Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Immunology and Infection

Een geoptimaliseerde werkwijze voor het isoleren en Expanding Invariant Natural Killer T-cellen van Mouse Spleen

doi: 10.3791/53256 Published: October 29, 2015

Abstract

De mogelijkheid om snel cytokinen na stimulatie is een functioneel kenmerk van invariante natuurlijke killercellen (iNKT) cellijn. iNKT cellen worden ook gekenmerkt als een aangeboren T-cel populatie kan activeren en sturen adaptieve immuunreacties. De ontwikkeling van verbeterde technieken voor het kweken van murine en uitbreiding iNKT cellen vergemakkelijkt de studie van iNKT celbiologie in in vitro en in vivo modelsystemen. Hier beschrijven we een optimale procedure voor de isolatie en expansie van muizen milt iNKT cellen.

Milt van C57BL / 6 muizen worden verwijderd en ontleed gespannen en de resulterende celsuspensie wordt gelaagd over dichtheidsgradiënt media. Na centrifugatie worden de milt mononucleaire cellen (MNC's) verzameld en CD5-positieve (CD5 +) lymfocyten worden verrijkt via magnetische partikels. iNKT cellen in de CD5 + fractie worden vervolgens gekleurd met ^5, GalCer-geladen CD1d tetrameer en gezuiverd door fluorescentie-geactiveerde celsortering (FACS). FACS gesorteerd iNKT cellen worden vervolgens aanvankelijk gekweekt in vitro onder toepassing van een combinatie van recombinant muriene cytokines en plaat-gebonden T-celreceptor (TCR) stimuli voordat uitgebreid in de aanwezigheid van recombinant murine IL-7. Met deze techniek ongeveer 10 8 iNKT cellen kunnen worden gegenereerd binnen 18-20 dagen kweek, waarna ze kunnen worden gebruikt voor functionele assays in vitro of in vivo overdracht experimenten bij muizen.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Muizen onveranderlijke natural killer T (iNKT) cellen zijn een afzonderlijke populatie van aangeboren T-lymfocyten geselecteerd in de thymus door-CD1d uiten corticale thymocyten 1,2. iNKT cellen brengen een T cel receptor (TCR) bestaande uit een invariant Vα14 Jα18 TCR-keten gecombineerd met ofwel Vβ8, Vβ7 of Vβ2 TCR 3, dat in staat is te herkennen endogene en buitenlandse lipide antigenen in de context van CD1d. Bijvoorbeeld, muizen iNKT cellen herkennen en worden geactiveerd door een endogene lipiden antigen isoglobotrihexosylceramide (iGb3) 4, en α-galactosylceramide (αGalCer) 5,6, een glycolipide geïsoleerd uit mariene sponzen. TCR-activatie van iNKT cellen bevordert priming van adaptieve immuunreacties, en als gevolg daarvan zijn iNKT cellen aangetoond functioneel betrokken bij de verbetering of ontwikkeling van verschillende ziekten waaronder reumatische ziekten en kanker 7 <sup> 8. Momenteel, synthetische iNKT cellen liganden vormen veelbelovende vaccin adjuvantia die kunnen reguleren meerdere immuunpathologische aandoeningen kunnen zijn.

Er is eerder aangetoond dat iNKT cellen kunnen worden gegenereerd in vitro na isolering uit muizen weefsel echter; veel van deze studies met het gebruik van primaire antigeen presenterende cellen (APC's) en / of cellijnen 9, Vα14 TCR transgene (Tg) muizen 10 of thymomen voor het genereren van iNKT cellen afgeleide hybridomen 11,12. Bovendien, grote aantallen muizen, grote hoeveelheden reagentia zoals αGalCer geladen CD1d dimeren en langdurige cultuur tijden maken een aantal gepubliceerde protocollen minder ethisch en economisch aantrekkelijk 9,13.

In dit rapport beschrijven we een aangepaste methode voor de isolatie en in vitro expansie van iNKT cellen uit muizen milt. Meer specifiek protocol beschrijft een werkwijzevoor het verrijken van iNKT cellen uit muizen milt waar de muizen, reagentia en tijd vereist voor FACS-celsortering vermindert, en stelt een geoptimaliseerde aanpak voor het uitbreiden gesorteerde milt iNKT cellen in vitro.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

In deze studie werden volwassen (6-8 weken) vrouwelijke C57BL / 6-muizen gebruikt. Muizen werden gehuisvest en gefokt volgens de richtlijnen van de Universiteit Gent terrarium. Alle dierlijke procedures werden goedgekeurd door de Institutional Animal Care en de ethische commissie.

1. Bereiding van mononucleaire cellen (MNC) van Mouse Spleen

  1. Offer de muis door cervicale dislocatie.
  2. Plaats de muis terug naar beneden op het ontleden bord en bevestig de achterpoten en de voorpoten met pinnen.
  3. Steriliseer de huid oppervlak met 70% (vol / vol) ethanol / H2O
  4. Snijd de huid langs de buik middellijn op de thorax en de milt bloot met steriele chirurgische instrumenten.
  5. Na het trimmen het omringende vetweefsel, plaatst de milt in een 24 wells plaat met 1 ml 1x fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS) bij kamertemperatuur.
  6. Ontleden de milt met een steriele scalpel en de overdracht van de stukken in een 70 um nylon filter geplaatst in een 50 ml bade.
  7. Met behulp van een 2 ml zuiger voorzichtig mash de milt stukken door de cel zeef en was met 5 ml 1x PBS.
  8. Voeg 3 ml Ficoll-Paque een 15 ml buis en bedekken de dichtheidsgradiënt medium met 5 ml celsuspensie.
  9. Centrifugeer bij 400 xg gedurende 20 min bij kamertemperatuur zonder rem.
  10. Breng de interfase een verse 15 ml buis, voeg 10 ml koud 1x PBS en centrifugeer bij 300 xg gedurende 10 min bij 4 ° C.
  11. Resuspendeer de cellen in 2 ml 1 x PBS bevattende 0,5% runderserumalbumine (BSA) en 1 mM ethyleendiaminetetraazijnzuur (EDTA) (FACS-buffer). Breng 10 pl van de celsuspensie aan een buisje, meng met 10 gl 0,4%

2. Verrijking, Detectie en Zuivering van Mouse iNKT Cells

  1. Verrijking van muis milt CD5positive (CD5 +) lymfocyten.
    1. (Optioneel) Stain 10 5 cellen met FITC-geconjugeerd anti-CD5 (4 pl van 1:30 verdunning / 10 6 cellen)gedurende 30 min bij 4 ° C in het donker, wassen met 200 pi FACS-buffer en resuspendeer in 500 pi FACS-buffer. Bereid een 20 pM werkende oplossing van 4 ', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) in 1x PBS, voeg 1 pl daarvan 10 5 cellen in FACS-buffer en incubeer bij kamertemperatuur gedurende 5 min. Verwerven 10 4 pre-verrijkte cellen op de flowcytometer.
      1. Met behulp van FCS-H en FCS-W, elektronisch hek op FSC-W lo cellen naar cel wambuizen en aggregaten (figuur 1A) uit te sluiten. Vervolgens elektronisch hek uit DAPI + (dode) cellen in het FSC-W lo populatie (Figuur 1B), en het gebruik van SSC-A en FCS-A elektronisch selecteer de lymfocytenpopulatie door grootte (figuur 1C).
      2. Met behulp van cellen binnen de lymfocytpoort, plot SSC-A versus CD5 en elektronisch gate CD5 + lymfocyten zoals getoond in figuur 1D. Het verwerven van de rest van de pre-verrijkte monster op de flowcytometer.
      3. Pas cel tellingen 10 7 cellen per 90 ul in FACS buffer en voeg 10 ul anti-CD5 microbolletjes.
      4. Incubeer bij 4 * C gedurende 15 min, eenmaal wassen met 4 ml FACS buffer en resuspendeer in 500 ul koude FACS-buffer. Verrijken CD5 + lymfocyten met behulp van magnetische celscheiding (MACS) kolommen volgens de aanbevelingen van de fabrikant.
      5. Optioneel) Stain 10 5 cellen met FITC-geconjugeerd anti-CD5 (4 pl 1:30 verdunning / 10 6 cellen) en DAPI zoals in 2.1.1. Verwerven 10 4 verrijkt lymfocyten op de flowcytometer en controleer of de elektronische poorten die in 2.1.1. selecteert CD5 + lymfocyten in de verrijkte cellulaire fractie. Verwerven 10 5 cellen op de flowcytometer en analyseren percentage CD5 + lymfocyten in de verrijkte fractie aanwezig zoals getoond in figuur 1E - H.
    2. Detectie en isolatie van de muis iNKT cells door FACS.
      1. Resuspendeer verrijkt CD5 + lymfocyten bij een concentratie van ongeveer 10 6 cellen per 20 ul in FACS-buffer bevattende anti-CD16 / CD32 (4 pl 1:50 verdunning / 10 6 cellen) en PE-geconjugeerd αGalCer / CD1d tetrameer (1 ug / 10 6 cellen).
      2. Incubeer gedurende 30 min bij kamertemperatuur in het donker.
      3. Verdun muis antilichamen (mAbs) tegen CD3e V500 (4 pl 1:20 verdunning / 10 6 cellen), anti-CD19 E450 (4 pl 1:50 verdunning / 10 6 cellen) en anti-CD8a E450 (4 pl 1:50 verdunning / 10 6 cellen) in FACS buffer, toevoegen CD5 + lymfocyten en incubeer gedurende 30 minuten bij 4 ° C in het donker.
      4. Was de cellen met 1 ml FACS buffer door centrifugeren bij 300 g gedurende 10 min bij 4 ° C en resuspendeer in 4 ml FACS-buffer bij een uiteindelijke concentratie van 10 7 cellen / ml.
      5. Filter de cellen door een 30 um cel zeef en zet de cellen op ijs.
      6. Kalibreer de flowcytometer voor celsortering volgens de aanbevelingen van de fabrikant 14,15.
        Opmerking: kalibratie van een flowcytometer voor celsortering vereist training en kan worden uitgevoerd door een ervaren operator, of een vakman.
      7. Voeg 10 pi van een 20 pM oplossing van werkende DAPI per 10 6 cellen en incubeer bij kamertemperatuur gedurende 5 min. Verwerven ongeveer 10 4 verrijkt CD5 + lymfocyten op de flowcytometer. Elektronisch hek op FSC-W lo cellen naar cel wambuizen en aggregaten (figuur 2A) uit te sluiten. Vervolgens elektronisch gate uit DAPI + CD8 + CD19 + cellen (dump kanaal) binnen de FSC-W lo populatie (Figuur 2B), en gebruik SSC-A en FCS-A elektronisch selecteren lymfocyten (figuur 2C) zoals beschreven in 2.1.1.1 .
        1. Perceel αGalCer / CD1d tetrameer door CD3e en elektronisch hek αGalCer / CD1dtetrameer + CD3e + iNKT cellen zoals getoond in figuur 2D. Verwerven niet meer dan 2 x 10 5 CD5 + verrijkte lymfocyten om het percentage te bepalen αGalCer / CD1d tetrameer + CD3e + iNKT cellen aanwezig in de verrijkte cellulaire fractie.
      8. De elektronische poorten die in 2.2.7., FACS sorteren αGalCer / CD1d tetrameer + CD3e + iNKT cellen op de flowcytometer bij 70 psi onder toepassing van een 70 urn mondstuk met een stroomsnelheid van '1,5'. Verzamel gesorteerde iNKT cellen in een FACS buis met 1 ml 100% FCS. Vervolgens reinigen gesorteerd iNKT cellen van de kant van de FACS buis met behulp van 10 ml RMPI 1640 medium en centrifugeer de cellen bij 300 xg gedurende 10 min bij 4 ° C.
      9. Resuspendeer gesorteerd iNKT cellen in 1 ml RPMI 1640 medium en 40 ul verwerven daarvan op een flowcytometer de zuiverheid van de gesorteerde iNKT cellen te beoordelen. Selecteer FSC-W lo DAPI - lymfocyts zoals beschreven in 2.2.7. (Figuur 2E - G) en elektronisch gate αGalCer / CD1d tetrameer + CD3e + iNKT cellen zoals getoond in figuur 2H.

    3. Cultuur en uitbreiding van de Muis iNKT Cells

    Dag 0

    1. Coat een vlakke bodem 96 wells plaat met gezuiverde anti-CD3e (3 ug / ml) per putje gedurende 1 uur bij KT. Tweemaal wassen met 200 pl 1x PBS en een keer met 200 ul compleet RPMI 1640 medium (10% vol / vol FCS, 100 U / ml penicilline-streptomycine, 5,5 uM β-mercaptoethanol).
    2. Tel het aantal levensvatbare gesorteerd iNKT cellen (stap 2.2.8) met behulp van een hemocytometer 0,4% zoals in 1,11. Gecentrifugeerd bij 300 xg gedurende 10 min bij 4 ° C en resuspendeer in 5 x 10 5 cellen / ml in compleet RPMI 1640 medium met recombinant Muis IL-2 (10 ng / ml), recombinant Muis IL-12 (1 ng / ml) en oplosbaar anti-muis CD28 (5 ug / ml). Plaat sorted iNKT cellen op 10 5 cellen / putje anti-CD3e beklede platen en incubeer bij 37 ° C in een CO2 incubator gedurende 2 dagen.

    Dag 2

    1. Overdracht van de cellen om een nieuwe onbeklede vlakke bodem 96 wells plaat en de cellen te kweken onder rusttoestand in volledig RPMI 1640 medium bij 37 ° C in een CO2 incubator gedurende 2 dagen.

    Dag 4

    1. Los van de cellen van de plaat door voorzichtig pipetteren en breng de cellen een nieuwe 15 ml buis. Centrifugeer bij 300 xg gedurende 10 min bij 4 ° C, hersuspenderen in 5 x 10 5 cellen / ml in compleet RPMI 1640 medium met recombinant Muis IL-7 (5 ng / ml), en plaat 10 5 cellen / putje in platte bodem 96 wells plaat gedurende 4 dagen bij 37 ° C in een CO2 incubator.

    Dag 8

    1. Verzamel de cellen in een nieuwe buis, centrifuge bij 300 xg gedurende 10 min bij 4 ° C en resuspendeer in 5 x 10 5 cellen / ml in compleet RPMI 1640 medium dat oplosbaar anti-CD28 (5 ug / ml).
    2. Coat een platte bodem 96-well plaat met gezuiverd anti-CD3e (3 ug / ml) per putje en was als in 3.1. Plate 10 5 cellen / putje anti-CD3e beklede platen en incubeer bij 37 ° C in een CO 2-incubator tot 11 dagen.

    Dag 11-18

    1. Herhaal de stappen 3,4-3,6.

    Dag 19-20

    1. Overdracht van de cellen om een nieuwe 15 ml buis centrifugeer bij 300 xg en resuspendeer in 5 x 10 5 cellen / ml in compleet RPMI 1640 medium.
    2. Plaat cellen op 10 5 cellen / putje in vlakke-bodem 96 wells plaat en laat de cellen te rusten voor 2 dagen bij 37 ° C in een CO2 incubator voorafgaand aan gebruik bij een experiment.

    4. Cytokine productie door Mouse iNKT cellen met behulp van een CD1d Plate-gebonden Assay

    1. Coat een vlakke bodem met 96 putjes plaat met 100 gl recombinant Muis CD1d (10 ug / ml in 1 x PBS) per putje en incubeer 1 uur bij 37 ° C.
    2. Was vier keer met 200 pl 1x PBS, voeg 200 ul van 2% FCS in 1x PBS (blokkerende oplossing) per putje en incubeer gedurende 2 uur bij 37 ° C.
    3. Verwijder de blokkerende oplossing, voeg 200 pl αGalCer (5 ng / ul) per putje en incubeer de plaat bij 37 ° C gedurende 16 uur. [Voor de bereiding van de αGalCer oplossing, voeg 1.085 μ 1x PBS tot 55 ug αGalCer opgelost in vehikel bevattende 96 mg / ml sucrose, 10 mg / ml natriumdeoxycholaat en 5 mg / ml Tween 20].
    4. Na incubatie, gooi de αGalCer oplossing en was het goed tweemaal met 200 ul 1x PBS, gevolgd door 200 ul volledig RPMI 1640 medium.
    5. Verzamel de in vitro geëxpandeerde iNKT cellen op dag 21, centrifuge de cellen bij 300 xg gedurende 10 min bij 4 ° C en resuspendeer in volledige RPMI 1640 medium bij een concentratie van 0,5 x 10 6 cellen / ml.
    6. Voeg 200 ul van de iNKT cellen resuspensie per putje en incubeer 72 uur bij 37 ° C in een CO2 incubator.
    7. Verzamel de bovenstaande vloeistof en meet cytokines plaats door enzymgekoppelde immunosorbent assay (ELISA) volgens het protocol van de fabrikant.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Isolatie van milt mononucléaire cellen met behulp van een dichtheidsgradiënt duurt ongeveer 1 uur en elimineert het gebruik van de reagentia nodig om rode bloedcellen (RBCs) te lyseren. Een hoge opbrengst van levensvatbare cellen wordt zo verkregen en puin ontstaat tijdens het uitpersen van het orgaan verwijderd. Typisch, de frequentie van iNKT cellen in de milt lymfocyten pool varieert tussen 1 en 5% van de totale T-lymfocyten maar dit kan variëren afhankelijk van de leeftijd, het geslacht en de gezondheid van de dieren gebruikt. Ongeveer 10 6 iNKT cellen kunnen worden verkregen van de gepoolde milt van 3 muizen en de hoogste opbrengst van iNKT cellen worden verkregen uit milten van 6-8 weken oude muizen.

Het gebruik van muizen anti-CD5 magnetische korrels aanzienlijk verrijkt voor iNKT cellen in de milt MNC fractie en, afgezien van een kleine populatie B-lymfocyten die het antigen tot expressie CD5, de meerderheid van de cellen die deze procedure vormen CD5 + lymfatischecyten. Bijvoorbeeld, 5-8% van de verkregen na CD5 verrijking MNCs zijn CD5-negatief (Figuur 1H). Voor iNKT cellen FACS sortering combineert αGalCer / CD1d tetrameer en anti-muis CD3e levert iNKT cellen zuiverheid boven 98% evenwel, FACS dump kanalen voor milt B en CD8 T-cellen worden gebruikt voor "sticky" lymfocytpopulaties in het soort elimineren. Bovendien poort uit elke doubletten die tijdens de CD5 verrijkingsstap kunnen gevormd. Met behulp van deze FACS setup, we verkregen iNKT cel zuiverheid post-soort in de orde van 99% (figuur 2H).

Stimulering 10 6 gesorteerd iNKT cellen met plaat-gebonden anti-CD3e in aanwezigheid van IL-2, IL-12 en oplosbaar anti-CD28 resulteerde in een 3-voudige expansie van iNKT cijfers na 2 dagen kweken (figuur 3). Daaropvolgende expansie iNKT cellen in de aanwezigheid van IL-7 resulteert in een 3- tot 4-voudige toename van het aantal iNKT cellen aanwezig op dag 4 in kweek. Notably, herhaling van deze kweekomstandigheden kunnen gemiddeld 7 x 10 7 iNKT cellen na twee expansie opleveren zonder zichtbare celverlies tussen veranderingen in kweekmedia op verschillende dagen (figuur 3). Aldus kan murine milt iNKT cellen worden geëxpandeerd ten minste 70-voudig met deze voorwaarden 18 dagen.

We hebben ook onderzocht de cytokine productie capaciteit uitgebreid iNKT cellen door stimulatie met plaat-gebonden recombinant muizen CD1d geladen met αGalCer. Op 48 uur na stimulatie, IL-2, IL-4, IFN-γ, TNF-α en IL-6 kan gemakkelijk worden gedetecteerd in kweeksupernatanten door ELISA (figuur 4). Uitgebreid iNKT cellen behouden dus de mogelijkheid om Th1 en Th2 cytokines produceren post-expansie.

Figuur 1
Figuur 1. Verrijking voor CD5 +lymfocyten van de muis milt multinationals. Gating strategie voor de analyse van het percentage van CD5 + lymfocyten aanwezig in pre-verrijkte (AD) en magnetische cel-scheiding verrijkt (EH) muis milt MNC suspensies. Cel wambuizen (A, E) en de dode cellen (B, F) zijn uitgesloten met FSC-H versus FCS-W en DAPI versus FSC-A percelen, respectievelijk. Het percentage CD5 + aanwezig in de lymfocyten gate (C, G), zowel voor als na verrijking cellen worden getoond in D en H, respectievelijk. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 2

Vijg ure 2. FACS sortering iNKT cellen van CD5-verrijkt milt multinationals. Gating strategie voor de analyse van het percentage αGalCer / CD1d tetrameer + CD3e + iNKT cellen aanwezig vóór (A - D) en na (E - H) FACS-sortering. De gating strategie elimineert cel wambuizen (A, E), dode cellen en CD8 + CD19 + lymfocyten (B, F) van de analyse door het plotten FSC-H versus FCS-W en DAPI, CD8 en CD19 (dump kanaal) versus FSC- A resp. Het percentage αGalCer / CD1d tetrameer + CD3e + iNKT cellen aanwezig binnen de lymfocytpoort (C, G) voor en na FACS-sortering zijn getoond in (D) en (H) resp. CD1d-Tet., ΑGalCer / CD1d Tetrameer.krijgen = "_ blank"> Klik hier om een ​​grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 3
Figuur 3. absolute aantal iNKT cellen gegenereerd in vitro. Voudige toename van het aantal iNKT cellen op de aangegeven tijdstippen na 3 weken van expansie in vitro. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 4
Figuur 4. Cytokine productie capaciteit van in vitro geëxpandeerde iNKT cellen. Dag 20 uitgebreid iNKT cellen werden in vitro gestimuleerd met de muis αGalCer beladen CD1d. Na 72 uur werden supernatanten verzameld en de aanwezigheid van I geanalyseerdFN-γ, IL-4, TNF-α, IL-2 en IL-6 door ELISA. Balken geven betekent SEM (n = 2). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Kritische stappen in het huidige protocol omvat de isolatie en de daaropvolgende verrijking van CD5 + lymfocyten (deel 1 & 2), FACS sorteren (deel 3) en de eerste beplating van iNKT cellen (hoofdstuk 4). Van de stappen in paragraaf 1, vergeet niet om zorgvuldig lagen de milt cellulaire schorsing over de dichtheid gradiënt medium zodanig dat een duidelijke cellulaire tussenfase wordt gegenereerd na centrifugeren. De daaropvolgende verrijking voor CD5 + lymfocyten door magnetische cel scheiding (hoofdstuk 2) minimaliseert de reagentia en de tijd die nodig is om vlekken voor en FACS sort iNKT cellen (hoofdstuk 3), die verhoging iNKT cel opbrengst helpt post-soort. Tenslotte is het belangrijk om niet meer dan 10 5 iNKT cellen per putje zaad voor de eerste 2 dagen kweken (hoofdstuk 4) als enten putjes met hogere aantallen iNKT cellen kan resulteren in cellulaire apoptose.

Een aantal overwegingen zijn belangrijk bij het wijzigen en / of troubleshooTing dit protocol: Ten eerste, de leeftijd van de gebruikte dieren is belangrijk. Dieren die ofwel te oud, of accessoire infecties, kan uw vermogen om te isoleren, onderscheiden belemmeren en FACS soort voldoende cellen uit de milt. Ten tweede, wanneer kleuren met αGalCer / CD1d tetrameren, is het belangrijk om het volume van de cellen geresuspendeerd in PBS-buffer vanaf te hoog volume verdunt de kleuring efficiëntie van de αGalCer / CD1d tetrameer, wat op zijn beurt vermindert de clustering van tetrameer + iNKT cellen door FACS. Idealiter de aanwezigheid van dicht geclusterde αGalCer / CD1d tetrameer + iNKT cellen in FACS verwerving maakt nauwkeuriger gating door FACS en rendementen hoger percentage zuiverheid inkten tijdens post-sort analyse. Dit is belangrijk lagere gesorteerde iNKT cellen opbrengst leidt tot de uitgroei van andere verontreinigende T-celpopulaties in kweek. Ten derde, continu vernieuwen medium dat geel tijdens de cultuur en de uitbreiding van de iNKT ce wordtlls. Vervang bijvoorbeeld 50% van de vergeelde medium met nieuwe medium dat de geschikte cytokinen, in het bijzonder tijdens de dagen 8 en dag 11 van de cultuur. iNKT cellen opbrengsten kunnen worden gemaximaliseerd op deze manier.

Bij ons weten is dit de eerste iNKT uitbreiding protocol bij een dichtheidsgradiënt en CD5 + lymfocyt verrijkingsstap voor de isolatie en verrijking van iNKT cellen uit milt van de muis bevatten. Een aantal alternatieve benaderingen zijn onderzocht om te verrijken voor milt iNKT cellen inclusief αGalCer / CD1d dimeren 13, Vα14 TCR Tg muizen 10 evenals uitputting van niet-T-cellen door middel van magnetische celscheiding 9. Hoewel iNKT cellen met succes kan worden geëxpandeerd in vitro gebruik van deze benaderingen, zoals methoden vereisen hetzij grote hoeveelheden αGalCer / CD1d dimeren te verrijken inkten 13, alleen tot transgene iNKT cellen 10, of tegelijkertijd leiden tot een aantal niet-iNKT cellijnen 9 </ sup>. Bovendien is het gebruik van de plaat gebonden anti-CD3e te onderhouden en uit te breiden gesorteerde iNKT cellen (hoofdstuk 4) zich verzet tegen een verplichting voor geactiveerde APC's tijdens iNKT expansie in vitro 9. In deze context, een APC-vrije iNKT uitzetting protocol heeft het voordeel niet te hoeven APCs scheiden van geëxpandeerde iNKT cellen vóór injectie in vivo. We moeten echter ook toe dat de beschreven protocol wordt beperkt door het feit dat de onderzoeker moet eenvoudige, alsmede de relevante opleiding, te kalibreren en bedienen een FACS sorter. Helaas FACS sorteerders zijn duur en ze zijn niet altijd beschikbaar in elk laboratorium. Ofschoon de huidige protocol is geoptimaliseerd voor het isoleren en kweken muizen iNKT cellen verrijking hierin beschreven stappen kunnen ook worden gebruikt voor het isoleren en studie iNKT Language thymus emigranten (RTe 's) 16 en kan worden aangepast verrijken en karakteriseren van andere zeldzame T celpopulaties door FACS.

8 iNKT cellen uit de milt van drie muizen binnen 3 weken. iNKT cellen die op deze wijze het vermogen behouden om cytokines uitscheiden na stimulatie, waardoor ze bruikbaar zijn voor adoptieve overdrachtsexperimenten en de studie van iNKT celbiologie in vivo.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Material
recombinant murine IL-2 eBiosciences 14-8021
recombinant murine IL-12 eBiosciences 39-8122-65
recombinant murine IL-7 eBiosciences 14-8071
purified anti-mouse CD3e (145-2C11) eBiosciences 16-0032-86
purified anti-mouse CD28 (37.51) eBiosciences 16-0281-85
e450-conjugated anti-mouse CD19 (eBio1D3) eBiosciences 48-0193-82
e450-conjugated anti-mouse CD8α (53-6.7) eBiosciences 48-0081-82
FITC-conjugated anti-mouse CD5 (53-7.3) eBiosciences 11-0051-81
V500-conjugated anti-mouse CD3ε (500A2) BD biosciences 560771
anti-mouse CD5 (Ly-1) microbeads Macs Miltenyi Biotec 130-049-301
purified anti-mouse CD16/32 (2.4G2) Macs Miltenyi Biotec 130-092-575
MACS MS Columns Macs Miltenyi Biotec 130-042-201
Trypan Blue, 0.4% (wt/vol) Gibco 15250-061
RPMI 1640 medium Gibco 12633-020
1x PBS Gibco 10010-056 [Ca2+/Mg2+ - free]
Fetal calf serum Gibco 10270
L-Glutamine Gibco 25030-123
Penicillin-streptomycin Sigma-Aldrich P4458-100ML
Bovine serum albumin Sigma-Aldrich A7906-100MG
β-Mercaptoethanol Sigma-Aldrich M3148
Ethylenediaminetetraacetic acid  Sigma-Aldrich EDS-1KG
Ficoll-Paque plus GE Healthcare 71-7167-00 AF
Equipment
96-well plate F-bottom Greiner-bio one 657-160
24-well plate Greiner-bio one 665-180
6-well plate Greiner-bio one 655-180
15 ml falcon tube Greiner-bio one 188-271
50 ml falcon tube Greiner-bio one 227-261
70 µm filter Greiner-bio one 542-070
30 µm filter Millipore SVGP01050
MiniMACS separator Macs Miltenyi Biotec 130-042-102
MS Columns Macs Miltenyi Biotec 130-042-201
Water-jacketed CO2 incubator VWR
Hemocytometer VWR
Dissection Kit VWR
BD FACSAria III BD Biosciences

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Bendelac, A., Rivera, M. N., Park, S. H., Roark, J. H. Mouse CD1-specific NK1 T cells: development, specificity, and function. Annu Rev Immunol. 15, 535-562 (1997).
  2. Kronenberg, M., Gapin, L. The unconventional lifestyle of NKT cells. Nat Rev Immuno. 2, 557-568 (2002).
  3. Park, S. H., et al. The mouse CD1d-restricted repertoire is dominated by a few autoreactive T cell receptor families. J Exp Med. 193, 893-904 (2001).
  4. Zhou, D., et al. Lysosomal glycosphingolipid recognition by NKT cells. Science. 306, 1786-1789 (2004).
  5. Cardell, S., et al. CD1-restricted CD4+ T cells in major histocompatibility complex class II-deficient mice. J Exp Med. 182, 993-1004 (1995).
  6. Kawano, T., et al. CD1d-restricted and TCR-mediated activation of valpha14 NKT cells by glycosylceramides. Science. 278, 1626-1629 (1997).
  7. Drennan, M. B., Aspeslagh, S., Elewaut, D. Invariant natural killer T cells in rheumatic disease: a joint dilemma. Nat Rev Rheumatol. 6, 90-98 (2010).
  8. Terabe, M., Berzofsky, J. A. NKT cells in immunoregulation of tumor immunity: a new immunoregulatory axis. Trends Immunol. 28, 491-496 (2007).
  9. Molling, J. W., et al. Generation and sustained expansion of mouse spleen invariant NKT cell lines with preserved cytokine releasing capacity. J Immunol Methods. 322, 70-81 (2007).
  10. Chiba, A., et al. Rapid and reliable generation of invariant natural killer T-cell lines in vitro. Immunology. 128, 324-333 (2009).
  11. Gumperz, J. E., et al. Murine CD1d-restricted T cell recognition of cellular lipids. Immunity. 12, 211-221 (2000).
  12. Behar, S. M., Podrebarac, T. A., Roy, C. J., Wang, C. R., Brenner, M. B. Diverse TCRs recognize murine CD1. J Immunol. 162, 161-167 (1999).
  13. Watarai, H., Nakagawa, R., Omori-Miyake, M., Dashtsoodol, N., Taniguchi, M. Methods for detection, isolation and culture of mouse and human invariant NKT cells. Nature protocols. 3, 70-78 (2008).
  14. Houtz, B., Trotter, J., Sasaki, D. BD FACService TECHNOTES. 9, (4), (2004).
  15. Osborne, G. W. A method of quantifying cell sorting yield in 'real time'. Cytometry. Part A : the journal of the International Society for Analytical Cytology. 77, 983-989 (2010).
  16. Drennan, M. B., et al. The thymic microenvironment differentially regulates development and trafficking of invariant NKT cell sublineages. J Immunol. 193, 5960-5972 (2014).
Een geoptimaliseerde werkwijze voor het isoleren en Expanding Invariant Natural Killer T-cellen van Mouse Spleen
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Govindarajan, S., Elewaut, D., Drennan, M. An Optimized Method for Isolating and Expanding Invariant Natural Killer T Cells from Mouse Spleen. J. Vis. Exp. (104), e53256, doi:10.3791/53256 (2015).More

Govindarajan, S., Elewaut, D., Drennan, M. An Optimized Method for Isolating and Expanding Invariant Natural Killer T Cells from Mouse Spleen. J. Vis. Exp. (104), e53256, doi:10.3791/53256 (2015).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter