Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Biology

Повторное забор крови для анализов крови у взрослых данио рерио

doi: 10.3791/53272 Published: August 30, 2015

Abstract

Повторное сбора крови является одним из наиболее распространенных методов, выполненных на лабораторных животных. Тем не менее, не был создан нелетального протокол для сбора крови из рыбок данио. Предыдущие методы сбора крови из рыбок данио смертельны, как боковой разрез, обезглавливание и хвост абляции. Таким образом, мы разработали новый "повторное" метод сбора крови, и здесь присутствует подробный протокол с изложением этой процедуры. Этот метод минимально инвазивной и приводит к очень низкой скорости смертности (2,3%) по данио, что позволяет повторный отбор крови от того же индивида. Максимальный объем забора крови зависит от веса тела рыбы. Объем выборки для повторного крови с интервалом должно быть ≤0.4% от массы тела каждую неделю или ≤1% каждые 2 недели, которые были оценены по измерений гемоглобина в крови. Кроме того, гемоглобин, уровень глюкозы в крови натощак, плазма триацилглицерин (ТГ) и общая сУровни holesterol в мужских и женских взрослых рыбок данио были измерены. Мы также применили этот метод для изучения нарушение регуляции метаболизма глюкозы в диете-индуцированного ожирения. Этот метод сбора крови позволит много приложений, в том числе глюкозы и липидного обмена и гематологических исследований, что позволит увеличить использование рыбок данио, как модель человека болезнь организма.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Данио рерио набирают большую популярность в качестве ценного модели заболеваний человека, потому что их органы и генетики похожи на человеческие 1,2. В области биологии развития, многие исследования показали, что у рыбок данио и человека показать заметное сходство в кроветворении 3 гемостаза 4,5, и 6 миелопоэза. Взрослый данио также используются для изучения иммунологических 7, 8 и нейродегенеративных, связанных с ожирением заболеваний, потому что 9 эта модель организма акций общие пути с теми, нарушается в человеческих заболеваний. Для ожирения и связанных с ожирением заболеваний (сахарный диабет, жировой дистрофии печени и безалкогольные стеатогепатит и атеросклероз), данио глюкозы в крови и липиды уровни были тщательно расследованы в нескольких трансгенных и диеты индуцированных моделей ожирения 10-13.

Повторное взятие проб крови от отдельных животных снизит использование животных и разлrease межличностные различия. Тем не менее, повторное взятие проб технически сложно в небольших животных, таких как данио из-за их относительно небольшого объема крови и отсутствием легкодоступных сосудов. Некоторые методы для одноразового сбора крови от рыбок данио были разработаны, хотя эти методы имеют свои недостатки, в том числе летальности, связанную повреждение тканей и ограниченный объем крови. Например, 1-5 мкл крови могут быть собраны с боковой разрез приблизительно 0,3 см в длину в области дорсальной аорты 5. Обезглавливание с ножницами по прорезая плечевого пояса может собрать 5-10 мкл крови 10. Еще один удобный метод отбора проб крови хвост абляция 14. Пункции сердца один потенциальный альтернативный способ повторного забора крови из той же рыбы, но очень небольшое количество полученного (примерно 50 NL) с этой процедурой ограничивает количество анализов, которые могут быть perforмед 11. Соответственно, новый протокол необходим для того, чтобы отбор проб повторный нелетального крови, который будет критическим заранее для этого необходимо организму, чтобы быть стандартной моделью организм для человека заболеваний. Эта техника позволит для тестирования фармакологический ответ, открытие молекулярных биомаркеров для диагностики, определения прогноза и мониторинга различных заболеваний, таких как болезни обмена веществ, дегенеративные заболевания и несколько типов злокачественных новообразований.

Поэтому мы разработали минимально инвазивной способ получения крови из рыбок данио серийно 15. Здесь мы показываем, процедуру визуально и предоставить подробный протокол для этой техники. Используя этот метод, были оценены нормальное значение на основе различных параметров, в том числе гемоглобина, глюкозы крови натощак и липидов в крови здоровых взрослых рыбок данио. Кроме того, мы также оценивали ли этот метод подходит для исследований, которые требуют серийных образцов от мониторинг временные изменения уровня глюкозы в крови во время перекорм экспериментов.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Все процедуры на животных были одобрены этическим комитетом университета Миэ мимо, и были выполнены в соответствии с японской регулирования защиты животных "Закон о пособиях и управления Животные» (Министерство охраны окружающей среды Японии) и соответствовали международным руководящим принципам.

1. Подготовка иглы

ПРИМЕЧАНИЕ: Все эксперименты проводились под анестезией, и все усилия были сделаны, чтобы свести к минимуму страдания. Для эвтаназии, рыба были погружены в ледяной бане в (5 частей лед / 1 часть воды на ≤4 ° С) в течение ≥20 мин.

  1. Подготовьте стекло микрокапиллярных иглы, потянув стеклянный капилляр 1,0 мм наружный диаметр-с иглой съемник (рис 1А).
  2. Отрежьте кончики игл косо использованием тонких ножниц (рис 1б). Идеальный диаметр наконечника должен быть примерно 100 - 200 мкм (рис 1в). Если кончик diameteг является слишком узким, кровь не войдет в иглу.
  3. Растворить в физиологическом растворе гепарина с концентрацией 5 мг / мл.
  4. Поставьте перфорированного отверстия иглы в конце носика сборки аспиратор трубки и удерживайте мундштук в рот, или подключите иглу в дозатор лампы. Погрузитесь наконечник в раствора гепарина иглы, и heparinize иглу с помощью отсоса и дует через раствор (рис 1D и 1E).
    Примечание: Узел аспиратор трубки был использован для криоконсервации спермы данио 16. Длинные резиновая трубка может остановить любую кровь летит в рот. Установка фильтра в полпути трубы можно избежать опасности.
  5. Храните гепаринизированные иглы в 10-см чашки Петри и воздушно-сухой, по крайней мере 1 час. Большое количество игл может быть подготовлен заранее.

2. Анестезия

  1. Подготовка раствора анестетика в небольшом пластиковом корпусе путем смешивания 200 мл воды рыбы со 100 мкл 2-феноксиэтанол (2-ФИЗ РА). Конечная концентрация анестетиков 500 частей на миллион.
    ВНИМАНИЕ! 2-РЕ имеет быстрый эффект.
  2. Удалить нужное количество рыбы (штамм АВ) из системы циркуляции.
  3. Используйте сеть, чтобы передать рыбу в анестезиологии для 1 - 2 мин (рис 1F). Соблюдайте рыбу постепенно плавать, распространение грудные плавники горизонтально, удушье, и есть быстрые движения крышечкой в ​​течение 1 мин.
  4. Как время идет, наблюдать рыба лежала на дне корпуса и, наконец, перестать плавание. Хирургическая плоскость анестезии достигнет, когда рыба перестает задыхаться и движения крышечкой медленно. В этот момент, рыба будет готова для сбора крови.
  5. Использование скиммер поднять наркозом рыбу из 2-PE и осторожно положите его на бумажное полотенце, смоченной анестетиков (рис 1G). Обложка голову рыбы с мягкой ткани, смоченной бумаги также с решением 2-PE, чтобы предотвратить сухость глаз и использовать другой сухой бумаги мягких тканей мягковысушить поверхность тела.

Сборник 3. Кровь

  1. Поставьте гепаринизированную иголку в конце носика сборки аспиратор трубки (или дозатора лампы) и удерживайте конец мундштука сборки аспиратор трубки в рот.
  2. Возьмитесь за конец головка и игла вместе, и тщательно удалить мешающие весы с кончика иглы. Вставьте иглу в 30 - 45 ° угол в месте сбора крови. Избегайте прокола желудочно-кишечного тракта (рис 1H). В случае использования лампы дозатор, нажмите лампу с большим и средним пальцем, и блокировать отверстие на кончике лампы с первым пальцем, затем вставить иглу, как описано выше.
    Примечание: сайт для сбора крови вдоль оси тела и кзади от ануса в области дорсальной аорты. Дорсальной аорты (ДА) и задний кардинальное вены (PCV) только вентрально позвоночника (рисунок 2).
  3. Начните сосатьмундштук конец сборки трубы аспирации, когда игла чувствовал прикосновения позвоночник. Если кровь не поднимается, переместите кончик иглы тонко вручную, чтобы поощрять приток крови. Обратите внимание, что когда-то в крови повышается в иглу, немедленно перестать трястись и сосать мягко (рис 1i). В случае использования лампы дозатор, выпустить давление колбы для аспирации крови.
  4. Соблюдайте кровь будет медленно подниматься в иглу в пульсирующей манере без всасывания, которая, вероятно, из-за артериального давления. Таким образом, нет необходимости, чтобы сосать, если игла проникает в артерии.
  5. Остановка всасывания после соответствующего объема крови собирают. Снимите иглу из рыбы и нажмите места прокола с использованием бумаги мягких тканей, чтобы остановить кровотечение. Соблюдайте кровотечение остановить примерно через 10 - 20 сек давления пальца (рис 1J).
  6. После остановки кровотечения, немедленно передать рыбу обратно в НКУтеплой воде (~ 28 ° С) бака. Помощь рыбу, чтобы восстановить, осторожно вращая воду к жабр, пока он не начинает плавать.
    Примечание: Держите до 5 postsampling рыбы в 2 л бак и подключить бак циркуляционной системы для оксигенации рыбу. Добавление антибиотиков в воде рыба не является необходимым. Поддерживать рыбы с нормальным жильем и кормления.
  7. Выгнать кровь из иглы на экологически чистом районе кусок парафильма (рис 1K).
  8. Измерьте уровень глюкозы в крови с помощью каких-либо коммерческих портативных глюкометра (рис 1L).
    Примечание: глюкометр использует дегидрогеназы глюкозы-флавинадениндинуклеотид электрод и требует объем образца 0,6 мкл.
    1. Вставьте тест-полоску полностью в метр и непосредственно коснуться капли крови. Соблюдайте ничью крови в тест-полоски автоматически и получить глюкозы в крови результат 5 сек на площади дисплея. Запишите результат и выбросьте тест-полоску. ИспользоватьНовый тест полоски для каждого измерения.
  9. (необязательный этап) проводить точные количества крови с помощью пипетки и передачи кровь микроцентрифужных трубки для дальнейших анализов (гемоглобина, триглицеридов (ТГ), общего холестерина и т.д.). При необходимости, разбавить цельной крови от одной рыбы с физиологическим раствором. Центрифуга образцы крови в течение 3 мин при 680 х г при комнатной температуре и собирают плазму. Передача плазму в новую пробирку. В этот момент, она готова для использования в биохимических анализов.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Этот метод сбора крови вызывает минимальное повреждение рыбок данио (а <1 мм пункции; рис 1J) и дает очень низкий уровень смертности 2.3%. Мы исследовали максимальный объем крови, что может быть собрана из одного рыбы и оценены отношения к его массе тела (рисунок 3). Мы обнаружили, что максимальный объем крови собирали была линейно коррелирует с массой тела (R = 0,813). Наибольший объем крови собирали из отдельных рыб (масса тела = 1.071 г) 25 мкл, а наименьший объем в 1,3 мкл из рыбы весом 0,115 г. Это говорит о том, что максимальный объем крови, собранной в зависимости от веса тела данио.

Биохимический анализ гемоглобина, глюкозы в крови, ТГ и общего холестерина проводили после сбора крови (таблица 1). Мужчина и женщина здоровый взрослый данио (4-6 месяцев) не кормили в течение 18 часов до Collecti кровина. Биохимический анализ показал, что нормальное значение гемоглобина (мужчина 9,91 ± 0,49 г / дл и женщина 10.02 ± 0.48 г / дл) и ТГ (мужчина 417 ± 45 мг / дл и женщина 404 ± 35 мг / дл) существенно не отличаются между двумя группами. Тем не менее, глюкозы в крови натощак и общего холестерина мужского группы (44 ± 3 мг / дл и 365 ± 18 мг / дл, соответственно) были значительно ниже (р <0,05), чем женской группы (69 ± 3 мг / дл и 511 ± 52 мг / дл, соответственно).

В то время как минимальная травма данио использованием настоящего способа позволяет повторный отбор крови от того же индивида, эффекты повторного забора крови не были оценены. Мы исследовали эти эффекты с использованием измерений уровня гемоглобина в крови (рис 4). Как мы показали в предыдущей публикации 15, взрослый мужчина весом приблизительно рыбы 0,5 г каждый были назначены четыре группы. Повторное выборки крови(2 мкл каждый раз) той же индивидуальной рыбы один раз в день в течение 7 дней (в общей сложности семь образцов крови) привели к значительному снижению <0,01) уровня гемоглобина от 10,82 ± 0,78 г / дл 2,38 ± 0,8 г / дл. Удаление 2 мкл крови каждые 2 дня или одной коллекции 5 мкл в неделю также дали значительное снижение <0,05) уровней гемоглобина. Кроме того, через неделю после одного сбора 2 мкл образца крови, уровень гемоглобина были немного ниже нормы (8,11 ± от 1,15 г / дл в 7,15 ± 1,17 г / дл). Уровни гемоглобина не было эффектов после одной коллекции 2 или 5 мкл образца крови для 2-недельного периода восстановления. Таким образом, мы пришли к выводу, что повторное собрание 2 мкл крови (0,4% от массы тела) в неделю или 2-5 мкл (0,4-1% от массы тела) за 2 недели от индивидуального рыбы можно избежать потери анемии в крови.

Кроме того, мы применили этот метод к изучению GlucOSE метаболизм. Изменения уровня глюкозы в крови каждого человека в нормальной группе диеты (один раз в день подачи) и перекармливание группы (пять ежедневных кормлений) наблюдали в течение 5-недельного периода. Нормальная диета кормили рыбок данио (рыба A, B, C), выставлены стабильный уровень сахара в крови все время, в то время как перекормили рыбок данио (рыба D, E, F), испытали высокие уровни глюкозы в крови в начале недели 1, и поддерживается этот гипергликемия состояние в течение 5-недельного периода исследования (рис 5).

Фигура 1
Рисунок 1:. Порядок сбора крови из взрослых данио рерио (А) Стеклянные иглы получают с использованием иглы съемник. (Б) Резка кончик иглы под углом с помощью тонких ножниц. (C) нарезанные иглы с диаметром кончика около 135 мкм. Масштаб бар = 1 мм. (D), сбора крови устройства: аспиратор трубкив сборе (слева) и дозатор лампы (справа). Стрелки указывают на револьвер для хранения микрокапиллярных иглу. Стрелка показывает мундштук сборки аспиратор трубки. Игла расположена в конце наконечник до отбора проб. (Е) Heparinizing иглу. (F) наркозом рыбу. (G) Поместите рыбу на бумажное полотенце, смоченной анестетиков. (Н) Вставьте иглу в угол 30-45 ° в месте сбора крови. (I), в крови растет в иглу. (J), кровотечение остановилось и <650 мкм прокол кружил и показано на большом увеличении. (К) Высылка кровь из иглы на часть парафином. (L) Измерение уровня глюкозы в крови с помощью глюкометра.

Рисунок 2
(а) белая линия показывает место прокола для сбора крови, которая проходит вдоль оси тела и кзади от заднего прохода в области спинного аорты. (Б) первичные сосуды спинной аорты и задней кардинальной вены; они расположены брюшной позвоночника. S, позвоночника; Д.А., спинной аорты; ПВХ, задняя кардинальная вена.

Рисунок 3
Рисунок 3:. Отношения максимальный объем крови Отбор проб и массы тела в общей сложности 83 рыбок данио (2-6 месяцев, 42 мужчин и 41 женщины) прошли максимальный набор крови.

Рисунок 4
Рисунок 4:. Изменения уровня гемоглобина в течение 1-недельного периода с повторными крови выборки 2мкл образца крови отбирали из того же индивидуального рыбы в день, раз в 2 дня, один раз в неделю или 5 мкл один раз в неделю (п = 5). Уровни гемоглобина в каждой группе до сбора крови (день 0, белая полоса) и после отбора проб крови (повторного 7 дней, серый бар) показаны. Значения являются средством ± стандартная ошибка среднего (SEM). * Р <0,05, ** р <0,01 по сравнению с днем 0. адаптированного из работы. 15.

Рисунок 5
Рисунок 5:. Изменения в крови натощак глюкозы концентраций шесть отдельных самец в течение 5-недельного периода Рыба А, В и С были нормальная диета группа. Рыба D, Е и F были перекормили группа.

Таблица 1
Таблица 1: гемоглобин, глюкоза крови, ТГ и общего холестерина Уровни для мужчин иЖенский Данио рерио 4 - 6 месяцев.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Мы представляем здесь подробный протокол для последовательного получения крови из взрослых данио. Этот метод прост в выполнении и мы используем его в лаборатории на ежедневной основе. Этот метод сбора крови основан на введении стеклянного капилляра иглу в спинной аорты данио в. Во время этой процедуры, очень важно быть осторожным, чтобы не удалять позвоночник, потому что это является критерием для поиска спинной аорты. Снижение травму позвоночника улучшит выживаемость. Хотя этот метод является простым и легким в освоении, есть лучшие практики, которые могут обеспечить высокий успех и выживаемость. Умелый исследователь займет 1-2 минут, чтобы провести процедуру забора крови (протокол 2.3 до 3.6, что время, когда рыба, вытащенная из воды). Чтобы сэкономить время в крупных экспериментов, дважды команда Подход рекомендуется осуществлять сбор крови. Например, один исследователь может выполнить забор крови, в то время как вторая может обрабатыватьрыба, выполнить анестезию и анализировать собранную кровь (измерение уровня глюкозы в крови, запись, или перемещение крови в микроцентрифужных трубки, и т.д.).

С помощью этого метода, мы показали, что максимальный объем крови образца, которые могут быть собраны из отдельных рыб составляет примерно 2% от массы тела независимо от пола 15, предполагая, что общее объема циркулирующей крови из данио больше 2% от массы тела. Предыдущие исследования показали, что костистых рыб (Osteichthyes SPP., И Salmo gairdneri gairdneri) обладают общий объем крови в диапазоне от 1.8-3.8% от массы тела 17,18, таким образом, мы прогнозируем, общее объема циркулирующей крови данио быть 2-3.8% от массы тела у рыбок данио. Для одного сбора крови, мы настоятельно рекомендуем, что отбор проб крови должны быть выполнены из 3 месяцев или> 0,3 г веса тела у рыбок данио, чтобы получить? 5 мкл крови. Это неeworthy, что приблизительно половина данио выжили, хотя 2% от массы тела в крови была удалена, который показал, что данио могут хорошо справляться с потерей крови.

Наиболее существенным преимуществом этого метода является то, что она позволяет забор крови из повторный того же индивидуума. Мы определили оптимальный объем и частоту отбора проб крови путем измерения изменений в уровнях гемоглобина (рисунок 4). Мы рекомендуем, что объем и интервал для отбора проб крови повторного быть ≤0.4% от массы тела в неделю и ≤1% массы тела в 2 недели, чтобы избежать потери крови анемии и геморрагического смерть. Этот вывод согласуется с практикой принципов для повторного забора крови модельных грызунов животных 19,20.

Если эксперимент позволяет жертву данио, игла может быть вставлена ​​в положении вдоль оси тела, кзади от жабр в области дорсальной аорты в troubleshooting или альтернативный метод. Этот сайт находится рядом с сердцем и аорты является относительно большой, который может сделать процедуру сбора крови легче.

Данио рерио были успешно использованы при моделировании взаимосвязанных условия обмена синдромов, в том числе сахарного диабета, ожирения 21,22 23,24, жировой болезни печени и атеросклерозе 25 26. Кроме того, мы применили этот метод, чтобы наблюдать метаболизм глюкозы в диете-индуцированного ожирения (рис 5). Подобно млекопитающих, данио также разработали аномальные гликолипид метаболизм, когда кормили высоким содержанием жиров. Изменения в глюкозы в крови натощак каждого человека показали, индивидуальные различия в ответ на перекорм же, в людях 15,27. Этот результат показывает, что исследование временных изменений в биохимических показателей крови отдельных рыб будет обеспечить хорошую возможность, чтобы определить индивидуальные различия в метаболических нарушений суч, как ожирение и сахарный диабет 2 типа, таким образом, дополнительно подтвердив свое значение в качестве животной модели для человека болезни.

В целом, мы разработали новый метод для повторного забора крови из взрослых данио. Этот метод имеет важное значение для исследования данио, требующего повторных проб крови, такие как исследования токсикокинетических фармакокинетики и гематологии. Кроме того, это повторяется метод отбора проб крови также могут быть применены к другой небольшой аквариумных рыб в биомедицинских исследованиях, например, оризии (Oryzias latipes) или Xiphophorus (Xiphophorus helleri).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Glass capillaries with filament Narishige GD-1 1.0 mm outer diameter.
Needle puller Narishige PC-10 To produce the needles
Heparin Wako Pure Chemical Industries 081-00136 For heparinization
Aspirator tube assembly Drummond 2-040-000 For blood collection
Bulb dispenser Drummond 1-000-9000 For blood collection
2-phenoxyethanol Wako Pure Chemical Industries 163-12075 For anesthetizing the fish
DRI-CHEM3500V Fujifilm - For hemoglobin measurement
DRI-CHEM Slides Fujifilm Hb-WII For hemoglobin measurement
Glutest Neo Super Sanwa Kagaku Kenkyusho - For bood glucose measurement
Wako L-type TG kit Wako Pure Chemical Industries 464-44201 For TG measurement
Wako L-type CHO kit Wako Pure Chemical Industries 460-44301 For total cholesterol measurement
Parafilm M Alcan Packaging PM996 To expel the blood on

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Lieschke, G., Currie, P. Animal models of human disease: zebrafish swim into view. Nat Rev Genet. 8, (5), 353-367 (2007).
  2. Penberthy, W. T., Shafizadeh, E., Lin, S. The zebrafish as a model for human disease. Front Biosci. 7, d1439-d1453 (2002).
  3. Stachura, D. L., Traver, D. Cellular dissection of zebrafish hematopoiesis. Methods Cell Biol. 101, 75-110 (2011).
  4. Jagadeeswaran, P., Sheehan, J. P. Analysis of blood coagulation in the zebrafish. Blood Cells Mol Dis. 25, (3-4), 239-249 (1999).
  5. Jagadeeswaran, P., Sheehan, J. P., Craig, F. E., Troyer, D. Identification and characterization of zebrafish thrombocytes. Br J Haematol. 107, (4), 731-738 (1999).
  6. Lieschke, G. J., Oates, A. C., Crowhurst, M. O., Ward, A. C., Layton, J. E. Morphologic and functional characterization of granulocytes and macrophages in embryonic and adult. Blood. 98, (10), 3087-3096 (2001).
  7. Iwanami, N. Zebrafish as a model for understanding the evolution of the vertebrate immune system and human primary immunodeficiency. Exp Hematol. 42, (8), 697-706 (2014).
  8. Babin, P. J., Goizet, C., Raldua, D. Zebrafish models of human motor neuron diseases: advantages and limitations. Prog Neurobiol. 118, 36-58 (2014).
  9. Seth, A., Stemple, D. L., Barroso, I. The emerging use of zebrafish to model metabolic disease. Dis Mod Mech. 6, (5), 1080-1088 (2013).
  10. Eames, S. C., Philipson, L. H., Prince, V. E., Kinkel, M. D. Blood sugar measurement in zebrafish reveals dynamics of glucose homeostasis. Zebrafish. 7, (2), 205-213 (2010).
  11. Moss, J. B., et al. Regeneration of the pancreas in adult zebrafish. Diabetes. 58, (8), 1844-1851 (2009).
  12. Oka, T., et al. Diet-induced obesity in zebrafish shares common pathophysiological pathways with mammalian obesity. BMC Physiol. 10, (21), (2010).
  13. Chu, C. Y., et al. Overexpression of Akt1 enhances adipogenesis and leads to lipoma formation in zebrafish. PLoS One. 7, (5), e36474 (2012).
  14. Velasco-Santamaría, Y. M., Korsgaard, B., Madsen, S. S., Bjerregaard, P. Bezafibrate, a lipid-lowering pharmaceutical, as a potential endocrine disruptor in male zebrafish (Danio rerio). Aquat Toxicol. 105, (1-2), 107-118 (2011).
  15. Zang, L., Shimada, Y., Nishimura, Y., Tanaka, T., Nishimura, N. A novel, reliable method for repeated blood collection from aquarium fish. Zebrafish. 10, (3), 425-432 (2013).
  16. Carmichael, C., Westerfield, M., Varga, Z. M. Cryopreservation and in vitro fertilization at the zebrafish international resource center. Methods Mol Biol. 546, 45-65 (2009).
  17. Thorson, T. B. The partitioning of body water in Osteichthyes: phylogenetic and ecological implications in aquatic vertebrates. Biol Bull-US. 120, 238-254 (1961).
  18. Conte, F. P., Wagner, H. H., Harris, T. O. Measurement of blood volume in the fish (Salmo gairdneri gairdneri). Am J Physiol. 205, 533-540 (1963).
  19. Diehl, K. H., et al. A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. J Appl Toxicol. 21, (1), 15-23 (2001).
  20. Nahas, K., Provost, J. -P., Baneux, P. H., Rabemampianina, Y. Effects of acute blood removal via the sublingual vein on haematological and clinical parameters in Sprague-Dawley rats. Lab Anim. 34, (4), 362-371 (2000).
  21. Curado, S., et al. Conditional targeted cell ablation in zebrafish: a new tool for regeneration studies. DevDyn. 236, (4), 1025-1035 (2007).
  22. Andersson, O., et al. Adenosine signaling promotes regeneration of pancreatic beta cells in vivo. Cell Metab. 15, (6), 885-894 (2012).
  23. Hiramitsu, M., et al. Eriocitrin ameliorates diet-induced hepatic steatosis with activation of mitochondrial biogenesis. Sci Rep-UK. 4, 3708 (2014).
  24. Zang, L., Shimada, Y., Kawajiri, J., Tanaka, T., Nishimura, N. Effects of Yuzu (Citrus junos Siebold ex Tanaka) peel on the diet-induced obesity in a zebrafish model. J Funct Foods. 10, 499-510 (2014).
  25. Schlegel, A. Studying non-alcoholic fatty liver disease with zebrafish: a confluence of optics, genetics, and physiology. Cell Mol Life Sci. 69, (23), 3953-3961 (2012).
  26. Stoletov, K., et al. Vascular lipid accumulation, lipoprotein oxidation, and macrophage lipid uptake in hypercholesterolemic zebrafish. Circ Res. 104, (8), 952-960 (2009).
  27. Thomas, C. D., et al. Nutrient balance and energy expenditure during ad libitum feeding of high-fat and high-carbohydrate diets in humans. Am J Clin Nutr. 55, (5), 934-942 (1992).
Повторное забор крови для анализов крови у взрослых данио рерио
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Zang, L., Shimada, Y., Nishimura, Y., Tanaka, T., Nishimura, N. Repeated Blood Collection for Blood Tests in Adult Zebrafish. J. Vis. Exp. (102), e53272, doi:10.3791/53272 (2015).More

Zang, L., Shimada, Y., Nishimura, Y., Tanaka, T., Nishimura, N. Repeated Blood Collection for Blood Tests in Adult Zebrafish. J. Vis. Exp. (102), e53272, doi:10.3791/53272 (2015).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter