Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Подкожный Ангиотензин II Настой помощью осмотических насосов вызывает аневризма аорты у мышей

Published: September 28, 2015 doi: 10.3791/53191

Summary

Подкожной имплантации осмотического насоса обеспечивает удобный подход к длительной и последовательной доставки соединений. Этот подход широко используется для изучения как брюшной и грудной аорты аневризмы у мышей.

Introduction

Аневризмы аорты демонстрируют постоянное расширение просвета аорты, что предвещает разрыв и, как правило, приводит к смерти. Это заболевание возникает в обоих брюшной и грудной аорты регионов, которые называются в качестве аневризмы брюшной аорты (АБА) и грудных аневризм аорты (ТАА), соответственно. Из-за неполного понимания молекулярных механизмов и патофизиологических процессов, нет никакого доказанного медикаментозная терапия, которая может предотвратить расширение или разрыва любого типа аневризм аорты. Поскольку трудно получить образцы пациентов и проводить эксперименты на людях непосредственно, исследований, направленных на определение механизма АБА неоднократно экстраполированы из животных моделей. Широко используемая модель животное подкожной инфузии ангиотензина II из (AngII) мышам. По сравнению с другими хирургическими методами индукции AAAS у мышей, таких как внутри аорты эластазы перфузии или пери-аорты применения хлористого кальция, которые требуют лапаротомии 1,2, в этом метоd не требует вступления в полости тела и требует минимального хирургического опыта 3,4.

Подкожный настой AngII через осмотические насосы, чтобы побудить ААА была первоначально сообщалось в низкой плотности липопротеинов (LDL) рецептора - / - мышей кормили насыщенных жиров, обогащенной диете 3, а затем в ароЕ - / - мышей, получавших обычный лабораторный диеты 4. Многие недавние исследования также показали, что AngII вызывает AAAS в normolipidemic мышей 5-7. Подход вливая AngII была применена, чтобы побудить ААА и исследовать молекулярные механизмы, а также развитие потенциальных терапевтических стратегий (например, 5-15), так как эта модель повторяет многие черты, наблюдаемые в человека ААА. Например, факторы риска АБА человека, таких, как курение, старение и мужского пола также увеличить AngII-индуцированных AAAS у мышей 16,17. Ассоциация гиперхолестеринемии с АБА у человека требует уточнения. Тем не менее, он имеет бытьан последовательно, что гиперхолестеринемия увеличивает AngII-индуцированной AAAS у мышей 18. Патологии AngII-индуцированных ААА у мышей весьма гетерогенным и характеризуется глубокой инфильтрации макрофагов, деградация коллагена, тромботической формирования и разрешения, и неоваскуляризации 19-21. В отличие от наиболее распространенных инфраренальной аорты расположения ААА в людях, AngII-индуцированной Зенитных орудий у мышей происходят в надпочечников аорты регионе. Другой особенностью повсеместно AngII-индуцированной ААА является трансмуральный медиальной перерыв, приводит к трансмурального тромбоза. Пока неясно, происходит ли разрыв трансмурального эластина в организме человека, так как патологическое развитие АБА в организме человека не изучен исключительно из-за отсутствия аневризмы тканей из более ранних стадиях.

AngII инфузии мышам также приводит к глубокому расширению грудной аорты области, которые преимущественно ограничивается восходящей аорты, которая является наиболее распространенной областью для ТАА в организме человека 25. Тем не менее, в отличие от AngII-индуцированных ААА, AngII-индуцированные ТАА не связаны с гиперхолестеринемией и не имеют гендерных различий.

Общая цель подкожной инфузии AngII в мышей для изучения патологических особенностей и молекулярных механизмов ААА и ТАА.

Protocol

О себе этика: исследования мыши выполняются с одобрения университета Кентукки Институциональные животных уходу и использованию комитета (номер протокола IACUC: 2006-0009). Мышей умерщвляют на прекращение помощью передозировки коктейль кетамина (~ 210 мг / кг) и ксилазина (~ 30 мг / кг).

1. Расчет суммы AngII

Примечание: Этот протокол использует пример инфузии AngII (1000 нг / кг / мин) в течение 4 недель в 4 мужского рецептора LDL - / - мышей, получавших насыщенных жиров пищей, обогащенной.

  1. Взвесьте изучать мышей до расчета количества AngII необходимое для инфузии.
  2. С помощью шаблона (таблица 1), чтобы рассчитать массу AngII необходимое для эксперимента. Используйте "означают скорость накачки", указанную в Инструкции насосов, как "скорость откачки" в шаге 4 шаблона. В шаблоне, запись шаги 1 - 5 вручную, а шаги 6 - 10 рассчитываются автоматически.
    1. В шаблоне, предположим, чтоМыши получат 1 г массы тела в течение инфузии AngII 1000 нг / кг / мин в течение 4 недель.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Каждая мышь может иметь очень разные веса тела, что будет зависеть от многих факторов, таких как штамм мыши и диеты. Мы регулярно использовать "0" или "1" г на основе нашего собственного опыта предыдущих исследований.
    2. Рассчитать 300 мкл Общий объем раствора AngII для каждой мыши, так как каждый насос требует приблизительно 250 мкл.

2. Расторжение AngII

  1. Магазин лиофилизировали AngII флаконов при температуре -20 ° С. Равновесие AngII флаконов в РТ до открытия.
  2. Взвешивают рассчитанную AngII массу (7,3 мг, как показано в таблице 1) в стерильный пластиковой трубки.
    Примечание: Пер, Merck Index, не используют стеклянные трубки для растворения, так как водный раствор AngII имеет сильное сродство к связыванию с стеклом.
  3. Добавить вычисленного объема стерильного физиологического раствора (1200 Мл) в пластиковой трубки, содержащей лиофилизированный AngII, крышку и тщательно перемешайте инверсии до тех пор, пока раствор не станет ясно.
  4. Число этикеток мыши # 1, # 2, # 3, # 4 и на отдельных стерильных пластиковых труб с крышками (0,5 - 1,5 мл). Подготовка AngII решение под капотом ламинарного для каждой мыши в зависимости от веса тела, рассчитанный на стадии 1.2 и в таблице 1.
    1. Например, пипетки 3,6 мкл стерильного физиологического раствора в пробирку № 1, затем 296,4 мкл раствора AngII, и тщательно перемешать с помощью пипетки вверх и вниз, осторожно.
  5. Число этикеток мыши на пластиковых трубах с крышками (4 мл; стерильные). Они будут использоваться для инкубации насосы, как описано в шаге 3.13.

3. Заполнение осмотического насоса

  1. Получить насосы в двух отдельных частей: основной части насоса и модератором потока (рис 1). Каждая коробка имеет 10 насосных тела и модераторов потока, которые, завернутые в индивидуальном порядке. Запишите номер партии.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Всегда носитеперчатки, потому что масло, переданные из рук в Кожух насосов будет неблагоприятно влиять насосной функции. Используйте стерильные перчатки, марля, трубы, заполнение иглы и взвесить лодки подготовить насосы, чтобы избежать риска заражения от имплантата.
  2. Откройте только количество насосов органов и модераторов потока, необходимых для изучения, так как они не могут быть сохранены, как только открылась. Если более 10 насосов требуется, убедитесь, что номера партий насосов одинаковы для одного исследования, так как насосы из разных партий есть разные средние объем наполнения и насоса Оценить.
  3. Взвешивание каждого насоса (в том числе и в основной тела и модератор потока), и обратите внимание на вес до 4 знаков после запятой (например, 1,1443 г мыши # 1). Этот вес, называют "насос Вес пустой" в шаблоне (таблица 1), будет использоваться, чтобы вычислить соотношение заполненную.
  4. Прикрепите заполнения насоса иглу в 1 см стерильный шприц и аккуратно заполнить шприц с раствором из AngII соответствующим образомпронумерованы пластиковая трубка. Важно, чтобы избежать всасывания воздуха в шприц.
  5. Удалить все пузырьки воздуха тщательно от шприца, когда игла располагается вниз. Держите иглу / шприц в этом положении, чтобы предотвратить введение пузырьков в насосе.
  6. Аккуратно вставьте заполнения иглу в корпус насоса. Авансовые кончик иглы в насос. Не отдохнуть кончик иглы плотно на дне насоса.
  7. Нажмите шприца медленно заполните насос с раствором AngII. Темная тень внутри насоса показывает уровень заполнения. Объем наполнения примерно 246 мкл, в соответствии с инструкциями.
  8. Стоп заполнения насоса и тщательно удалите иглу, как только шарик жидкости поднимается из насоса.
  9. Вставьте потока модератора в насос через отверстие в верхней части корпуса насоса, пока нет зазора видно между главой модератором потока и верхней части корпуса насоса (рис 1).
  10. Размещение Moderatили в корпусе насоса приводит к некоторому жидкости протекать через отверстие замедлителя потока. Осторожно промокните все лишнюю жидкость, что, возможно, утечка в процессе размещения модераторами.
  11. Взвесьте заполненный насос. Запишите вес под "насос Вес Заполненные" в шаблоне.
  12. Рассчитать коэффициент наполнения (%) = (вес насоса ", заполненный" - "пустой") х 1000 / означает, объем наполнения х 100.
    1. Рассчитать коэффициент наполнения, как указано в таблице 1. В идеале, степень наполнения должна быть равна или больше, чем 100%. Насос подпитки, если коэффициент заполнения составляет <95% (о причастности что пузырьки воздуха могут присутствовать в насосе).
  13. Поместите заполненный насос в меченого 4 мл трубки (этап 2.5) с модератором глава вверх. Добавить достаточный объем стерильного физиологического раствора, чтобы покрыть насос. Хранить насос в трубе физиологического раствора до имплантации.
  14. Место труб в инкубаторе 37 ° С. Инкубировать насосы O / N (по крайней мере, 12 ч), чтобы позволить частичный грунтовки, а затем имплантировать мышам. НасосING в AngII начинается примерно 24 часа после имплантации, которая позволяет мыши, чтобы оправиться от операции до любого потенциального напряжения, возникающего во время AngII инфузии.

4. Подготовка к имплантации насоса

  1. Автоклав (режим тяжести, сухой цикл, 15 мин) марля, ватные тампоны и хирургические инструменты, включая ножницы, щипцы, кровоостанавливающего, скобы, степлер и, по крайней мере за 1 день до операции.
  2. В процедурной комнате, готовить испаритель для изофлуран анестезии с использованием. Откройте стерильные шторы в капюшоне ламинарного потока, и поместите носовой конус для ИФ анестезии. Поместите бетадин, 70% этанола, стерильную воду, шарик стерилизатор, антисептическим handrub, тампоны, марля, и заполненные насосы в ламинарном шкафу.
  3. Дон маска и мантия, а затем открыть внешнюю драпировку в ламинарном капот с чистыми руками. Положите на стерильные перчатки и открыть стерильную упаковку внутри.

5. Хирургические процедуры имплантации насосной

  1. Место мыши в индукционной ChamBer с притоком изофлуран при скорости потока 1,5 - 2%. Монитор мыши в течение еще 2 - 3 мин после лежачее положение. Бритье площадь размером в четверть, на левом или правом плече.
  2. Поместите курсор в ламинарном капотом, с его носа вровень с конусом, подключенного к ИФ оттока (рис 2А). Поместите голову мыши к доминирующей руки хирурга. Используйте ветеринар мазь на глаза мышь, чтобы предотвратить сухость под наркозом. Убедитесь, что мышь не реагирует на стимуляцию боли до операции. Например, ответ педали является хорошим показателем для боли.
  3. Тампон и протрите бритая область бетадином следуют три салфетки с 70% этанола. Дон или изменить стерильные перчатки.
  4. Используйте хирургического скальпеля, чтобы сделать ~ 1 см разрез за ухом над лопаткой передней ноге. Этот разрез должен быть перпендикулярна к хвосту. Будьте осторожны, чтобы сократить только кожи и подлежащих тканей не.
  5. Удержание НЦВОEPS в одной руке, чтобы открыть разрез, и использовать другую руку, чтобы сделать подкожную туннель под кожу с помощью кровоостанавливающего (рис 2B).
  6. Авансовые кровоостанавливающего кончиком к хвосту, и создать карман для насоса. Это достигается путем тщательного открытия челюстей кровоостанавливающего под кожу, чтобы открыть сумку. Вывести кровоостанавливающего от разреза.
  7. Вставка насос в разрез с замедлителем головки, расположенной в задней части мыши (фиг.2с). Аккуратно надавите на насос полностью в карман. Там должно быть достаточно свободного пространства, чтобы закрыть рану без натяжения или растяжения кожи.
  8. После того, как насос был включен, сожмите обе стороны разреза, поправляя таким образом края встречаются, и поместите 1 или 2 раны клипы, чтобы закрыть (рис 2D). Проверка разреза, чтобы гарантировать, что есть полное закрытие раны, и что насос не нажимая непосредственно на месте.
  9. Применить актуальные Лидокаин крем(4% вес / вес) с чистой хлопчатобумажной swab.Remove мыши из носового конуса, и поместить его на грелку, пока он не приходит в сознание. Оправившись, мышь возвращается в клетку.
  10. Поместите хирургических инструментов в шарик стерилизатор в течение 10 секунд между мышами. Разрешить инструменты, чтобы охладить перед использованием. Чистые перчатки с антисептическим handrub между мышей. Контролировать все мышей до полного восстановления не достигается.
  11. Монитор мышей тесно после операции. Подайте болюс стерильного физиологического раствора (0,2 - 0,3 мл подкожно), если мышь показывает признаки бедствия, обезвоживания или видимой потери веса. Соблюдайте мышей, по крайней мере, два раза в день в течение первых 10 дней, и по крайней мере один раз в день в дальнейшем. Выполните вскрытие немедленно, если какие-либо мыши погибают во время AngII инфузии. Удалить намотанные клипы от 7 - 14 дней после операции.

6. Сбор, Ремонт, очистка, Визуализация аорты

  1. Разрежьте грудной мыши и брюшной полости вентрально, вырезать ОПЕп правое предсердие, заливать рассолом через левый желудочек сердца, чтобы удалить кровь в аорту, а затем собрать аорты 27.
  2. Поместите собранные аорты в пластиковые пробирки, содержащие по меньшей мере 3 мл 4% параформальдегида или 10% нейтрально забуференном формалине в течение 24 - 48 ч 27.
  3. Удалить адвентициальные тканей тщательно. Контакт аорты на черном воска с булавками. Приобретать аорты изображения с тем же увеличением. Включить линейку в каждом изображении для калибровки, как показано на рисунке 3.

7. анфас Визуализация аорты

  1. Разрезать аорту в продольном направлении через наружной и внутренней кривизной дуги аорты, а разрезать основные ветви, включая Innominate, левую сонную артерию и левой подключичной артерии. Контакт аорты квартира с наружной адвентиции укладки рядом с черным воском.
  2. Приобретать анфас картины интимы аорты поверхности на том же увеличении. Включить линейку в каждом изображении для калибровки, как показанон на рисунке 4.

Representative Results

В 4 мужчины рецепторов ЛПНП - / - мышей, описанные в разделе Протокола умерщвляли через 4 недели AngII инфузии. Аорты собирали, чистить, и отображаемого визуализировать аорты дилатации. Как показано на рисунке 3, аорты имеют несколько различных характеристик, включая расширение надпочечников области (АБА; Рисунок 3а), расширение восходящего области (ТАА; Рисунок 3B), или расширения обоих регионов (наличие обоих ААА и ТАА; Рисунок 3C), тогда как в морфологии одной мыши была в основном нормальным (рис 3D). Расширение брюшной аорты количественно путем измерения экс естественных условиях максимальная ширина надпочечников области, как показано красной линией на рисунке 3А. Для измерения восходящей аорты расширение, аорты разрезать и удержал, как показано на рисунке 4. Интимы площадь поверхности измеряется в восходящей аорты области (районе, в окружении гое красные линии на рис 4A) для количественного ТАА. Линейка была включена в каждом изображении, чтобы стандартизировать измерения, как показано на обеих фиг.3 и 4.

фигура 1
. Рисунок 1. Представитель изображение заполненного осмотического насоса Каждый насос состоит из двух отдельных частей: основной корпус и замедлитель потока. После заполнения корпуса насоса с AngII, модератор поток вставляется для герметизации насоса.

Рисунок 2
Рисунок 2. Процесс насоса имплантации хирургии (А) Мышь помещают в ламинарном капот с носовой конус, который непрерывно выпускать изофлуран и кислород. (B) прямо кровоостанавливающего вставляется в разрез кожи, чтобы сделать подкожную туннель; (С) Насос вводится через Разрез кожи мягко; (D) разрез кожи сшиваются после введения насоса.

Рисунок 3
Рисунок 3. аорты изображения (экс VIVO) от мышей придают с AngII AngII 1000 нг / кг / мин вводили в мужской рецептора ЛПНП -. / - Мышей в течение 28 дней. (А) Зенитных орудий сопровождается тромбозом; Красная линия (2,05 мм) показано измерение максимального аорты шириной в надпочечников области. (B), восходящей аорты (ТАА расширение) с грубо нормальной брюшной аорты; (С) Глубокие дилатации в обоих восходящих и надпочечников аорты регионов (ТАА и АБА); (D), грубо нормально аорты без видимого замедления либо по возрастанию или надпочечников аорты регионе.

4.jpg "/>
Рисунок 4. анфас изображения грудной аорты регионах мышей инфузию AngII AngII 1 000 нг / кг / мин вводили в мужской рецептора ЛНП. - / - Мышей в течение 28 дней. Площадь обведены красной линией представляет восходящей аорты региона, включая части дуги аорты.

1 Требуется доза 1000 нг / кг / мин
2 Начните вес тела (крупнейший мыши) 24,8 г
3 Общая расчетная увеличение массы тела 1 г
4 Скорость закачивания 0,25 мкл / ч
5 Нуmber мышей 4
6 Доза в час за животное 1518 нг
7 Конц необходимости 6072 нг / мкл
8 Для 300 мкл раствора 1.82 мг / 300 мкл
Решение должно
9 Всего AngII (мг) 7.3 мг
10 Растворенного в физиологическом растворе и# 160; 1200 мкл
Мышь Вес тела Коэффициент разрежения Объем (мкл) Насос Вес (г) Коэффициент Заполненные
# (г) AngII Солевой Пустой Заполненный (%)
1 24,5 1.0 296,4 3.6 1,1443 1,3877 99
2 23.0 0.9 278,2 21,8 1,1677 1.4145 100
3 24,8 1.0 300,0 0.0 1,1438 1,3904 100
4 21,8 0.9 263,7 36,3 1,1438 1,3904 100
Разбавление коэффициент = масса тела от веса мыши / тела по величине мыши
Мышь Вес тела Коэффициент разрежения Объем (мкл) Насос Вес (г) Коэффициент Заполненные
# (г) AngII Солевой Пустой Заполненный (%)
1 24,5 1.0 296,4 3.6 1,1443 1,3877 99
2 23.0 0.9 278,2 21,8 1,1677 1.4145 100
3 24,8 1.0 300,0 0.0 1,1438 1,3904 100
4 21,8 0.9 263,7 36,3 1,1438 1,3904 100

Таблица 1: Расчет для 28-дневного инфузии через осмотические насосы.

Discussion

Осмотические насосы доставляющие AngII подкожно является рутинной подход к индукции аневризмы аорты у мышей. Основываясь на данных из многих лабораторий, было последовательные выводы, что это надежный и воспроизводимый метод для изучения как ААА 3,4 и ТАА 22-26 мышей. Таким образом, эта модель мыши считается модель, повторяет некоторые черты аневризм аорты человека и обеспечивает механистические идеи в этих страшных заболеваний.

В то время как старение является фактором риска для ААА в людях, он систематически не изучался для AngII-индуцированных ААА у мышей. Однако, похоже, частота и тяжесть AngII индуцированных ААА похожи на мышах в возрасте 8 - 48 недель 4,5,7. В настоящее время существует лишь несколько исследований отчетности AngII-индуцированных ТАА у мышей в возрасте 8 - 24 недель 22-26, которые не показывают явных возрастных различий на формирование ТАА.

Самок мышей имеют гораздо более низкий уровень, чем АБА самцов мышей придают с AngII 4,28. Стоит также отметить, что заболеваемость AngII-индуцированной ААА гораздо выше, чем в гипер- нормо-cholesterolemic мышей, что составляет более 50% в сравнении с менее чем 30%, соответственно. Кроме того, разрыв аорты часто (примерно 10 - 30%) и в нормо- и гиперхолестеринемии у мышей во время инфузии AngII. Инфузия AngII со скоростью 1000 нг / кг / мин в гиперхолестеринемией мышей, таких как LDL рецептора - / - мышей, получавших западный рацион или аполипопротеина (APOE) - / - мышей, получавших нормальный или западной диеты, имеет максимальные эффекты на AAA Развитие 3,4,29. Это скорость инфузии является оптимальным для исследования, в котором манипуляции ген интереса гиперхолестеринемии у мышей, как ожидается, уменьшить ААА. Если манипуляция в гиперхолестеринемии у мышей, как ожидается, увеличить ААА, рекомендуется, чтобы вселить AngII в размере 500 нг / кг / мин или ниже 30. В отличие от АБА, нет демонстрационныйnstrated связь между мужской пол или гиперхолестеринемии и AngII-индуцированной ТАА 25. Однако, как и ААА, если манипулирование интересующего гена, как ожидается, чтобы увеличить ТАА, мы рекомендуем более низкий, чем скорость инфузии 1 000 нг / кг / мин в течение AngII инфузии.

Важно также знать, что частота и тяжесть AngII индуцированных аневризм аорты варьироваться между отдельными мышей и между исследованиями. Если мышей не развиваются аневризмы аорты, один потенциальная возможность, что AngII может не было успешно доставлено в мышей. Для проверки высокой скоростью вливания AngII, таких как 1000 нг / кг / мин, измерение артериального давления рекомендуется до, и во время, AngII инфузии с помощью неинвазивного метода хвост манжеты 31. AngII инфузии со скоростью 1 000 нг из / кг / мин повышает систолическое артериальное давление у мышей. Кроме того, концентрации ренина в плазме может быть измерена в течение AngII вливания или при прекращении, так как AngII имеет отрицательную обратную связь на RЕнин секреции. Таким образом, AngII настой приводит к снижению концентрации в плазме крови ренина. Если мышь переплетаются с AngII не имеет явных патологий аорты, не увеличение артериального давления, и не уменьшение концентрации ренина плазмы, это будет означать, что AngII не был доставлен эффективно через имплантированный осмотический мини насоса. Мы рекомендуем удаления этого мышь из исследования. Важно также отметить, что некоторые мыши не развиваются аневризмы аорты, несмотря на давление систолическое увеличилось крови и снижение концентрации ренина в плазме. Эти мыши должны оставаться в исследовании.

Таким образом, AngII инфузии достигается с помощью осмотические насосы, чтобы вызвать аневризма аорты у мышей путем подкожной имплантации. Этот метод обеспечивает AngII постоянно на определенной скоростью для назначенных продолжительности, которые используются для изучения как АБА и ТАА.

Disclosures

Публикация этой статьи авторами Alzet.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Angiotensin II Bachem H-1705 compound used to induce aortic aneurysms
Alzet Osmotic Pumps DURECT Corporation Alzet Model 2004 feasible for 28-day infusion in mice weighed > 20 g
Saturated fat-enriched diet Harlan Teklad TD.88137 42% calories/calories to stimulate hypercholesterolemia in LDL receptor -/- mice

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Pyo, R., et al. Targeted gene disruption of matrix metalloproteinase-9 (gelatinase B) suppresses development of experimental abdominal aortic aneurysms. J Clin Invest. 105 (11), 1641-1649 (2000).
  2. Chiou, A. C., Chiu, B., Pearce, W. H. Murine aortic aneurysm produced by periarterial application of calcium chloride. J Surg Res. 99 (2), 371-376 (2001).
  3. Daugherty, A., Cassis, L. Chronic angiotensin II infusion promotes atherogenesis in low density lipoprotein receptor -/- mice. Ann NY Acad Sci. 892 (1), 108-118 (1999).
  4. Daugherty, A., Manning, M. W., Cassis, L. A. Angiotensin II promotes atherosclerotic lesions and aneurysms in apolipoprotein E-deficient mice. J Clin Invest. 105 (11), 1605-1612 (2000).
  5. Deng, G. G., et al. Urokinase-type plasminogen activator plays a critical role in angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysm. Circ Res. 92 (5), 510-517 (2003).
  6. King, V. L., Trivedi, D., Gitlin, J. M., Loftin, C. D. Selective cyclooxygenase-2 inhibition with celecoxib decreases angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysm formation in mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 26 (5), 1137-1143 (2006).
  7. Uchida, H. A., Poduri, A., Subramanian, V., Cassis, L. A., Daugherty, A. Urokinase-type plasminogen activator deficiency in bone marrow-derived cells augments rupture of angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysms. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 31 (12), 2845-2852 (2011).
  8. Wang, Y. X., et al. Angiotensin II increases urokinase-type plasminogen activator expression and induces aneurysm in the abdominal aorta of apolipoprotein E-deficient mice. Am J Pathol. 159 (4), 1455-1464 (2001).
  9. Bruemmer, D., et al. Angiotensin II-accelerated atherosclerosis and aneurysm formation is attenuated in osteopontin-deficient mice. J Clin Invest. 112 (9), 1318-1331 (2003).
  10. Gavrila, D., et al. Vitamin E inhibits abdominal aortic aneurysm formation in angiotensin II-infused apolipoprotein E-deficient mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 25 (8), 1671-1677 (2005).
  11. Wang, J., et al. IgE actions on CD4+ T cells, mast cells, and macrophages participate in the pathogenesis of experimental abdominal aortic aneurysms. EMBO Mol Med. 6 (7), 952-969 (2014).
  12. Yoshimura, K., et al. Regression of abdominal aortic aneurysm by inhibition of c-Jun N-terminal kinase. Nat Med. 11 (12), 1330-1338 (2005).
  13. Usui, F., et al. Inflammasome activation by mitochondrial oxidative stress in macrophages leads to the development of angiotensin II-induced aortic aneurysm. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 35 (1), 127-136 (2015).
  14. Mellak, S., et al. Angiotensin II mobilizes spleen monocytes to promote the development of abdominal aortic aneurysm in apoe-/- mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 35 (2), 378-388 (2015).
  15. Krishna, S. M., et al. Peptide antagonist of thrombospondin-1 promotes abdominal aortic aneurysm progression in the angiotensin II-infused apolipoprotein-E-deficient mouse. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 35 (2), 389-398 (2015).
  16. Norman, P. E., Curci, J. A. Understanding the effects of tobacco smoke on the pathogenesis of aortic aneurysm. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 33 (7), 1473-1477 (2013).
  17. Daugherty, A., Powell, J. T. Recent highlights of ATVB: aneurysms. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 34 (4), 691-694 (2014).
  18. Liu, J., Daugherty, A., Lu, H. Angiotensin II and abdominal aortic aneurysms: an update. Curr Pharm Design. , (2015).
  19. Rateri, D. L., Howatt, D. A., Moorleghen, J. J., Charnigo, R., Cassis, L. A., Daugherty, A. Prolonged infusion of angiotensin II in apoE(-/-) mice promotes macrophage recruitment with continued expansion of abdominal aortic aneurysm. Am J Pathol. 179 (3), 1542-1548 (2011).
  20. Saraff, K., Babamusta, F., Cassis, L. A., Daugherty, A. Aortic dissection precedes formation of aneurysms and atherosclerosis in angiotensin II-infused, apolipoprotein E-deficient mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 23 (9), 1621-1626 (2003).
  21. Daugherty, A., Cassis, L. A., Lu, H. Complex pathologies of angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysms. J Zhejiang Univ Sci B. 12 (8), 624-628 (2011).
  22. Daugherty, A., Rateri, D. L., Charo, I. F., Owens, A. P., Howatt, D. A., Cassis, L. A. Angiotensin II infusion promotes ascending aortic aneurysms: attenuation by CCR2 deficiency in apoE-/- mice. Clin Sci (Lond). 118 (11), 681-689 (2010).
  23. Rateri, D. L., et al. Endothelial cell-specific deficiency of Ang II type 1a receptors attenuates Ang II-induced ascending aortic aneurysms in LDL receptor-/- mice). Circ Res. 108 (5), 574-581 (2011).
  24. Rateri, D. L., et al. Depletion of endothelial or smooth muscle cell-specific angiotensin II type 1a receptors does not influence aortic aneurysms or atherosclerosis in LDL receptor deficient mice. PLoS One. 7 (12), 10-1371 (2012).
  25. Rateri, D. L., et al. Angiotensin II induces region-specific medial disruption during evolution of ascending aortic aneurysms. Am J Pathol. 184 (9), 2586-2595 (2014).
  26. Davis, F. M., et al. Smooth muscle cell deletion of low-density lipoprotein receptor-related protein 1 augments angiotensin II-induced superior mesenteric arterial and ascending aortic aneurysms. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 35 (1), 155-162 (2015).
  27. Daugherty, A., Rateri, D. Development of experimental designs for atherosclerosis studies in mice. Methods. 36 (2), 129-138 (2005).
  28. Henriques, T. A., Huang, J., D'Souza, S. S., Daugherty, A., Cassis, L. A. Orchidectomy, but not ovariectomy, regulates angiotensin II-induced vascular diseases in apolipoprotein E-deficient mice. Endocrinology. 145 (8), 3866-3872 (2004).
  29. Daugherty, A., Manning, M. W., Cassis, L. A. Antagonism of AT2 receptors augments angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysms and atherosclerosis. Br J Pharmacol. 134 (4), 865-870 (2001).
  30. Wang, S., et al. Deficiency of receptor-associated protein attenuates angiotensin II-induced atherosclerosis in hypercholesterolemic mice without influencing abdominal aortic aneurysms. Atherosclerosis. 220 (2), 375-380 (2011).
  31. Daugherty, A., Rateri, D., Lu, H., Balakrishnan, A. Measuring blood pressure in mice using volume pressure recording, a tail-cuff method. J Vis Exp. (27), e1291 (2009).

Tags

Медицина выпуск 103 осмотическое насос подкожной инфузии ангиотензина аневризмы брюшной аорты мышь
Подкожный Ангиотензин II Настой помощью осмотических насосов вызывает аневризма аорты у мышей
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Lu, H., Howatt, D. A., Balakrishnan, More

Lu, H., Howatt, D. A., Balakrishnan, A., Moorleghen, J. J., Rateri, D. L., Cassis, L. A., Daugherty, A. Subcutaneous Angiotensin II Infusion using Osmotic Pumps Induces Aortic Aneurysms in Mice. J. Vis. Exp. (103), e53191, doi:10.3791/53191 (2015).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter