Abstract
La stimolazione cerebrale profonda (DBS) è una terapia ampiamente utilizzato ed efficace per diversi disturbi neurologici, come la malattia di Parkinson idiopatica, distonia o tremori. DBS si basa sulla fornitura di stimoli elettrici specifici profonde strutture anatomiche del sistema nervoso centrale. Tuttavia, i meccanismi alla base l'effetto di DBS rimangono enigmatici. Ciò ha portato ad un interesse per investigare l'impatto di DBS in modelli animali, specialmente nei ratti. Come DBS è una terapia a lungo termine, la ricerca deve essere incentrata sui cambiamenti molecolari, genetiche di circuiti neurali che si verificano diverse settimane dopo DBS. A lungo termine DBS nei ratti è impegnativo, perché i ratti muovono nella loro gabbia, che causa problemi a mantenere in posizione il filo conduttore dalla testa dell'animale allo stimolatore. Inoltre, strutture bersaglio per stimolazione nel cervello di ratto sono piccole e quindi elettrodi non possono essere facilmente inseriti nella posizione desiderata. Così, un set-up di lunga durata stimolizione di ratti con elettrodi di platino / iridio con un'impedenza di circa 1 MW è stato sviluppato per questo studio. Un elettrodo con queste specifiche permette non solo la stimolazione adeguata, ma anche la registrazione delle strutture cerebrali profonde per identificare l'area di destinazione per DBS. Nel nostro set-up, un elettrodo con una presa per il cavo è stato incorporato in cemento dentale con quattro viti di ancoraggio fissati sul cranio. Il filo dalla spina allo stimolatore era protetta da una molla in acciaio inox. Un girevole è collegato al circuito di impedire il filo di aggrovigliarsi. In generale, questa stimolazione set-up offre un elevato grado di mobilità libera per ratto e permette la spina testa, così come il collegamento del filo tra la spina e lo stimolatore, di mantenere la forza di lunga durata.
Introduction
La stimolazione cerebrale profonda (DBS) è un trattamento basato sulla fornitura di impulsi elettrici tramite elettrodi impiantati a specifiche strutture cerebrali, come il globo pallido interno 1, nucleo subtalamico (STN) 2 - 4 o ventrale talamo intermedia 5. Negli ultimi due decenni, questo trattamento è stato stabilito come un potente strumento terapeutico per la malattia di Parkinson, 1-4, distonia 6 e tremori 7, e viene usato anche per modulare il dolore cronico 7, disturbi psichiatrici (ad esempio, disturbo ossessivo-compulsivo 8, depressione maggiore 9) o epilessia intrattabile 10,11. Inoltre, DBS potrebbe, in futuro, diventare una opzione di trattamento per l'ipertensione arteriosa refrattaria 12 o ipotensione ortostatica 13.
I meccanismi fisiologici alla base degli effettidi DBS rimanere poco conosciuta. Studi in roditori anestetizzati hanno fornito spaccato risposte neurali alla stimolazione ad alta frequenza che riproducono clinicamente applicato DBS 14. Tuttavia, questi studi non solo non hanno conferme comportamentale dell'effetto DBS ma anche provocare una notevole variabilità a seconda dei parametri di stimolazione applicata 14.
Per studiare in modo più conciso gli effetti comportamentali e dei meccanismi alla base della DBS nei roditori cosciente, è necessaria una stimolazione di set-up che soddisfa i requisiti specifici. DBS è principalmente usato come una terapia a lungo termine (ad esempio, il morbo di Parkinson, il dolore cronico). Così, la stimolazione set-up in roditori dovrebbe essere progettato in modo che il gruppo è costituito da un elettrodo con un tappo, così come un filo dalla spina di uno stimolatore esterno; e questa unità deve essere leggero ma infrangibile quando fissato sul cranio. Inoltre, la libertà di movimento è indispensabile per i ratti durante stimolizione per un periodo prolungato. Le strutture di destinazione della DBS sono piccole; per esempio, il STN in ratti ha una lunghezza di 1,2 mm ed un volume di 0,8 mm 3,15. Pertanto, gli elettrodi devono essere progettati in modo tale che il nucleo non è lesionato durante l'inserimento e il targeting esigenze per essere precisi. Come la maggior parte degli studi condotti in roditori DBS hanno usato punto di riferimento basato inserimento stereotassica dell'elettrodo alla struttura di destinazione, il tasso di errore può essere relativamente alto, anche quando si utilizza le coordinate secondo Paxinos e Watson 16. Ciò si traduce in un maggior numero di animali necessari per raggiungere un risultato statisticamente significativo.
Nel presente studio una tecnica di impianto dell'elettrodo viene introdotta, che rivolge la STN con elevata precisione utilizzando un sistema microrecording mentre avanza l'elettrodo. Inoltre, un sistema di stimolazione viene presentato che non solo consente un elevato grado di mobilità per l'animale stimolata ma garantisce anche stimulati continuain via fissaggio sicuro del filo stimolazione (che è protetto da una molla in acciaio inossidabile) sulla testa del ratto.
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Protocol
Gli esperimenti sugli animali sono stati approvati dall'Università di Würzburg e le autorità statali legali (Bassa Franconia, numero di omologazione: 54-2531.01-102 / 13) ed eseguita secondo le raccomandazioni per la ricerca in corsa sperimentale studia 17 e la corrente di Test sugli animali: Segnalazione di In Vivo Linee guida Esperimenti (http://www.nc3rs.org.uk/arrive-guidelines).
1. Anestesia
- Controllare il sistema anestetico per assicurare un'adeguata quantità di gas di alimentazione (ossigeno) e isoflurano per la durata della procedura. Collegare il musetto con la barra incisivo dello strumento stereotassico e posizionare la barra incisivo su -3.3 mm.
- Accendere il gas di alimentazione (2 L / min). Posizionare il ratto in una scatola e sigillare la parte superiore. Accendere il vaporizzatore isoflurano al 3,5%.
- Quando il ratto è reclinata, commutare il sistema in modo che il gas anestetico fluisce al nosecone che è fissato alla barra degli incisivi.
- Rimuovere rat dalla camera scatola e radere l'area tra le orecchie e gli occhi; utilizzando un batuffolo di cotone imbevuto di Jodosept PVP, tamponare la zona rasata per rimuovere tutti i capelli sciolti.
- Posizionare il topo nel nosecone (Figura 1) e continuare l'anestesia con isoflurano 2,5% in O 2 (1 L / min). Controllare il livello di anestesia pizzicando l'area interdigitale. Se il ratto è anestetizzato in modo adeguato, i riflessi difensivi sono aboliti (cioè il ritiro del piede).
- Monitorare la respirazione e risposta alla stimolazione durante la procedura e regolare il vaporizzatore secondo necessità.
- Applicare veterinario pomata sugli occhi per prevenire la secchezza mentre sotto anestesia. Monitorare e mantenere la temperatura corporea a 37 ± 0,5 ° C da un sistema di riscaldamento di feedback controllato.
2. Chirurgia
- Mantenere il campo chirurgico sterile durante tutta la chirurgia. Una volta che le mani surgeon's sono sterili e il campo operatorio è sterile, solo spostare carefully e ricordarsi di non rompere la sterilità. Questo implica anche un campo sterile (ad esempio, tende impermeabili sterili) su cui si può posare strumenti.
- Iniettare 0,2 ml mepivacaina sottocutanea nel centro dell'area rasata. Mepivacaine è un anestetico locale che ha una durata di azione di fino a 3 ore. Sarà anestetizzare ulteriormente la zona chirurgica.
- Usando un bisturi, fare una incisione mediana di partenza tra le orecchie e si estende verso 2 cm. Assicurarsi che il periostio (membrana lucida sotto la pelle) è anche inciso. Esporre il cranio con quattro pinze (Figura 2).
- Usando un batuffolo di cotone, rimuovere delicatamente il periostio fino a quando le suture coronali e sagittali sono esposti; da allora in poi, fermare il sangue con un batuffolo di cotone.
- Determinare le coordinate del bregma utilizzando un ago fissato ad un supporto sonda, e segnare la punta dell'ago con un pennarello nero. Utilizzando l'anteriore / posteriore (AP), linea mediana / laterali(ML) e le viti dorsoventrale (DV) di unità, posizionare la punta dell'ago direttamente sopra il bregma.
- Prendere la AP e ML letture nonio: sottrarre 3,6 millimetri dalla lettura di AP e 2,5 mm dalla lettura ML per impianto di elettrodi nel STN destra, o aggiungere 2,5 millimetri per impianto di elettrodi nel STN sinistra. Questa posizione sarà caratterizzata dal colorante del pennarello dopo abbassando la punta dell'ago alla superficie del cranio.
- Fissare il trapano dentistico sul grande porta sonda dello strumento stereotassico. Spostare il trapano dentale all'area calcolata - cioè, il punto marcato sul cranio. Guardando attraverso il microscopio, un foro (diametro circa 1 mm) attraverso il cranio finché la dura è visibile (cranio è spesso circa 1 mm). Ritrarre la dura con pinze micro-dissezione o un ago sterile. La dura è abbastanza resistente per distruggere la punta dell'elettrodo.
- Praticare un foro con il trapano dentale in ogni squama frontale e nella interparietal squama fronte al foro dell'elettrodo. Scollegare il supporto della sonda dallo strumento stereotassico. Non trapanare su una sutura cranio vasi venosi seguono le suture sotto il cranio.
- Avvitare una vite ossea in ciascuno dei cinque fori. Evitare di infilare le viti troppo in profondità. Per viti di acciaio inossidabile (M1.6), 2-3 giri della vite un'adeguata tenere la vite senza mettere pressione sul cervello. Il numero di giri dipende dal passo della vite. Bloccare il supporto sonda con l'elettrodo nel micromanipolatore (Figura 3).
- Utilizzando le viti dell'unità AP, ML e DV, spostare il supporto della sonda con l'elettrodo fino a quando la punta è quasi a toccare il bregma. Nota le letture nonio AP, ML e DV al bregma. Quando le letture sono fatte, sollevare l'elettrodo di pochi millimetri per impedire l'elettrodo dal raschiare cranio durante il movimento. Per determinare le coordinate della posizione in cui l'elettrodo deve essere inserita inal foro, aggiungere 3,6 mm alla lettura AP e aggiungere (o sottrarre) 2,5 mm alla lettura ML.
- Utilizzando le viti AP e azionamento ML, spostare l'elettrodo in posizione calcolata. A questo punto, la punta dell'elettrodo dovrebbe essere situato direttamente sopra il foro trapanato dell'elettrodo. Poi, guardando attraverso il microscopio, abbassare l'elettrodo al livello della dura (Figura 4). Questo livello serve come livello zero nella direzione DV. Successivamente, inserire delicatamente la punta dell'elettrodo nel cervello, cercando attraverso il microscopio.
- Collegare il perno dell'elettrodo al connettore del sistema di registrazione. Mettere una gabbia di Faraday (o sostituirlo con un foglio di alluminio) su ratto nello strumento stereotassico (Figura 5). A terra lo strumento stereotassico con il contrappeso della stanza che si sta lavorando in.
- Avviare il sistema di registrazione. Se disponibile, utilizzare anche un altoparlante per ottenere un segnale acustico di scarichi / pomate di singole unità durante advancing dell'elettrodo.
- Lentamente inserire l'elettrodo nel cervello registrando l'attività elettrica durante l'avanzamento dell'elettrodo. Ad una profondità compresa tra 7,5 e 8,1 mm dalla dura madre, l'attività elettrica specifica del STN è generalmente rilevabili (Figura 6). L'attività tipica dei neuroni nel STN è caratterizzata da un schema di accensione irregolare e un alto tasso di fuoco (frequenza media: 40.9 ± 12.9 Hz) 18.
- Durante la registrazione, ridurre anestesia per quanto possibile (ad esempio, a 0.8-1.0%); animali anestetizzati basso mostrano attività cerebrale elettrica chiara.
- Tampone distanza sangue o liquido cerebrospinale che è stato spostato alla superficie del cranio quando si abbassa l'elettrodo.
- Mescolare una piccola quantità di cemento dentale e applicarlo intorno all'elettrodo ed intorno quattro dei cinque viti utilizzando una piccola spatola (Figura 7). Il quinto vite sarà utilizzato per fissare il cavo di terra della spina.
- Staccare la spina elettrodo dal portaelettrodo e il connettore del sistema di registrazione all'atto della fissazione del cemento dentale.
- Svitare la vite che non è stato fissato dal cemento dentale. Mettere il tappo sul perno dell'elettrodo. Fissare il cavo di terra della spina con la quinta vite (Figura 8).
- Mescolare cemento dentale e applicarlo intorno al tappo. Come il cemento si ispessisce, plasmarlo intorno al tappo per formare un tappo. Evitare bordi taglienti del cemento dentale che possono danneggiare l'animale e rimuoverli durante l'indurimento (Figura 9A e B).
- Sbrigliare bordi della ferita e chiudere con una sutura sul davanti e dietro il tappo. Disinfettare i bordi della ferita.
- Collegare la spina testa per il filo che è fissato su un supporto girevole. Rimuovere il ratto dallo strumento stereotassico.
- Applicare tramadolo (12,5 mg / kg, per via intraperitoneale) alla fine dell'intervento e poi una volta al giorno per 2-3 giorni. Mettere il topo in una gabbia pulita con thermasupporto l, fissare la girella su questa gabbia (Figura 10) e controllare con attenzione per 1 ora.
- Non lasciare un animale incustodito fino a quando non ha ripreso conoscenza sufficiente a mantenere decubito sternale. Non restituire un animale che ha subito un intervento chirurgico per la compagnia di altri animali fino alla completa guarigione.
3. Stimolazione
- Determinare la resistenza nell'animale prima della stimolazione mediante un misuratore di impedenza.
- Collegare la spina del girevole con un filo e le spine all'altra estremità del filo con la corrente di uscita e l'uscita per il cavo di massa dello stimolatore. Collegare lo stimolatore con un computer per programmare lo stimolatore.
- Scegliere i parametri di stimolazione nel programma; per esempio, i parametri utilizzati nella malattia di Parkinson sono lunghezza dell'impulso: 60 msec; Frequenza: 130 Hz. Stimolare il topo con una ampiezza della corrente crescente fino discinesia sono riconosciuti. Ridurre °e l'intensità elettrica del 10-20% al di sotto l'intensità che ha suscitato discinesia o fino a segni neurologici scompaiono e l'animale è confortevole. Impulsi rettangolari monofasici sono stati utilizzati in questo studio.
- Dopo aver completato l'esperimento, l'eutanasia l'animale con isoflurano: Regolare il flusso isofurane o la concentrazione al 5% o superiore. Continuare esposizione isoflurano fino al 1 ° min dopo il respiro si ferma.
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Representative Results
Impiantare un elettrodo nel STN di un ratto utilizzando un sistema di registrazione - come presentato qui - è una procedura efficace e preciso per DBS che richiede circa 1 ora per animale. Questo modello è una procedura abbastanza minore: su 10 ratti sottoposti a intervento chirurgico, tutto sopravvissuti dell'intervento. Ventiquattro ore dopo l'intervento, lo stato di ciascun ratto è stato monitorato e nessun animale realizzato più di 1 di 3 punti in base al codice di gravità. Durante il periodo di continua stimolazione (14 giorni, 24 ore al giorno), nessun filo staccato, rotto o è stato morso attraverso. Nessuno dei 10 ratti perso il tappo di cemento dentale né si fanno male dalle apparecchiature durante la fase di stimolazione. L'impedenza misurato in questi 10 animali prima della stimolazione è stato 353 ± 101 k. I ratti sono stati stimolati ad una frequenza di 130 Hz e una larghezza di impulso di 60 msec. L'intensità dello stimolo media era di 60 μA, che è stato fissato al 20% sotto la soglia di intensità oro-facciale o contralateral discinesia zampa, impedendo così problemi nell'alimentazione o locomozione durante il periodo di stimolazione.
Quattordici giorni dopo l'intervento e la stimolazione continua, tutti i 10 ratti sono stati sacrificati per decapitazione dopo l'anestesia totale e cervelli sono stati rapidamente raccolti. In una matrice cervello di ratto, un blocco cervello 2 mm comprende la STN stato tagliato e immediatamente congelate a -80 ° C. Questi blocchi cerebrali sono stati tagliati in sezioni coronali (spessore 8 micron). Ogni sezione è stato macchiato con ematossilina e eosina per visualizzare la posizione in cui si trovava la punta dell'elettrodo, nonché per rilevare canta di infiammazione o tessuto cicatriziale dovuto all'elettrodo. Il tasso di successo per localizzare l'elettrodo nella STN era 8 di 10 animali. In questi 8 ratti, la punta dell'elettrodo impiantato era situato nella STN, come mostrato istologicamente. La Figura 11 illustra la posizione elettrodo nella STN. Una piccola lesione sviluppata dopo continua stimulation è stato trovato in tutti i ratti. Questa lesione è circondata da un piccolo numero di cellule infiammatorie (Figura 11).
Figura 1. Fissaggio della testa nello strumento stereotassico. Il ratto è fissato dalle barre di orecchio del telaio stereotassico, oltre che dalla maschera di anestesia del gas. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 2. L'esposizione del cranio. Dopo una incisione mediana, la pelle e periostio sono rotolati ai bordi della ferita e tenuto lontano dalla zona chirurgica utilizzando quattro morsetti. Clicca qui per vedere una grande r Versione di questa figura.
Figura 3. Fissaggio dell'elettrodo in un portasonda. Utilizzando pinze, il perno dell'elettrodo è inserita nella presa e fissato con un supporto sonda. La spina è collegata con l'apparecchiatura di registrazione tramite un cavo. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 4. Inserimento dell'elettrodo nel cervello. Dopo aver determinato il AP e ML coordinate del nucleo subtalamico esatta, la punta dell'elettrodo è avanzata al livello della dura perforato e la lettura nonio dorsoventrale è presa.ottenere = "_ blank"> Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 5. Protezione di interferenza elettrica. Una gabbia di Faraday (o, in alternativa, un foglio di alluminio) è messo sopra il topo nello strumento stereotassico e lo strumento, così come l'animale, è a terra. Cliccare qui per vedere una versione più grande questa figura.
. Figura 6. Registrazione di attività cerebrale Il nucleo subtalamico (STN) mostra un schema di accensione irregolare e un alto tasso di fuoco (media frequenza: 40.9 ± 12.9 Hz) 18. Prima di entrare nel STN, l'elettrodo passa una regione relativamente silenzioso, che è coerente con la zona incerta; il siz verticalee di questa zona misura circa 0,5-1 mm. Successivamente, il numero di picchi aumenta, indicando che l'inserimento nel STN è completa. Cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 7. Fissaggio dell'elettrodo. Quando il nucleo subtalamico è identificata mediante registrazione, l'elettrodo viene risolto applicando cemento dentale intorno al gambo dell'elettrodo e le viti. Questo permette di disinserire il connettore dal perno dell'elettrodo senza spostare la posizione dell'elettrodo. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 8. Attaching spina al perno dell'elettrodo. La spina per il connettore dello stimolatore è collegato al perno dell'elettrodo. Il filo di terra, che viene saldato sulla spina, è fissato con una vite sul cranio. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 9. Fissazione della spina. (A) frontale e (B) vista laterale. Cemento dentale viene applicato intorno al tappo e un berretto si forma; spigoli vivi dovrebbero essere evitati. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 10. Collegamento del ratto al stimulator. Un girevole è stato raggiunto nel circuito per evitare che il filo di aggrovigliarsi. Una molla in acciaio inossidabile protegge il filo se il ratto comincia a mordere il filo. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 11. sezione del cervello attraverso il nucleo subtalamico (STN) (ematossilina e eosina). (A) Panoramica, ingrandimento 2.5. Una linea continua circonda il STN. Una piccola lesione è visibile in cui si trovava la punta dell'elettrodo durante un periodo di 14 giorni di stimolazione. È degno di nota che non c'è canale di penetrazione dell'elettrodo visibile (diametro gambo: 125 micron), che indica che l'elettrodo viene conservazione del tessuto. (B) Immagine di dettaglio dall'immagine A (scatola), ingrandimento 100. Un piccolo numero dicellule infiammatorie era rilevabile intorno alla lesione dovuta alla reazione del tessuto cerebrale alla punta dell'elettrodo. Freccia:. Indica un esempio di cellule infiammatorie Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Questo studio presenta una serie passo-passo di istruzioni per impiantare un elettrodo monopolare cronica nel STN di ratti. Sebbene elettrodi di tungsteno con bassa impedenza sono spesso utilizzati per DBS 18,19, un elettrodo monopolare di platino / iridio (Pt / Ir) è stata impiegata che aveva un'impedenza di circa 1 MW. Elettrodi Pt / Ir sono utilizzati anche nei pazienti con malattia di Parkinson a causa delle loro proprietà favorevoli: dimostrano minima erosione 20 e non producono danni ai tessuti in questione 21 se non si utilizzano alte densità di carica. Poiché lo scopo di questo studio era una stimolazione a lungo termine configurazione e, al fine di conseguire un approccio translazionale, elettrodi con le specifiche tecniche citate sono stati applicati nel presente esperimento. L'esame istologico di sezioni di cervello che mostrano la localizzazione della punta dell'elettrodo corroborata risposta attenuata corpo estraneo di Pt / Ir 22 in questo esperimento.
ent "> In questo studio, sono stati utilizzati elettrodi di Pt / Ir con un'impedenza di 1 MW. Elettrodi con minore, o impedenza addirittura superiore, sono solo adatto sia per la registrazione dell'attività cerebrale o per stimolare strutture cerebrali, ma non entrambi. In contrasto, l'impedenza dell'elettrodo di 1 MW, come utilizzato nel nostro studio, è adatto sia, registrare l'attività delle aree cerebrali profonde e stimolanti strutture cerebrali come la STN. Il vantaggio principale di registrazione è l'identificazione della posizione STN in un . breve lasso di tempo di registrazione permette la localizzazione affidabile del STN, come i nostri risultati hanno mostrato:. controllo istologico ha prodotto un alto tasso di successo di mira il STN (8 su 10 animali) La punta dell'elettrodo è stato impiantato negli strati di cellule superiori della dorsale -lateral porzione del STN (DV: 7.7 mm) che è noto per ricevere input motore principalmente dalla corteccia motore 23.Utilizzando un sistema di cablaggio per DBS può essere limitato da potenziale complicationi come la rottura di cavi o un basso grado di libertà di movimento degli animali. Tuttavia, nel nostro set-up, i fili erano collegati a girelle, che ha permesso agli animali di muoversi liberamente. Sistemi wireless in vivo stimolante (spesso fissati alla testa o impiantati nel corpo dell 'animale) sono limitate dalla necessità di batterie. Poiché le batterie devono essere piccoli, la tensione è quindi bassa. Quando si utilizza 1 MW elettrodi, è richiesta una tensione elevata per ottenere la desiderata intensità dello stimolo e, a sua volta, si traduce in grandi batterie o frequente sostituzione delle batterie. Tuttavia, un vantaggio del sistema di stimolo utilizzato nel nostro studio è la vasta gamma di tensione rispetto dello stimolatore e l'opzione di stimolazione corrente costante. In questo modo lo stimolatore regola la tensione ai cambiamenti di impedenza del tessuto, al fine di fornire una uscita corrente costante all'elettrodo. Un cambiamento di impedenza è previsto nel corso a lungo termine di DBS con la formazione cometavolo Interfaccia tessuto-elettrodo, ad esempio, l'incapsulamento gliale della punta dell'elettrodo 22.
In sintesi, il metodo presentato dell'elettrodo impiantazione è tecnicamente semplice da eseguire, affidabile e robusto, permettendo stimolazione preciso e sicuro della STN in ratti senza limitare la libertà di movimento o anche ferire l'animale durante il corso a lungo termine. Con piccole modifiche (ad esempio, utilizzando una spina con uscite elettriche supplementari), questo protocollo è applicabile impiantando microelettrodi in entrambi STNS o altre strutture cerebrali, registrazioni a lungo termine o entrambi, la stimolazione delle strutture cerebrali profonde e l'attività di registrazione di un'altra regione cerebrale anche .
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Pt/Ir electrode | FHC Inc. | UE | Custom-made: Specification: UEPSEGSECN1M |
| Plugs | GT Labortechnik (Arnstein/Germany) | Custom-made | |
| Pin header | DISTRELEC | 143-95-324 | single-row, 90° 1x3 datamate, Type M80-8420342 |
| Socket | DISTRELEC | 143-95-621 | single-row,straight 2 mm pole no.1 x 3 datamate, Type M80-8400342 |
| Stainless steel spring | Plastics ONE | SS0102 | Part-#: .120 X .156 Spring ID (mm): 3.0 Spring OD (mm): 4.0 |
| Dental cement/Paladur | Heraeus Kulzer | 64707938 | Liquid, 500 ml |
| Dental cement/Paladur | Heraeus Kulzer | 64707954 | Powder, rose, 500 g |
| Head screw | Hummer & Reiss | V2ADIN84 M1.6x3 | |
| Jodosept PVP | Vetoquinol | 435678/E04 | |
| Mepivacain 1% | AstraZeneca | PZN03338515 | |
| Epinephrine | Sanofi-Aventis | PZN00176118 | |
| Tramadolhydrochloride | Rotexmedica | 38449.00.00 |
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