Summary
Le manuscrit ici fournit un jeu simple de méthodes pour analyser la sécrétion et la diffusion de ligands marqués par fluorescence dans Xenopus. Ceci permet d'obtenir un contexte pour tester la capacité des autres protéines de modifier la distribution de ligand et en permettant des expériences qui peuvent donner un aperçu des mécanismes de régulation des gradients de morphogènes.
Abstract
Ce protocole décrit un procédé pour visualiser des ligands distribués à travers un champ de cellules. La facilité de l'expression de protéines exogènes, ainsi que la taille de leurs cellules dans des embryons précoces, faire Xenopus laevis un modèle utile pour visualiser des ligands GFP étiqueté. ARNm synthétiques sont efficacement convertis après l'injection dans des embryons de xénope à un stade précoce, et les injections peuvent être ciblés pour une seule cellule. Lorsqu'il est combiné avec un traceur de lignage comme membrane attaché DP, la cellule injectée (et ses descendants) qui sont la production de la protéine surexprimée peuvent facilement être suivies. Ce protocole décrit un procédé pour la production de fluorescence étiquetée Wnt et Shh ligands injecté à partir de l'ARNm. Les procédés impliquent la micro dissection des explants ectodermiques (caps animales) et l'analyse de la diffusion de ligand dans plusieurs échantillons. En utilisant l'imagerie confocale, informations sur la sécrétion ligand et la diffusion sur un champ de cellules peut être obtenue. Les analyses statistiques des images confocales fournissent des données quantitatives sur la forme de gradients de ligands. Ces méthodes peuvent être utiles aux chercheurs qui veulent tester les effets des facteurs qui peuvent réglementer la forme de gradients de morphogènes.
Introduction
Au cours du développement embryonnaire précoce, les cellules sont progressivement engagés à suivre lignées spécifiques de différenciation: cela signifie un groupe de totipotentes (ou pluripotentes) cellules deviennent progressivement limité à établir des populations de cellules progénitrices déterminées pour donner naissance à un type de cellule. Signalisation cellule-cellule est au cœur de la régulation de la spécification de la lignée cours du développement embryonnaire. La manipulation de ces signaux sera nécessaire pour diriger les cellules souches vers destins particuliers pour soutenir nouveaux traitements médicaux.
Un nombre relativement faible de voies de signalisation sont réitéré au cours du développement, y compris les voies répondant à la superfamille TGF (nodals et BMP) 1-2, FGF 3, Wnts 4, 5 et hérissons. Ces protéines sécrétées lient des récepteurs présents sur la membrane de la cellule pour activer la transduction du signal en modifiant ainsi l'expression du gène et / ou le comportement des cellules. La réglementation stricte du signe de la celluleAlling est essentiel pour la spécification de la lignée cellulaire et le développement normal. Alors que la diaphonie entre ces voies est importante pour déterminer le destin des cellules, un seul ligand peut se solliciter des réponses distinctes à différentes concentrations. Gradients de morphogènes ont été décrits il ya plus de 100 ans comme une théorie pour expliquer comment les différents types de cellules peuvent dériver d'un domaine de 6 cellules. Signalisation des molécules produites par un groupe de cellules peut se diffuser sur une certaine plage, la diminution de la concentration avec une plus grande distance de la source. Les cellules exposées au signal répondront à la concentration locale à leur position dans le domaine des cellules, avec des cellules à des positions distinctes répondant différemment à différents niveaux du signal. Preuve de l'existence de morphogènes proviennent d'études sur l'embryon précoce Drosophila 7 et le disque de l'aile 8, ainsi que la branche des vertébrés 9 et 10 tube neural.
Les méthodes sont nécessaires pour envestigate comment gradients morphogène sont établis et d'identifier d'autres molécules importantes dans la régulation de ces gradients. Élégantes immunohistochimie en utilisant des expériences de visualiser in vivo des protéines endogènes dans le contexte de différents contextes génétiques ont été utilisées pour étudier les gradients de morphogènes 11-12. Toutefois, les bons anticorps et des mutants spécifiques ne sont pas toujours disponibles, de sorte que nous décrivons ici un protocole utilisant la surexpression de ligands fluorescents dans Xenopus, de fournir une alternative, méthode simple pour disséquer la façon dont les produits de gènes exogènes peuvent influencer la distribution de ligands à travers un champ de cellules. Xenopus laevis fournit un excellent système pour entreprendre ces types d'expériences que leurs embryons se développent à l'extérieur afin qu'ils soient accessibles dès les premiers stades. Leur grande taille (1-1.5mm de diamètre) simplifie la micro-injection et la manipulation chirurgicale et par étapes, la blastula cellules sont faciles à l'image car ils sont encore relativement grande (environ 2081; m de diamètre). Études de surexpression dans Xenopus sont simples à faire: ARNm injectés dans l'embryon précoce peuvent être ciblés vers des cellules particulières et est efficacement traduits.
Les constructions Wnt8a / Wnt11b-HA-eGFP fluorescence marqués ont été générés en utilisant pCS2 Wnt8a-HA 13, pCS2 Wnt11b-HA 14 et eGFP. Le peptide HA est important de comprendre, non seulement pour fournir une étiquette supplémentaire moléculaire, mais aussi parce que l'on pense à agir comme une entretoise qui sépare les protéines Wnt et eGFP permettant à la fois des produits de gènes de fonctionner. Le produit d'assemblage utilisé pour la visualisation de Shh a été précédemment utilisée pour générer une souris transgénique exprimant une protéine de fusion eGFP Shh-15; cela a été aimablement fourni par Andy McMahon. Fait important, l'étiquette de GFP pour toutes les constructions est clonée en 3 'de la séquence de signal de telle sorte qu'il est retenu après le traitement. Il est également essentiel de veiller à ce que la protéine finale comprend des séquences nécessaires à la modification, par exemple supplén des lipides comme est le cas pour Shh et Wnt ligands ADNc ont été sous-cloné dans le vecteur d'expression pCS2 + qui est optimisé pour la prodution de l'ARNm synthétique; il comprend un promoteur SP6 et le signal de polyadénylation (http://sitemaker.umich.edu/dlturner.vectors).
Le travail décrit ici fournit un protocole simple pour comparer la sécrétion et la diffusion de fluorescence étiqueté Wnt et Shh marqués ligands. En injectant des quantités définies de l'ARNm synthétique, le protocole fait le tour des problèmes associés à l'expression variable à partir de différents vecteurs utilisant différents promoteurs. Ces méthodes ont été récemment appliqué pour étudier les effets du sulfate d'héparane endosulfatase Sulf1 sur Shh-eGFP et Wnt8a / Wnt11b-HA-eGFP la sécrétion et la diffusion chez Xenopus 16-17.
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Protocol
Ethique déclaration: Les expérimentations animales ont été effectuées au Royaume-Uni en vertu d'une licence de foyer de bureau pour MEP et les expériences réalisées a été approuvé par le Comité de l'Université de York à l'éthique en conformité avec la ARRIVE (Animal Research: déclaration des expériences in vivo) des lignes directrices. (https://www.nc3rs.org.uk/arrive-guidelines).
1. Stratégie pour générer fluorescence Tagged Ligands
Voici un exemple de protocole pour le sous-clonage Wnt8a-HA et eGFP dans pCS2, afin de produire de la fusion dans le cadre construire WNTA-HA-eGFP:
- Les réactions de PCR en place et exploite pour Wnt8a-HA et eGFP. Utilisez les informations affichées dans amorce la réaction et Tableau 1 Exemple Exemple PCR et PCR conditions affichées dans le tableau 2. Remarque: Template ADN varie en fonction de la construction en cours de production, dans cet exemple, Wnt8a-HA est utilisé comme matrice d'ADN.
- Nettoyer réactions de PCR en utilisant un kit d'extraction sur gel, à effectuer une élution finale 30μl d'eau moléculaire de qualité.
- Vérifiez 2 pi de produit de PCR sur un gel agarose à 1% préparé dans TAE.
- Digest Wnt8a-HA et de produits PCR EGFP et pCS2 en utilisant les enzymes de restriction appropriées (voir le tableau 1), mis en place des réactions comme décrit dans le tableau 2 (produit de l'exemple PCR digest).
- Incuber réactions pendant 3 heures à 37 ° C, puis stocker Wnt8a-HA et GFP PCR produits sur la glace.
- Ajouter 1 ul de phosphatase intestinale de veau alcaline (ACFI) pour pCS2 Digest et incuber pendant 6 min à 37 ° C.
- Chaleur inactiver ACFI par incubation pendant 15 min à 65 ° C.
- Exécuter pCS2 PCR et de digestion sur un gel d'agarose ultrapur 1% préparée dans du TAE.
- Extrait de gel et de nettoyer pCS2 et les produits de PCR utilisant un kit d'extraction de gel, effectuent élution finale dans 30 pi d'eau moléculaire de qualité.
- Mettre en place une ligature comme décrit dans le tableau 2 (Exemple T4 ligature) et incuber à 12 ° C pendant 16 heures.
2. ARNm Synthèse: Génération de la Template
- Produire modèles en utilisant l'enzyme de restriction digestion des plasmides suivants (tous dans le vecteur d'expression pCS2): membrane Cerulean (memCerulean), membrane-DP (memRFP), Shh-GFP, Wnt8a / Wnt11b-HA-eGFP.
- Mettre en place restriction digère comme décrit dans le tableau 2 (Exemple modèle digérer).
- Mélanger doucement et incuber les réactions pendant 2 heures à 37 ° C.
- Exécutez 2,5 pi de plasmide digéré sur un gel agarose à 1% (TAE) pour vérifier que la réaction a coupé à la fin.
- Nettoyer les digestions en utilisant un kit d'extraction de gel, effectuez élution finale dans 50 pi d'eau moléculaire de qualité.
3. ARNm Synthèse: Transcription in vitro
- Synthétiser ARNm fonctionnels en utilisant le kit de transcription SP6 ARNm. Assemblez les réactions dans 1,5 ml de DNAse / RNAse microtubes libre.
- Mise en place des réactions de transcription de l'ARNm, comme décrit dans le Tableau 2 (Exemple de synthèse de l'ARNm).
- Mélanger leréactions doucement avec une pipette puis incuber à 37 ° C pendant 4 heures.
- Voir les 1 pi de la réaction sur un gel d'agarose à 2% (TAE).
- Ajouter 1 ul de désoxyribonucléase à la réaction, mélanger doucement avec une P20 et incuber la réaction pendant encore 15 min à 37 ° C.
- Ajouter 340 ul d'eau à niveau moléculaire, 40 ul d'acétate d'ammonium et 400 ul de phénol-chloroforme au mélange réactionnel. Vortex les réactions pendant 30 sec.
- Spin l'ARNm pendant 5 min, 14 000 xg, 4 ° C.
- Pipeter haut (aqueuse) couche de chaque réaction déplaçant vers un nouveau tube de 1,5 ml vis bouchon de microcentrifugeuse.
- Ajouter un volume égal de chloroforme pour chacune des réactions décantées. Vortexer les échantillons pendant 30 sec.
- Produit dérivé de l'ARNm de 5 min, 14000 xg, 4 ° C
- Introduire à la pipette la couche aqueuse supérieure de chaque réaction déplacer vers un 1,5 ml bouchon à vis nouveau tube à centrifuger.
- Ajouter un volume égal d'isopropanol à chacune des réactions et précipiter le mRNA à -80 ° C pendant 30 min.
- Spin chacune des réactions pendant 15 min à 14 000 xg, 4 ° C pour sédimenter l'ARNm
- Eliminer le surnageant en prenant soin de ne pas perturber l'ARNm granulés
- Ajouter 200 pi d'éthanol à 70% à chacune des réactions, mélanger les réactions et ensuite tourner pendant 10 min à 14 000 xg, 4 ° C.
- Éliminer l'éthanol en prenant soin de ne pas perturber l'ARNm, sécher le culot à la température ambiante en utilisant un dessiccateur à vide ou speed-vac.
- Re-suspendre l'ARNm dans 10-20 pi d'eau moléculaire de qualité. Spin brièvement et conserver les échantillons sur la glace. Remarque: Le chauffage de l'échantillon à 80 ° C pendant 1 min peut aider à se dissoudre.
- 1 ul d'exécution de l'ARNm sur un gel d'agarose à 2% (TAE) et 1,2 ul analyser sur un spectrophotomètre pour obtenir une lecture précise de la concentration.
Étape critique: Une concentration de 400 ng / ul d'ARNm synthétique est nécessaire pour réaliser les expériences suivantes.
Étape cruciale: Si le rapport est 260/280en dehors de la gamme de 2,00 à 2,20, ou la quantité totale d'ARNm est supérieure à 12 pg, de procéder à une précipitation au chlorure de lithium. - Magasin ARNm dans 1 ul aliquotes à -80 ° C. Utilisez aliquotes puis jeter; ne recongeler pas ARNm.
4. Génération Xenopus laevis embryons
- Premier Xenopus laevis femelles par injection sous-cutanée avec 50 unités de l'hormone gonadotrophine chorionique humaine (HCG); Chorulon une semaine avant l'expérience.
- Provoquer Xenopus laevis femelles la nuit avant l'expérience en injectant 250 unités de HCG et en les incubant dans l'obscurité, O / N à 19 ° C.
- Disséquer les testicules de grenouille mâle euthanasiés et stocker dans 1xNAM à 4 ° C. REMARQUE: grenouille mâle est euthanasié par anesthésie terminale conformément à l'annexe 1 des animaux (Scientific Procedures) Act 1986 (https://www.nc3rs.org.uk/euthanasia).
- Massage femme Xenopus laevis pour induire l'ovulation, recueillir le laœufs de id dans une boîte de Pétri ronde de 55 mm de diamètre.
- Produire une suspension de spermatozoïdes par écrasement d'un testicule ¼ de Xenopus laevis dans 1 ml d'eau désionisée.
- Brosse ovocytes de Xenopus avec la suspension de spermatozoïdes broyé à l'aide d'une pipette et la pipette Pasteur ampoule étape critique:. Réaliser des réactions de fertilisation à environ 16h30 le jour de l'expérience.
- Embryons de culture à 21 ° C dans NAM / 10 (voir le tableau 3) pour les solutions à 55 mm boîtes de Pétri revêtues d'agarose à 1% dilué dans l'eau (l'eau).
- De-embryons gelée après 45 min en utilisant cystéine / HCL (tableau 3). Remarque: A 21 ° C, les embryons atteignent le stade 2 cellules après 90 min et cliver toutes les 20 min après.
5. micro-injection d'embryons de xénope
- Utilisation 1 x 90mm capillaires en verre et une Narishige PC-10 à double étage micropipette de verre extracteur, tirez micropipettes pour préparations injectables. Réglez les paramètres de manière empirique pour atteindre une pointe fine (moins d'un micron Diameter).
- Joindre une micropipette (aiguille) à un micro-injecteur de gaz (par exemple, le Harvard Appartaus PLI-100 PICO-injecteur) pour fournir de manière répétée des volumes précis de liquide en appliquant une pression régulée pour une période de temps définie numériquement. Régler la pression pneumatique pour délivrer un volume de 1,25 à 10 nanolitres comme déterminé en utilisant une lame de calibrage ou réticule.
- Manteau une boîte de Pétri de 55 mm avec 5 ml d'agarose à 1% (l'eau). Couper un carré de 35-35 mm d'agarose sur le plat, ce qui fournira une surface stable à micro-injection d'embryons.
- Embryons de transfert dans NAM / 3 + Ficoll (tableau 3) et passer à plat d'injection.
- Injecter des embryons dans l'hémisphère animal une fois qu'ils atteignent le stade requis pour l'expérience.
- Pour analyser la distribution des ligands GFP marqués sur la surface cellulaire, injecter les embryons bi-latéralement au stade de deux cellules, NL10 par cellule. Dilutions Exemple ARNm dessous pour Wnt8a-HA-EGFP. Étape critique: Assurez-vous que tous les ARNm concentrations start à 400 ng / ul.
Remarque: La quantité d'ARNm à injecter doit être déterminée empiriquement en testant des concentrations et à trouver la quantité minimale nécessaire pour visualiser le ligand fluorescent. Western blot en utilisant un anticorps anti-HA est une étape essentielle pour déterminer que les ARNm sont traduits à des niveaux similaires afin de permettre la comparaison des deux ligands marqués par fluorescence différentes; nous avons fait cela pour Wnt8a-HA-eGFP et Wnt11b-HA-eGFP dans Fellgett et al., 2015.
Remarque: Lors de l'évaluation de l'effet d'une injection d'ARNm (comme celui codant pour un régulateur de candidat), un contrôle typique consiste à injecter un ARN non-actif, comme LacZ, dans des embryons de frères et soeurs afin de contrôler les éventuels effets de la supplémentaires transcrits dans l'embryon.- Diluer une memRFP ARNm en 4 (1 pi 3 pi + dH 2 O) avec de l'eau de qualité moléculaire pour réduire la concentration de 100 ng / ul.
- Diluer Wnt8a-HA-eGFP ARNm 1 à 4 (1 pi 3 pi + dH2 O) avec de l'eau de qualité moléculaire pour réduire la concentration de 100 ng / ul.
- Mélanger memRFP ARNm dans un rapport de 1: 1 avec Wnt8a-HA-eGFP ARNm.
- Mélanger 5.5.1.3 ARNm à partir d'un rapport de 1: 1 soit avec l'ARNm LacZ ou contrôle un modulateur tel que Sulf1.
- Injecter embryons bilatérale à l'étape 2 de la cellule avec NL10 de l'ARNm par cellule (total de 20NL). Note: Ceci se traduit par 250 pg de m em DP, 250 pg de Wnt8a-HA e GFP, 500 pg de Wnt11b-HA e GFP et 2 ng de LacZ ou Sulf1 ARNm étant injecté dans chaque cellule.
- Pour analyser la diffusion de GFP étiqueté ligands, injecter l'ARNm codant pour le ligand-GFP avec un marqueur de lignage tel que memRFP au stade 16-32 cellulaire, 1,25 nl par cellule.
- Pour analyser les effets d'un modulateur potentiel de diffusion de ligand, co-injecter l'ARNm codant pour le modulateur avec le ligand et le traceur lignée. Alternativement, injecter des cellules voisines: l'une avec des ARNm codant pour la GFP ligan baliséd et un traceur de lignage (memRFP) et l'autre avec ARNm codant pour le modulateur et un traceur de lignage différent (memCerulean).
- Pour analyser la distribution des ligands GFP marqués sur la surface cellulaire, injecter les embryons bi-latéralement au stade de deux cellules, NL10 par cellule. Dilutions Exemple ARNm dessous pour Wnt8a-HA-EGFP. Étape critique: Assurez-vous que tous les ARNm concentrations start à 400 ng / ul.
- Embryons de transfert à un incubateur et la culture 12,5 ° jusqu'à ce que le lendemain, Nieuwkoop et Faber (NF) étape 8.
6. excision animaux Cap explants
- Embryons de transfert à un 55 mm boîtes de Pétri revêtues de 5 ml d'agarose à 1% (l'eau). Remplissez le plat avec NAM / 2 (Tableau 3).
- Prenez calottes animales circulaires utilisant des aiguilles de tungstène étape critique:. Prenez les grandes capitalisations à ce stade car ceux-ci guérissent mieux et seront plus faciles à l'image, gardez bouchons de contrôle pour assurer aucune extension convergente se produit.
- Transfert explants d'animaux à 55 mm boîtes de Pétri revêtues d'agarose à 1% (l'eau) et les embryons de culture à 21 ° C pendant 4 heures étape critique:. L'incubation de 4 heures est nécessaire pour permettre protéines fluorescentes de mûrir.
- Générer toboggans de secours en collant bas deux couches de PVC insulation bande sur des lames de microscope. Coupez un 14 mm par 10 mm rectangle sur la bande de quitter une chambre pour le montage calottes animales étape critique:. Aplatir les deux couches de ruban à fond sur la lame avant de couper le rectangle.
- Pipette 2 gouttelettes distinctes de NAM / 2 (Tableau 3) dans la culasse de secours, environ 30 pi par goutte.
- Transfert explants d'animaux à des diapositives de secours à l'aide d'une pointe de P20 couper et d'orienter de sorte que le côté apical tournée vers le haut. Remarque: Chaque diapositive peut contenir 10-15 calottes animales étape critique:. A ce stade, les calottes animales auraient partiellement guéri, ce qui signifie qu'ils sont moins fragiles et peuvent être orientées en utilisant une pince.
- Abaissez délicatement une lamelle de verre sur la glissière de secours et de permettre la lamelle à sécher pendant 20 min étape critique: La taille de la calotte animale est cruciale;. assurer le bouchon est assez grand que lorsque la lamelle de verre est abaissée sur la glissière de secours il comprime la couche apicale des cellules suffisant pour pr capitalisation animaleoduce une surface plane à l'image. Si les calottes animales sont encore trop petit puis réduire la bande de PVC à une couche.
- Sceller la diapositive à l'aide de vernis à ongles étape critique:. Ne pas utiliser trop de vernis à ongles pour sceller les toboggans de secours parce que si la bande PVC devient trop humide, il ressuscitera et la ruine de la diapositive.
- Toboggans de secours sec pendant 20 minutes dans l'obscurité et ils sont prêts à l'image, généralement calottes animales resteront sain pour 4-6 heures, une fois scellé dans la diapositive.
7. Imaging
Remarque: L'imagerie a été effectuée en utilisant un microscope confocal inversé. Mode Lambda a été choisi pour l'imagerie que cela a permis de multiples fluorophores avec chevauchement de signatures pour être utilisés, et retiré le problème du mouvement de l'échantillon potentiel entre les balayages.
- Trouver explants utilisant un objectif faible grossissement passe alors au 63x / 1.4 objectif de pétrole aux images à haute résolution.
- Allumez lasers nécessaires; pour cet exemple, le 405laser a été utilisé pour exciter memCerulean, le laser 488 a été utilisée pour exciter le laser et la GFP pour exciter memRFP 561 405 et 488/561 en utilisant des miroirs dichroïques.
- Utilisez le mode de lambda (Dans le Zen 2011, sélectionnez le mode de lambda - 32 bacs).
- Sélectionnez le 405nm, 488nm et 561nm lasers.To permettre un plus large champ de vue, rétrécir l'image (à 0.6x).
- Réglez la taille de l'image à la taille de l'image souhaitée (1024 x 1024 avec des tailles de pixels de 220 nm a été utilisé pour cet ensemble de données).
- Mettre en moyenne typiquement de 4 à 8 pour augmenter le rapport signal à bruit.
- Optimiser le (unité 1 aérée selon le laser de 561nm a été utilisé pour cet ensemble de données) sténopé.
- Optimiser les puissances laser étape critique:. Équilibrer les 405nm, 488nm et 561nm lasers tels que tous les fluorophores peuvent être détectés à l'aide du tableau 32 du détecteur tout en minimisant la quantité de tension et de gain requis.
- Recueillir l'être la lumière émise par memCerulean, GFP et memRFP. Pour cette lampe de travail ont été recueillies chaque ~10nm de 415-720nm, bien que les intervalles de collecte plus grands sont également possibles (par ex., Tous les ~ 20 nm).
Analyse 8. Image
- Étudier les effets des modulateurs sur l'expression de surface cellulaire des ligands de la GFP étiqueté
REMARQUE: Les étapes suivantes sont un guide détaillé de la façon dont l'analyse a été effectuée dans notre laboratoire. L'utilisateur final peut vouloir rationaliser le processus en écrivant un script ImageJ ou FIDJI à supprimer certains des étapes manuelles.
Étape critique: Il est important que l'utilisateur échantillons finaux du spectres de toutes les fluorophores utilisés dans les mêmes conditions que la dernière expérience est réalisée afin de perf orm démixage spectral efficace des multiples fluorophores utilisés dans l'expérience finale.
Deux principaux types d'analyses sont effectuées dans cette section:- Le calcul du nombre total de Wnt-HA-eGFP pixels co-Localising avec la membrane cellulaire.
- UNMIX le vert,canaux rouge et bleu azur en utilisant les spectres de l'échantillon à partir des injections uniques de ces fluorophores dans le logiciel ZEN. Enregistrer ces images comme documents de LSM séparés à utiliser dans toutes les étapes suivantes.
- Ouvrir LSM fichiers directement dans le logiciel de retouche d'image. Remarque: Les instructions suivantes sont pour les Fidji J. Image
- Enregistrez les images de LSM comme documents de séquences d'images, cela va diviser automatiquement les images dans les canaux séparés.
- Enregistrer la séquence d'images dans le même dossier que les scripts pour le logiciel d'analyse de script qui seront utilisés pour analyser les données (voir les fichiers de code supplémentaires pour un script réelle). Remarque: Les instructions suivantes sont pour Matlab.
- Ouvrez le logiciel d'analyse de script et ouvrez le répertoire dans lequel les scripts sont écrits.
- Entrez le nom du fichier en cours d'analyse de localisation, le logiciel va prendre le nom de fichier et effectuer l'analyse.
Remarque: Les noms de fichiers vont lire ImageA0000 et ImageA0001 pour chaque image. Le logiciel d'analyse de script va utiliser l'image marqué 0001 que le masque et d'analyser le pourcentage de pixels dans l'image 0000 que la co-localisation avec ce masque. - Prenez le nombre pourcentage co-localisation (annoté que la membrane cellulaire peuplée) et le copier vers un tableur. Remarque: Les instructions suivantes sont pour Excel.
- Tracer le nombre pourcentage co-localisation sur un graphique à barres soit en valeur absolue ou relative.
- Analysant le nombre, la taille et la forme de Wnt-HA-eGFP lacrymaux.
- Ouvrir LSM mêlée fichiers directement dans le logiciel de retouche d'image. REMARQUE: Les instructions suivantes sont pour les Fidji J. Image
- Fendez chaque image en ses canaux séparés (Image> Couleur> canaux Split).
- Seuil fois la voie Wnt-HA-eGFP et les canaux de marqueurs de membrane (Image> Réglages> Auto-seuil) étape critique:. Essayez un certain nombre de seuils pour voir celle qui donne une image représentative, sans surexposerla chaîne.
- Convertir le canal de marqueur membranaire à un masque (Processus> Binary> Assurez-masque).
- Inversez ce masque (Edition> Inverser).
- Convertir les points lacrymaux Wnt-HA-eGFP à un masque comme ci-dessus.
- Soustraire le masque de marqueur de la membrane du masque ligand-GFP (Processus> Calculateur Image> masque Wnt dans top box, le masque de la membrane dans la case du bas).
- Utilisez la fonction de particules analyser. De là, sélectionnez les paramètres requis et analyser les données (particules Analyse> Analyser).
- Copiez le nombre de particules, la taille moyenne des particules et des données de circularité dans un tableur, puis tracer des graphiques à partir de ces données. Remarque: Pour cette analyse, seules les particules entre 2 0.1-10μm taille ont été analysés, pas de restrictions ont été placés sur la circularité des particules. Cette instruction est pour Excel.
- Le calcul du nombre total de Wnt-HA-eGFP pixels co-Localising avec la membrane cellulaire.
- L'analyse de la gamme de la diffusion de ligand
- Ouvrez toutes les images non mélangés dans im confocalevieillissement de logiciel, puis exporter les fichiers dans un format TIF, comme données brutes et comme une image RVB Remarque:.. Cette instruction est pour Zen Lite 2,011 étape critique: Inclure une barre d'échelle sur au moins l'une des images de telle sorte que la distance peut être calculé au cours de l'analyse.
- Ouvrir les images à analyser dans un logiciel d'analyse d'image. Remarque: Les instructions suivantes sont pour Photoshop 8.2.3) clic droit sur le fond de l'image et sélectionnez "couche de fond ', pour créer une nouvelle couche..
- Réglez les canaux de marqueur membranaire à 0, de sorte que seul le canal de ligand-GFP est visible (Calque> Nouveau calque de réglage> Mélangeur de canaux) ÉTAPE CRITIQUE:. Fixez le nouveau calque de réglage de l'image en cours d'analyse, l'option à clipser la nouvelle couche à cette image est disponible comme une case à cocher après avoir cliqué sur l'option de mélangeur de canaux.
- Ouvrez un nouvel espace de travail. Réglez la résolution sur 300 pixels par pouce et le mode de couleur à la couleur RGB (Fichier>Nouveau> Clipboard).
- Copie de toutes les images en cours d'analyse dans le seul espace de travail (Cliquez sur l'image et il est coupé mélangeur de canaux en maintenant le contrôle puis maintenez contrôle et Alt et faites glisser l'image dans l'espace de travail).
- Orienter l'ensemble des images de sorte que la longueur maximale de diffusion pour chaque image peut être mesurée le long de l'axe horizontal, avec les cellules exprimant Wnt-HA-eGFP orienté vers la gauche.
- Enregistrer l'espace de travail en tant que TIF, puis ouvrir ce dans le logiciel d'analyse d'image. Remarque: Les instructions suivantes sont pour les Fidji J. Image
- Ouvrez la fenêtre du gestionnaire de ROI (Analyser> Outils> Gestionnaire de ROI).
- Dessiner un rectangle sur la première image, la taille exacte du rectangle peut être spécifié (outil de sélection rectangle et dessinez un rectangle> Modifier> Sélection> Spécifiez). Remarque: Une taille de 650 x 100 pixels longueur x largeur a été utilisée dans cette étude.
- Positionnez le rectangle sur le bord du domaine exprimant Wnt-HA-eGFP. Placez le rectangle sur la zone de la distance maximale de diffusion Wnt-HA-eGFP. Étape critique: Même sans le marqueur de la membrane des régions exprimant Wnt-HA e GFP devrait être visible en raison de la fluorescence de fond; si pas alors consulter les images brutes.
- Maj la boîte 10 pm à la droite. Déterminer le nombre de micromètres en mesurant la longueur de la barre d'échelle inclus dans l'une des images (Tracez une ligne traçant la barre d'échelle> Analyse> set d'échelle). Note: Ceci fournit une valeur pour 10 uM en pixels.
- Ajouter la boîte à la gestionnaire de ROI en appuyant sur le bouton d'ajout dans la fenêtre du gestionnaire ROI.
- Déplacer rectangle à l'image suivante à mesurer en cliquant retour sur l'outil Rectangle pour déplacer le rectangle. Répétez les étapes 8.2.10-11.
- Une fois que tous les panneaux ont été mesurés, sélectionnez multicourbes dans le menu de gestionnaire de ROI (gestionnaire de ROI> Plus> multicourbes> Liste).
Remarque: les données représentent Wnt pixel intensity (Y) avec la distance le long de l'axe horizontal (X, mesurée en pixels). La valeur de Y est l'intensité de signal moyenne de ligand-GFP au point X et la moyenne est calculée à partir de tous les pixels de l'axe Y pour chaque valeur de X. Par conséquent, le plus grand de la boîte, plus les pixels seront analysés pour produire cette moyenne. Une petite boîte (dans l'axe Y) sera plus bruyant; une boîte de hauteur aura très faible intensité de pixel moyenne. - Copier les données de la boîte de multicourbes dans un tableur et re-étiquette en conséquence. Remarque: Les instructions suivantes sont pour Excel.
- Jeter le premier 10-20μm des données de chaque analyse, car cela représente la fluorescence de fond provenant de cellules exprimant ligand-GFP et déforme les graphiques.
- Ouvrez l'analyse graphique et des logiciels scientifiques et de créer un nouvel ordinateur portable. Remarque: Les instructions suivantes sont pour Sigmaplot 13.
- Etiqueter le nombre requis de colonnes pour les données en double-cliquant sur les chiffres horizontales on la feuille de calcul et de les étiqueter distance en um, Wnt8a-HA-eGFP et Wnt11b-HA-eGFP.
- Copier des données à partir de la feuille de calcul dans les colonnes pertinentes dans l'analyse et graphique des logiciels scientifiques.
- Créez un nuage de points (Créer graphique> Scatter> scatter Multiple> Sélectionner X nombre Y> Sélectionnez la colonne à distance pour X> Sélectionnez Wnt8a-HA-eGFP et Wnt11b-HA-eGFP pour les valeurs Y> Terminer).
- Effectuer une analyse de régression sur la courbe Wnt8a-HA-eGFP par un clic gauche sur un point Wnt8a-HA-eGFP sur le nuage de points. Tous les points doivent mettre en évidence. Cliquez sur Analyse> Assistant de régression.
- Sélectionnez la catégorie de l'équation de la courbe (de décroissance exponentielle) et le nom de l'équation (Simple, 3 paramètres) puis appuyez sur suivant.
- Sélectionnez les valeurs X et Y à laquelle doit être monté la courbe (si les données a été souligné précédemment, cela devrait être fait automatiquement) puis appuyez sur Suivant.
- Continuez de l'Assistant jusqu'à ce que l'option de sortie numériques page assurer «Créer le rapport" est cochée puis cliquez sur Suivant. Remarque: Les paramètres de la courbe ajustée seront affichés dans le rapport 1 *.
- Sur la page des options du graphique assurer 'ajouter équation pour représenter graphiquement le titre' est cochée puis appuyez sur Terminer. Remarque: L'assistant aura créé Rapport 1 * et le graphique 1 * onglets en haut du carnet de note. En outre, la courbe ont été ajoutés à la courbe produite en (02/08/20).
- Répétez les étapes 8.2.21-8.2.25 à ajuster une courbe pour Wnt11b-HA-eGFP étape critique:. Essayer de montage multiples catégories d'équations et les noms d'équations aux données. Remarque: La courbe avec le meilleur ajustement devrait produire le R 2 plus haute valeur avec le plus faible somme résiduelle des carrés.
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Representative Results
Analyse confocale des explants de plafonnement des animaux exprimant des protéines par fluorescence taggés fournit un système efficace pour la visualisation de la distribution de ligand dans différentes conditions expérimentales. Dans un exemple, la distribution de la GFP étiqueté Shh est représenté (figure 1). Au stade 2 cellules, les embryons de Xenopus sont injectés dans les cellules avec soit avec un ARNm de commande ou avec l'ARNm codant pour Sulf1, une enzyme qui modifie l'héparane sulfate de la surface cellulaire et influe sur le gradient de morphogène Shh 16. Ces embryons sont cultivés jusqu'au stade de 32 cellules et une cellule unique est co-injecté avec des ARNm codant pour la GFP et Shh-memRFP (comme traceur de lignage). Cela crée un clone de cellules exprimant Shh-GFP qui est marqué avec la membrane de la cellule DP attaché. Au stade de la blastula, des explants de plafonnement des animaux sont prélevés pour analyse par microscopie confocale. La figure 1 montre que dans des conditions de contrôle, Shh-GFP est sécrétée et diffuse à l'extérieur de la rérégion exprimant les ARNm injecté. Cependant, en présence de Sulf1, Shh-GFP est plus restreint dans sa distribution et, dans cet exemple, ne sont pas détectés à l'extérieur du clone de cellules produisant elle. Les effets de Sulf1 sur la distribution Shh-GFP a été analysée plus en détail 16.
Lorsqu'il est exprimé dans des embryons de Xenopus, étiqueté par fluorescence ligands Wnt sont sécrétées, s'accumuler sur la membrane cellulaire, et diffuser à travers le champ de cellules. Sur la figure 2, on caractérise les propriétés de quantitaive et qualitatives des deux différents fluorecently étiqueté ligands Wnt dans des cellules injectées et l'expression des protéines. La figure 2A-H montre des exemples de la façon dont Wnt8a et Wnt11b-HA-eGFP accumulent sur la membrane des cellules de la coiffe animale . En comparant les panneaux 2B et 2F il est clair que Wnt8a-HA-eGFP accumule plus efficacement sur la membrane cellulaire que Wnt11b-HA-eGFP. L'information quantitative a été extraite des images confocale en utilisant un comcombinaison de l'image et des logiciels d'analyse de script (fichier de code supplémentaire). Figure 2I montre l'accumulation relative de Wnt8a-HA-eGFP sur la membrane de la cellule par rapport à Wnt11b-HA-eGFP. Les données ont été obtenues à l'aide d'un script d'ordinateur qui détermine le nombre total de Wnt-HA-eGFP pixels co-Localising avec des pixels de la membrane cellulaire dans chaque image. Dans une autre approche, le nombre total de Wnt-HA-eGFP puncta que la co-localiser avec la membrane cellulaire sont comptées en utilisant un logiciel d'analyse d'image (Figure 2J). Des informations qualitatives sur la taille et la forme des points lacrymaux individu peut également être extrait à partir des données en utilisant un logiciel d'analyse d'image. En plus de moins Wnt11b-HA-eGFP puncta co-localisation avec la membrane cellulaire (figure 2J), ces points lacrymaux également avoir une taille moyenne inférieure à Wnt8a-HA-eGFP puncta (figure 2K). En outre, puncta Wnt11b-HA-EGFP ont une circularité réduite par rapport à Wnt8a-HA-eGFP puncta (Figure 2L). Circrité est une mesure de la façon dont près d'un objet ressemble à un cercle parfait, avec 1 représentant un cercle parfait et 0,1 une forme non circulaire allongée. Cette approche peut être utilisée pour tester un régulateur de candidat du Wnt diffusion de ligand. Pour ce faire, les cellules de contrôle doivent être injectés avec un contrôle ARNm codant pour une forme inactive du régulateur de candidat ou une protéine non pertinente telle que la bêta-galactosidase (lacZ); cela fournit un contrôle plus valable que tout simplement pas injecter le régulateur. Les données de ces exemples ont été analysées en utilisant le test non paramétrique de Mann-Whitney U 18-19. Un programme d'analyse statistique a été utilisé pour effectuer le test.
Dans la figure 3, nous étudions Wnt diffusion de ligand. Un seul blastomère a été injecté au stade 4 cellules tels que les explants de plafonnement des animaux représentent un champ de cellules dans lesquelles seulement certaines cellules expriment soit Wnt8a-HA-eGFP ou Wnt11b-HA-eGFP. En incluant un traceur de la lignée cellulaire, nous pouvons identifier EXPREssing par rapport à des cellules non ce qui permet l'expression et la gamme de Wnt8a-HA-eGFP et Wnt11b-HA-eGFP diffusion du ligand à l'écart des cellules de source à analyser (figure 3B et 3C). En raison de la courbure des explants de plafonnement des animaux, la distance maximale pouvant être mesurée de manière fiable en utilisant cet essai était 160μm, qui ne suffit pas à mesurer la distance absolue de la diffusion de ligand. Toutefois, en utilisant une combinaison de l'analyse confocale, l'analyse d'images et l'analyse scientifique et représentation graphique de logiciel la forme globale du gradient de morphogène Wnt-HA-eGFP peut être analysé (figure 3D). Ces données peuvent être utilisées pour déterminer si la surexpression autre protéine avec les ligands marqués dans les mêmes cellules peut affecter la sécrétion Wnt ou de diffusion. Dans un autre type d'expérience (Figure 3E-3J) les effets d'un régulateur potentiel à recevoir des cellules peut être mesurée par la surexpression de la protéine candidate dans des clones de cellules adjacentes à des cellules exappuyant Wnt8a ou Wnt11b-HA-eGFP. Cela permet des effets non-cellulaires-autonome du régulateur sur Wnt-HA-eGFP diffusion de ligand à être examinés. Conformément à la figure 2, plus Wnt8a-HA-eGFP peut être détectée diffusant loin de cellules que Wnt11b-HA-eGFP dans les deux expériences de diffusion.
Les types d'expériences décrites dans le présent document ont été utilisées pour analyser l'effet de Sulf1 sur Shh et signalisation Wnt 16,17.
Figure 1. La modulation de la distribution Shh-GFP peut être détectée par analyse confocale de Xenopus calottes animales. (A) Une caricature test expérimental où les embryons sont d'abord injectés avec de l'ARNm codant pour Sulf1 ou un ARNm de contrôle, les mêmes embryons sont plus tard injectés au stade 32 cellules avec de l'ARNm codant pour Shh-GFP dans une seule cellule. (BC) bouchon animale expiants ont été prises à l'étape 8 et imagés après 4 h. Les images sont affichées sur le bord d'un clone exprimant Shh-GFP + memRFP de cellules. Dans les embryons de commande (B), Shh-GFP est distribué à une distance de la memRFP marqué clone de cellules de production de signal. Dans les embryons exprimant Sulf1 (C), Shh-GFP est plus restreint dans sa distribution, voir 16. memRFP est montré en magenta et Shh-GFP en vert. Les barres d'échelle représentent 20 um. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2. quantitative et qualitative de Wnt8a analyse et Wnt11b-HA-eGFP puncta sur la membrane cellulaire. (AH) embryons ont été microinjecté bi-latéralement par ARNm codant memRFP (500 pg) dans l'hémisphère animal au stade de deux cellules. En outre embryons ont été injectés avec M. Encodage NA (AD) Wnt8a-HA-eGFP (500 pg) ou [EH] Wnt11b-HA-eGFP (1 ng). Les embryons ont également été injectés avec le codage de l'ARNm pour LacZ pour fournir un contrôle supplémentaire pour les ARNm / protéine lors de l'analyse des effets de tout régulateur potentiel. Les boîtes blanches dans (C) et (G) marquer les zones agrandies dans les panneaux (D) et (H), respectivement. La quantité totale Wnt-HA-eGFP fluorescence co-localisation avec la membrane cellulaire a été calculée en utilisant l'image et un logiciel d'analyse de script et ensuite normalisée (I). L'information qualitative a été extrait en utilisant un logiciel d'analyse d'image. Wnt8a et Wnt11b-HA-eGFP punctae ont été analysés pour le nombre de particules (J), la taille des particules (K) et la circularité des particules (L). De Mann-Whitney U (** P <0,01), N = nombre d'embryons. memRFP est montré en magenta et Wnt8a / 11b-HA-GFP est représenté en vert, barres d'échelle représentent 20 pm.ove.com/files/ftp_upload/53162/53162fig2large.jpg "target =" _ blank "> S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 3. Mesure de la gamme de diffusion de fluorescence étiqueté ligands Wnt. (A) Schéma montrant le test utilisé pour mesurer Wnt8a et Wnt11b-HA-eGFP la sécrétion et la diffusion loin de cellules exprimant. (BC) de l'ARNm codant pour (B) memCerulean (600 pg), LacZ (4 ng) et Wnt8a-HA-eGFP (2 ng) ou (C) memCerulean (600 pg), LacZ (4 ng) et Wnt11b-HA-eGFP (2 ng ) a été injecté dans l'hémisphère animal d'un blastomère au stade de quatre cellules. (D) La gamme de diffusion de Wnt8a-HA-eGFP et Wnt11b-HA-eGFP a été mesurée grâce à un fond de contrôle. (E) Schéma montrant le dosage utilisé pour mesurer Wnt8a et Wnt11b-HA-eGFP diffusion à travers un fond exprimant LacZ, voir méthode pour det maux. (FG) l'ARNm codant pour memCerulean (600 pg) et (F et H) Wnt8a-HA-eGFP (2 ng) ou (G et I) Wnt11b-HA-eGFP a été injecté dans l'hémisphère des animaux de l'un blastomère au quatre stade de la cellule. Un blastomère adjacente a été injecté avec ARNm codant memRFP (600 pg) et LacZ (4 ng) voir la clé pour plus de détails. (J) La gamme de Wnt8a-HA-eGFP et la diffusion Wnt11b-HA-eGFP a été mesurée grâce à un fond exprimant LacZ. Les données ont été quantifiée et tracée en utilisant l'analyse confocale, analyse d'images et l'analyse scientifique et un logiciel graphique. memCerulean (bleu (CD) et jaune (F et H)), Wnt-HA-eGFP (vert), memRFP (magenta), barres d'échelle représentent 20 um. S'il vous plaît cliquez ici pour télécharger une version plus grande de ce fichier.
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Tableau 1. amorces utilisées pour sous-cloner Wnt8a / Wnt11b-HA-eGFP et Shh-GFP dans pCS2.
| Réaction | Composants | |
| Exemple CS2 + Digest | 1,5 ug de pCS2 + | |
| 2 ul d'enzyme de restriction 1 | ||
| 2 ul d'enzyme de restriction 2 | ||
| 5 pi de tampon de restriction enzymatique (10x) | ||
| Constitué à 50 ul avec de l'eau moléculaire de qualité | ||
| Exemple de synthèse de l'ARNm | 2 ul de modèle linéarisé | |
| 2 ul de 10 x trx mélange Megascript | ||
| ATP 50 mM 2 pi | ||
| 2 ul de 50 mM de CTP | ||
| 2 ul de 50 mM UTP | ||
| 2 ul 5 mM de GTP | ||
| 2,5 pi 40 mM Cap analogique (m7G (5 ') | ||
| 2 ul de mélange enzymatique SP6 | ||
| 3,5 pi d'eau de qualité moléculaire | ||
| Exemple réaction PCR | 0,5 ul d'ADN polymerase haute fidélité (2000 unités / ml) | |
| L'extrait d'ADN de 2 ng | ||
| 2,5 pi de amorces sens et antisens (10 um) | ||
| 0,5ul de dNTP | ||
| 5 ul de tampon d'ADN ploymerase (10x) | ||
| Constitué à 50 ul avec de l'eau moléculaire de qualité | ||
| Exemple conditions PCR | Intial dénaturation 2 min à 98 ° C | |
| 15 sec 98 ° C | ||
| 15 sec 65 ° C | 30 cycles | |
| 40 sec 72 ° C | ||
| Finale extension de 10 min à 72 ° C | ||
| Exemple PCR produit Digest | 28 pi de produit de PCR | |
| 2 pi de restriction enzyme 1 | ||
| 2 ul d'enzyme de restriction 2 | ||
| 5 pi de tampon de restriction enzymatique (10x) | ||
| 13 pi d'eau de qualité moléculaire | ||
| Exemple T4 ligature | 1 ul Cut CS2 + | |
| 3 pi produit Cut PCR 1 | ||
| 3 pi produit Cut PCR 2 | ||
| 1 ul de ligase d'ADN T4 | ||
| 1 ul de tampon d'ADN ligase T4 (10X) | ||
| 1 pi d'eau de qualité moléculaire | ||
| Exemple modèle digérer | L'ADN plasmidique de 5 | |
| 10 tampon de restriction enzymatique pi (10X) | ||
| 3 pi Not1 (sauf Shh-GFP, Kpn1 est utilisé) | ||
| Constitué à 100 pi avec de l'eau moléculaire de qualité |
Tableau 2. Exemple conditions de réaction utilisées pour le sous-clonage et la production de l'ARNm synthétique pour Wnt8a-HA-eGFP.
| Solution | Composants |
| Cystéine HCL | 0,1X NAM |
| 2,5% de L-cystéine monohydraté (pH 7,8) | |
| Sels NAM | 110 mM de NaCl |
| 2 mM de KCl | |
| 1 mM CA (NO3) 2 | |
| 0,1 mM d'EDTA | |
| NAM / 2 | Sels 0.5X NAM |
| 5 mM de HEPES pH 7,4 | |
| Bicarbonate de 0,25 mM | |
| 25 ug / ml de gentamycine | |
| NAM / 3 + Ficoll | Sels 0.33X NAM |
| 5 mM de HEPES pH 7,4 | |
| Bicarbonate de 0,25 mM | |
| 2 5 ug / ml de gentamycine | |
| 5% de Ficoll | |
| NAM / 10 | Sels 0,1X NAM |
| 5 mM de HEPES pH 7,4 | |
| 25 ug / ml de gentamycine |
Tableau 3. Solutions utilisées au cours de la production et de la micro-injection Xenopus laevis embryons.
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Discussion
Une partie essentielle de ce protocole est de générer des ligands biologiquement actifs qui sont normalement traitées, sécrétés, et capables de déclencher une réponse dans la cellule réceptrice, en dépit d'un fragment fluorescent attachée. Il est essentiel d'établir que le produit du gène étiquetées par fluorescence est biologiquement active avec un essai approprié. Pour Shh-GFP, la capacité d'activer l'expression de PTC1 16 a été confirmée. Wnt8a a une capacité remarquablement puissant pour induire un axe secondaire lorsqu'elle est exprimée en un seul blastomère ventral 20-21, et Wnt8a-HA-eGFP a été montré conserver cette activité biologique. Wnt11b inhibe activine traité explants ectodermiques de subir l'extension convergente 21-22, et Wnt11b-HA-eGFP conserve également son activité biologique 17. La capacité des ligands marqués pour obtenir des réponses équivalentes aux protéines non marquées suggère que les conclusions basées sur des expériences en utilisant les ligands fluorescents will be correspondant à la protéine normale. L'addition de l'épitope HA entre le ligand et la protéine fluorescente disponible une région espaceur qui permet au Wnt construit pour être à la fois actif et fluorescent.
La principale limite de ce type d'analyse est qu'elle ne communique pas directement sur les gradients de morphogènes endogènes. Par exemple, la diffusion de Shh dans le domaine des cellules à Cap animale pourrait ne pas refléter la façon dont se déplace Shh endogènes à travers l'épithélium colonnaire neurones dans l'embryon. Cependant, la simplicité de ce protocole permet des expériences dans lesquelles l'effet des régulateurs exogènes sur la distribution des ligands peut être testé. Les résultats de ces approches peuvent constituer la base d'hypothèses à tester en utilisant plus exigeants dans les analyses in vivo. Par exemple, la capacité de sur-exprimé Sulf1 pour restreindre la distribution de Shh-GFP en utilisant les méthodes décrites dans le présent document a souligné le potentiel de Sulf1 dans la modulation du morphogène Shh gradient. Cela a été directement testé et validé en utilisant antisens morpholino knock-down de Sulf1 et immunocytochimie pour visualiser endogène Shh dans le tube neural 16. Une méthode similaire à la nôtre a été utilisé pour étudier les mécanismes spécifiques qui pourraient réglementer la diffusion de ligand. Smith et ses collègues ont démontré qu'une nodal de la GFP-étiqueté (Xnr2) utilisé diffusion simple, et non extensions (cytonemes cellule) ou transcytose (à l'aide des vésicules) pour former un gradient 23.
D'autres elaborations de ces méthodes sont possibles où d'autres protéines qui bloquent les voies particulières peuvent être exprimés dans des cellules ciblées afin de déterminer si une réponse à la molécule de signalisation est nécessaire comme intermédiaire pour relayer des signaux provenant d'une cellule à une autre. Par exemple, exprimant un récepteur de l'activine dominant négatif entre la source de l'activine et les cellules répondantes a montré que la simple diffusion de ligand peut induire une réponse de cellules plusieurs diamètres de la source eême avec des cellules non sensibles entre les deux 24. Cette conclusion a été étayée par des travaux chez le poisson zèbre où les cellules de type sauvage peuvent répondre à une source de nodal, en dépit d'être entouré par des cellules mutantes non-sensibles manquant un co-récepteur essentiel pour nodal 25. D'autres études ont utilisé le poisson zèbre pour étudier la diffusion de ligands marqués par fluorescence 28,29. Certaines études ont observé cet epitope marquage C-terminal des protéines Wnt peut avoir un impact sur l'activité de signalisation, probablement en raison des cysteines hautement conservées qui contribuent à la conformation de la protéine. Nos travaux antérieurs ont montré que, y compris une entretoise (comme le tag HA) entraîne des ligands Wnt marqués qui sont biologiquement actif 17. Cela est probablement parce que la pièce d'écartement fournit la flexibilité nécessaire pour l'interaction de ligand, par exemple dans le modèle pouce-index de Wnt-30 Frz liaison.
La prochaine étape pour faire avancer nos études est d'inclure une visuel de lecture pour l'activation de la voie de signalisation. Par exemple, exprimant la GFP étiqueté Dvl-26 dans des cellules éloignées de la source de ligand permettra l'intervalle à travers lequel Wnt11b a la capacité de signaler à mesurer. La gamme d'activité de signalisation Wnt8a peut être démontrée en utilisant la coloration des anticorps pour mesurer localisation nucléaire de b-caténine dans les cellules 27 à une certaine distance de la source. Ces types d'expériences sont possibles en utilisant les techniques décrites dans le présent document. En utilisant une variété de différentes protéines ou fluorophores fluorescentes, un niveau d'information supplémentaire serait fourni où l'on ne mesure pas seulement la distribution d'un ligand mais également la sortie des voies de signalisation, et de cette façon de déterminer la plage de seuil d'un morphogène .
Xenopus laevis est un modèle utile pour visualiser ligands GFP marqués et plus de détails sur les méthodes pour les embryons proxénétisme, la synthèse d'ARNm, micro-injection et de disséquerion sont disponibles 31.
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Acknowledgments
Ce travail a été financé par un BBSRC accorder aux MdPE (BB / H010297 / 1), un quota de stagiaire de BBSRC SAR, et une bourse d'études de la MRC au format SWF.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Agarose | Melford | MB 1200 | |
| Ammonium acetate | Ambion | From Megascript SP6 Kit AM 1330 | |
| Bicarbonate | VWR International | RC-091 | |
| Calcium nitrate | Sigma | C13961 | |
| Cap analog (m7G(5')) | Applied Biosystems | AM 8050 | |
| Chloroform | Sigma | C 2432 | |
| L-Cysteine hydrochloride monohydrate | Sigma | C7880 | |
| dNTPs | Invitrogen | 18427-013 | |
| Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) | Sigma | O3690 | |
| Ethanol | VWR International | 20821.33 | |
| Ficoll 400 | Sigma | F 4375 | |
| Fiji image J software | Free download http://fiji.sc/Fiji | ||
| Gentamycin | Melford | G 0124 | |
| Glacial acetic acid | Fisher Scientific | A/0400/PB17 | |
| Glass cover slips, No.1.5 | Scientific Laboratory Supplies | 22X22-SGJ3015. 22X50-SGJ3030 | |
| Glass needle puller | Narishige | Narishige PC -10 | |
| Glass pull needles | Drummond Scientific | 3-000-203-G/X | |
| Human chronic gonadotropin (HCG) | Intervet | ||
| Isopropanol | Fisher Scientific | P/7500/PB17 | |
| Lithium chloride (LiCl) | Sigma | L-7026 | |
| LSM710 and Zen software (2008-2010) | Carl Zeiss | ||
| Matlab software | Mathworks | http://uk.mathworks.com/ | |
| Molecular grade water | Fisher Scientific | BP 2819-10 | |
| Nail varnish | Boots | Bar code 3600530 373048 | |
| Spectrophotometer | Lab.tech International | ND-1000 / ND8000 | |
| Petri dish (55 mm) | VWR International | 391-0865 | |
| Phenol-chloroform | Sigma | P3803 | |
| Photoshop software | Adobe | http://www.photoshop.com/products | |
| High fidelity DNA polymerase and buffers | Biolabs | M0530S Buffer - M0531S | |
| Potassium chloride (KCl) | Fisher Scientific | P/4280/53 | |
| PVC insulation tape | Onecall | SH5006MPK | |
| Gel extraction kit | Qiagen | S28704 | |
| Restriction enzymes buffers | Roche | SuRE/CUT Buffer Set 11082 035 001 | |
| RNAse-free DNAse | Promega | ME10A | |
| Steel back single edge blades | Personna | 66-0403-0000 | |
| Sodium chloride (NaCl) | Fisher Scientific | 27810.364 | |
| SP6 transcription kit | Ambion | AM1330 | |
| Glass slides | Thermo Fisher | SHE 2505 | |
| Tris base | Invitrogen | 15504-020 | |
| Tungsten needles | homemade | ||
| Zen lite software | Carl Zeiss | Free download http://www.zeiss.co.uk/microscopy/en_gb/downloads/zen.html |
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