreur peut être relativement élevé, même en utilisant les coordonnées selon Paxinos et Watson 16. Cela se traduit par un plus grand nombre d'animaux nécessaires pour parvenir à un résultat statistiquement significatif.
Dans la présente étude, une technique d'implantation de l'électrode est introduite, qui cible le STN avec une grande précision à l'aide d'un système de microfiche tout en faisant avancer l'électrode. En outre, un système de stimulation est présenté qui ne permet pas seulement un haut degré de mobilité de l'animal stimulé mais garantit également stimulati continuvia une fixation sûre du fil de stimulation (qui est protégée par un ressort en acier inoxydable) sur la tête du rat.
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Protocol
Les expérimentations animales ont été approuvés par l'Université de Würzburg et les autorités de l'Etat de droit (Basse-Franconie, numéro d'agrément: 54-2531.01-102 / 13) et réalisée selon les recommandations pour la recherche dans l'AVC études expérimentales 17 et le courant de recherche animale: la déclaration des En Vivo Directives Experiments (http://www.nc3rs.org.uk/arrive-guidelines).
1. Anesthésie
- Vérifiez le système anesthésique pour assurer des quantités suffisantes de gaz d'alimentation (oxygène) et de l'isoflurane pendant la durée de la procédure. Branchez la coiffe avec la barre d'incisive de l'instrument stéréotaxique et de mettre la barre incisive sur -3.3 mm.
- Ouvrez le gaz d'alimentation (2 L / min). Placez le rat dans une boîte et sceller le dessus. Allumez le vaporisateur isoflurane à 3,5%.
- Lorsque le rat est couché, changer le système de sorte que le flux de gaz d'anesthésie à la coiffe qui est fixé à la barre de l'incisive.
- Retirez le rat de la chambre de boîte et raser la zone entre les oreilles et les yeux; l'aide d'un coton-tige imbibé d'Jodosept PVP, nettoyer la zone rasée pour enlever toute cheveux dénoués.
- Placez le rat dans la coiffe (Figure 1) et continuer l'anesthésie avec de l'isoflurane 2,5% en O 2 (1 L / min). Vérifier le niveau de l'anesthésie en pinçant la zone interdigitale. Si le rat est anesthésié convenablement, les réflexes de défense sont supprimés (par exemple, le retrait du pied).
- Surveiller la respiration et la réponse à la stimulation durant la procédure et ajuster le vaporisateur au besoin.
- Appliquer vétérinaire pommade sur les yeux pour prévenir la sécheresse tandis que sous anesthésie. Surveiller et maintenir la température corporelle à 37 ° C ± 0,5 ° C par un système de chauffage asservi.
2. Chirurgie
- Gardez le champ opératoire stérile durant toute la chirurgie. Une fois entre les mains surgeon's sont stériles et le champ opératoire est stérile, déplacer uniquement savouet rappelez-vous lly à ne pas casser la stérilité. Cela comprend aussi avoir un champ stérile (c.-à-rideaux imperméables stériles) sur lequel on peut déposer les instruments.
- Injecter voie sous-cutanée 0,2 ml de mépivacaïne dans le centre de la zone rasée. Mépivacaïne est un anesthésique local qui a une durée d'action allant jusqu'à 3 heures. Il sera en outre anesthésier la zone chirurgicale.
- En utilisant un scalpel, faire une incision médiane de départ entre les oreilles et se prolongeant en direction de 2 cm. Assurez-vous que le périoste (membrane brillante sous la peau) est également incisée. Exposer le crâne avec quatre pinces (figure 2).
- En utilisant un coton-tige, retirez délicatement le périoste jusqu'à ce que les sutures frontal et sagittal sont exposés; par la suite, étancher le sang avec de la laine de coton.
- Déterminer les coordonnées du bregma aide d'une aiguille fixée à un support de sonde, puis marquer de la pointe de l'aiguille avec un stylo-feutre noir. Utilisation de l'antérieur / postérieure (AP), la ligne médiane / latérale(ML) et dorsoventraux vis (DV) d'entraînement, positionner la pointe de l'aiguille directement sur le bregma.
- Prenez l'AP et ML lectures d'échelle à coulisse: soustraire 3,6 mm de la lecture AP et 2,5 mm de la lecture ML pour l'implantation d'électrodes dans le droit STN, ou ajouter 2,5 mm pour l'implantation d'électrodes dans le STN gauche. Cette position sera marquée par le colorant de feutre après l'abaissement de la pointe de l'aiguille à la surface du crâne.
- Fixer la fraise de dentiste sur la grande porte de la sonde de l'instrument stéréotaxique. Déplacez le forage dentaire à la surface calculée - dire, le point marqué sur le crâne. En regardant à travers le microscope, percer un trou (diamètre d'environ 1 mm) à travers le crâne jusqu'à ce que la dure-mère est visible (le crâne est d'environ 1 mm d'épaisseur). Rétracter la dure-mère en utilisant une pince micro-dissection ou une aiguille stérile. La dure-mère est assez difficile à détruire la pointe de l'électrode.
- Percez un trou avec la perceuse dentaire dans chaque écaille frontale, et dans l'interparietal squames opposée à l'orifice de l'électrode. Débranchez le support de sonde de l'instrument stéréotaxique. Ne pas percer sur une suture du crâne comme vaisseaux veineux suivent les sutures sous le crâne.
- Visser une vis à os dans chacun des cinq trous. Évitez enfilant les vis trop profond. Pour les vis en acier inoxydable (M1.6), 2-3 tours de la vis tiendra adéquatement la vis sans mettre la pression sur le cerveau. Le nombre de spires dépendra du pas de la vis. Fixer le support de sonde avec l'électrode dans le micromanipulateur (Figure 3).
- En utilisant les vis d'entraînement AP, ML et DV, déplacer le support de la sonde avec l'électrode jusqu'à ce que la pointe est presque toucher le bregma. Notez les AP, ML et DV lectures d'échelle de vernier au bregma. Lorsque les lectures sont faites, soulever l'électrode de quelques millimètres pour empêcher l'électrode de grattage du crâne au cours du mouvement. Pour déterminer les coordonnées de la position où l'électrode doit être inséré dansau trou, ajouter 3,6 mm à la lecture AP et ajouter (ou soustraire) de 2,5 mm à la lecture ML.
- Utilisation de l'AP et entraînement ML vis, déplacer l'électrode à la position calculée. À ce stade, la pointe de l'électrode doit être situé directement sur le trou de l'électrode foré. Puis, en regardant à travers le microscope, abaisser l'électrode au niveau de la dure-mère (figure 4). Ce niveau sert de niveau zéro dans la direction DV. Ensuite, insérer délicatement la pointe de l'électrode dans le cerveau en regardant à travers le microscope.
- Raccorder la broche d'électrode au connecteur du système d'enregistrement. Mettez une cage de Faraday (ou le remplacer par une feuille d'aluminium) sur le rat dans l'instrument stéréotaxique (Figure 5). Rez de l'instrument stéréotaxique avec le contrepoids de la salle qui est travaillé dans.
- Démarrer le système d'enregistrement. Si possible, utilisez également un haut-parleur pour obtenir un signal acoustique de décharges / baumes d'unités simples au cours advancing l'électrode.
- Introduire lentement l'électrode dans le cerveau par l'enregistrement de l'activité électrique au cours de l'avancement de l'électrode. A une profondeur comprise entre 7,5 et 8,1 mm à partir de la dure-mère, l'activité électrique spécifique de la STN est habituellement détectable (figure 6). L'activité typique des neurones dans le STN se caractérise par un motif de licenciement irrégulier et une cadence de tir élevée (fréquence moyenne: 40,9 ± 12,9 Hz) 18.
- Lors de l'enregistrement, de réduire l'anesthésie autant que possible (par exemple, à 0,8-1,0%); animaux faibles anesthésiés montrent une activité plus claire électrique cérébrale.
- Tamponner à une distance de tout le sang ou le liquide céphalo-rachidien a été déplacée à ce que la surface du crâne lors de la descente de l'électrode.
- Mélangez une petite quantité de ciment dentaire et de l'appliquer autour de l'électrode et autour de quatre des cinq vis à l'aide d'une petite spatule (figure 7). Le cinquième vis sera utilisée pour fixer le fil de terre de la prise.
- Déconnecter la broche de l'électrode de porte-électrode et le connecteur du système d'enregistrement lorsque le ciment dentaire est fixe.
- Dévisser la vis qui n'a pas été fixé par un ciment dentaire. Mettez le bouchon sur l'axe de l'électrode. Fixer le fil de terre de la prise de la cinquième vis (figure 8).
- Mélangez ciment dentaire et de l'appliquer autour de la bougie. Comme le ciment épaissit, modeler autour de la bougie pour former un bouchon. Évitez les angles vifs du ciment dentaire qui peuvent nuire à l'animal et de les supprimer lors de la trempe (Figure 9A et B).
- Débrider bords de la plaie et les fermer avec une suture à l'avant et derrière le capuchon. Désinfecter les bords de la plaie.
- Branchez la prise de tête pour le fil qui est fixé sur un pivot. Retirer le rat de l'instrument stéréotaxique.
- Appliquer tramadol (12,5 mg / kg, par voie intraperitoneale) à la fin de l'intervention, puis une fois par jour pendant 2-3 jours. Placez le rat dans une cage propre avec Thermal appui, fixer le pivot de cette cage (Figure 10) et inspectez soigneusement pendant 1 heure.
- Ne pas laisser un animal sans surveillance tant qu'il a repris conscience suffisante pour maintenir décubitus sternal. Ne retournez pas un animal qui a subi une intervention chirurgicale à la compagnie d'autres animaux jusqu'à guérison complète.
3. Stimulation
- Déterminer la résistance à l'animal avant la stimulation en utilisant un appareil de mesure d'impédance.
- Connecter le bouchon de la tête d'injection avec un fil métallique et les bouchons à l'autre extrémité du fil à la sortie de courant et la sortie pour le fil de terre du stimulateur. Connectez le stimulateur avec un ordinateur afin de programmer le stimulateur.
- Choisissez les paramètres de stimulation dans le programme; par exemple, les paramètres utilisés dans la maladie de Parkinson sont de longueur de l'impulsion: 60 ps; fréquence: 130 Hz. Stimuler le rat avec une amplitude de courant de plus en plus jusqu'à ce que la dyskinésie sont reconnus. Réduire ee intensité électrique de 10-20% inférieur à l'intensité qui a suscité la dyskinésie ou jusqu'à ce que des signes neurologiques disparaissent et l'animal est à l'aise. Des impulsions rectangulaires monophasiques ont été utilisés dans cette étude.
- Après avoir terminé l'expérience, euthanasier l'animal avec de l'isoflurane: Réglez le débit isofurane ou la concentration de 5% ou plus. Continuer exposition isoflurane jusqu'à 1 min après l'arrêt respiratoire.
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Representative Results
L'implantation d'une électrode dans le STN d'un rat en utilisant un système d'enregistrement - comme présenté ici - est un procédé efficace et précis pour DBS qui prend environ une heure par animal. Ce modèle est une procédure assez mineur: sur 10 rats soumis à une intervention chirurgicale, ont tous survécu à l'intervention. Vingt-quatre heures après l'intervention, l'état de chaque rat a été contrôlée et aucun animal atteint plus de 3 points de 1 en fonction du code de gravité. Pendant la période de stimulation continue (14 jours, 24 heures par jour), pas de fil détaché, cassé ou a été mordu à travers. Aucun des 10 rats perdu le bouchon de ciment dentaire pas plus qu'ils ne se blessent par l'équipement lors de la phase de stimulation. L'impédance mesurée dans ces 10 animaux avant la stimulation était de 353 ± 101 kQ. Les rats ont été stimulés à une fréquence de 130 Hz et une largeur d'impulsion de 60 ps. L'intensité moyenne de relance était de 60 uA, qui a été fixé à 20% au-dessous du seuil d'intensité de oro-facial ou suiteralateral dyskinésie patte, empêchant ainsi les problèmes de l'alimentation ou la locomotion pendant la période de stimulation.
Quatorze jours après l'intervention et une stimulation continue, tous les 10 rats ont été euthanasiés par décapitation après anesthésie profonde et les cerveaux ont été rapidement récoltés. Dans une matrice de cerveau de rat, un bloc de 2 mm d'épaisseur cerveau englobant le STN a été coupé et immédiatement congelé à -80 ° C. Ces blocs de cerveau ont été coupés en coupes coronales (8 um d'épaisseur). Chaque section a été colorée avec de l'hématoxyline-éosine et de visualiser la position où se trouve la pointe de l'électrode, ainsi que pour détecter chante de tissu cicatriciel ou d'inflammation en raison de l'électrode. Le taux de réussite pour la localisation de l'électrode dans la STN était 8 de 10 animaux. Dans ces 8 rats, la pointe de l'électrode implantée était situé dans le STN, comme le montre histologiquement. La figure 11 illustre l'emplacement de l'électrode dans le STN. Une petite lésion développée après continue stimulation a été trouvé dans tous les rats. Cette lésion était entourée d'un petit nombre de cellules inflammatoires (figure 11).
Figure 1. Fixation de la tête dans l'instrument stéréotaxique. Le rat est fixé par les barres d'oreilles du cadre stéréotaxique, ainsi que par le masque d'anesthésie de gaz. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2. Exposer le crâne. Après une incision médiane, la peau et le périoste sont enroulées pour les bords de la plaie et tenu à l'écart de la zone chirurgicale par quatre brides. S'il vous plaît cliquez ici pour afficher une grande version R de cette figure.
Figure 3. Fixation de l'électrode dans un support de sonde. En utilisant des pinces, la broche de l'électrode est insérée dans le bouchon et fixé à un support de sonde. Le bouchon est relié à l'appareil d'enregistrement via un fil. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 4. L'insertion de l'électrode dans le cerveau. Après avoir déterminé le point d'accès et les coordonnées exactes ml du noyau sous-thalamique, la pointe de l'électrode est avancé au niveau de la dure-mère et la perforation dorso-ventral lecture de vernier est prise.obtenir = "_ blank"> S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 5. Protection des interférences électriques. Une cage de Faraday (ou, à défaut, une feuille d'aluminium) est mis sur le rat dans l'instrument stéréotaxique et l'instrument, ainsi que l'animal, est mis à la terre. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
. Figure 6. Enregistrement de l'activité cérébrale Le noyau sous-thalamique (STN) montre un schéma de tir irrégulière et une cadence de tir élevée (fréquence moyenne: 40,9 ± 12,9 Hz) 18. Avant d'entrer dans le STN, l'électrode passe à une région relativement silencieux, ce qui est cohérent avec le zona incerta; SIZ verticalee de cette zone mesure environ 0,5-1 mm. Par la suite, le nombre de pointes augmente, ce qui indique que l'insertion dans le STN est terminée. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 7. La fixation de l'électrode. Lorsque le noyau sous-thalamique est identifié au moyen d'enregistrement, l'électrode est fixée par application de ciment dentaire autour de la tige d'électrode et les vis. Cela permet un débranchement du connecteur de la broche de l'électrode sans changer la position de l'électrode. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 8. collage desng du bouchon de la tige de l'électrode. Le bouchon pour le connecteur du stimulateur est fixé à la broche d'électrode. Le fil de terre, qui est soudé sur le bouchon, est fixé avec une vis sur le crâne. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 9. Fixation de la fiche. (A) frontale et (b) une vue latérale. Ciment dentaire est appliquée autour du bouchon et un bouchon est formé; arêtes vives doivent être évités. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 10. Raccordement du rat à l'stimulteur. Un tournant a été rejoint dans le circuit pour empêcher le fil de emmêlement. Un ressort en acier inoxydable protège le fil si le rat commence à mordre le fil. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 11. section de cerveau par le noyau sous-thalamique (STN) (hématoxyline et éosine). (A) Vue d'ensemble, grossissement 2,5. Une ligne solide entoure le STN. Une petite lésion est visible lorsque la pointe de l'électrode a été localisé au cours d'une période de 14 jours de la stimulation. Il est à noter qu'il n'y a pas de pénétration canal du visible électrode (diamètre de la tige: 125 um), indiquant que l'électrode est la conservation des tissus. (B) de détail de l'image de la photo A (boîte), un grossissement de 100. Un petit nombre deles cellules inflammatoires était détectable autour de la lésion due à la réaction du tissu cérébral à la pointe de l'électrode. Arrow:. Indiquant un exemple de cellules inflammatoires S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
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Discussion
Cette étude présente un ensemble étape-par-étape d'instructions pour l'implantation d'une électrode monopolaire chronique dans le STN des rats. Bien que les électrodes de tungstène à basse impédance sont souvent utilisés pour DBS 18,19, une électrode monopolaire en platine / iridium (Pt / Ir) qui a été employé avait une impédance d'environ 1 MQ. Électrodes Pt / IR sont également utilisés chez les patients atteints de la maladie de Parkinson en raison de leurs propriétés favorables: ils démontrent la faible érosion de 20 et ne produisent pas de dommages aux tissus pertinents 21 si aucun densités haute charge sont utilisés. Comme l'objectif de cette étude était une stimulation à long terme mis en place et, afin de parvenir à une approche translationnelle, électrodes avec les spécifications mentionnées ci-dessus ont été appliquées dans la présente expérience. L'examen histologique des tranches de cerveau montrant la localisation de la pointe d'électrode corroboré la réponse de corps étranger atténuée de Pt / Ir 22 dans cette expérience.
ent "> Dans la présente étude, les électrodes de Pt / Ir avec une impédance de 1 MQ ont été utilisés. électrodes avec inférieure ou impédance encore plus élevé, ne conviennent que pour soit enregistrer l'activité cérébrale ou pour stimuler structures cérébrales, mais pas les deux. Dans l'inverse, une impédance d'électrode de 1 MQ, tel qu'il est utilisé dans cette étude, est adapté à la fois, l'enregistrement de l'activité de zones du cerveau profond et stimulant structures cérébrales telles que le STN. L'avantage majeur de l'enregistrement est l'identification de l'emplacement du STN à un . court laps de temps d'enregistrement permet la localisation fiable de la STN, que nos résultats ont montré:. contrôle histologique a donné un taux de réussite élevé de cibler le STN (8 de 10 animaux) La pointe de l'électrode a été implanté dans les couches de cellules supérieures de la dorsale -lateral partie du STN (DV: 7.7 mm), qui est connu pour recevoir des entrées à moteur principalement du cortex moteur 23.L'utilisation d'un système de câblage pour DBS peut être limitée par le potentiel complicationscations tels que la rupture de fils ou un degré de liberté de mouvement des animaux faibles. Cependant, dans notre set-up, les fils étaient raccordés aux émerillons, qui a permis aux animaux de se déplacer librement. Systèmes sans fil de stimulation in vivo (souvent fixes à la tête ou implantés dans le tronc de l'animal) sont également limités par l'obligation pour les batteries. Comme les piles doivent être petits, la tension est donc faible. Lors de l'utilisation de 1 MQ électrodes, une tension élevée est nécessaire pour obtenir l'intensité du stimulus désiré et, à son tour, se traduit par de plus grandes batteries ou un remplacement fréquent des piles. Cependant, un avantage du système de stimulation utilisés dans notre étude est la large gamme de tension de conformité du stimulateur et l'option de stimulation de courant constant. Dans ce mode, le stimulateur ajuste la tension aux variations de l'impédance du tissu afin de fournir une sortie de courant constant à l'électrode. Un changement d'impédance est prévu au cours à long terme de DBS avec la formation commeInterface Table tissu-électrode, par exemple, l'encapsulation des cellules gliales de la pointe de l'électrode 22.
En résumé, la méthode présentée de l'implantation d'électrodes est techniquement simple à réaliser, fiable et robuste, permettant une stimulation précise et sûre de la STN chez les rats sans restreindre la liberté de mouvement ou même blesser l'animal au cours de l'évolution à long terme. Avec de petites modifications (par exemple, en utilisant un bouchon avec des sorties électriques supplémentaires), ce protocole est également applicable en implantant des microélectrodes dans les deux STNS ou d'autres structures cérébrales, des enregistrements à long terme ou les deux, la stimulation des structures profondes du cerveau et de l'activité d'enregistrement d'une autre région cérébrale .
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Pt/Ir electrode | FHC Inc. | UE | Custom-made: Specification: UEPSEGSECN1M |
| Plugs | GT Labortechnik (Arnstein/Germany) | Custom-made | |
| Pin header | DISTRELEC | 143-95-324 | single-row, 90° 1x3 datamate, Type M80-8420342 |
| Socket | DISTRELEC | 143-95-621 | single-row,straight 2 mm pole no.1 x 3 datamate, Type M80-8400342 |
| Stainless steel spring | Plastics ONE | SS0102 | Part-#: .120 X .156 Spring ID (mm): 3.0 Spring OD (mm): 4.0 |
| Dental cement/Paladur | Heraeus Kulzer | 64707938 | Liquid, 500 ml |
| Dental cement/Paladur | Heraeus Kulzer | 64707954 | Powder, rose, 500 g |
| Head screw | Hummer & Reiss | V2ADIN84 M1.6x3 | |
| Jodosept PVP | Vetoquinol | 435678/E04 | |
| Mepivacain 1% | AstraZeneca | PZN03338515 | |
| Epinephrine | Sanofi-Aventis | PZN00176118 | |
| Tramadolhydrochloride | Rotexmedica | 38449.00.00 |
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