Introduction
En funksjonell vaskulær tilgang kanal er av avgjørende betydning for pasienter med nyresvikt som er avhengige av kronisk hemodialyse for å holde seg i live. Byggingen av en arteriovenøs fistel (AVF) er i dag det foretrukne valget for vaskulær tilgang. Men AVF relaterte komplikasjoner utgjør en viktig årsak til sykelighet hos pasienter med kronisk hemodialyse. Til tross for omfattende vitenskapelige innsats, ingen av romanen tilnærminger for å redusere AVF tilgang relaterte komplikasjoner resultere i vesentlig forbedring av AVF holdbarhet. En del av dette skuffende fremgang gjelder ufullstendig forståelse av de underliggende patofysiologien ved hemodialyse tilgang svikt.
For å løse patofysiologien av AV-tilgang svikt, dyremodeller som tett etterligne menneskelig patologi er av største betydning. I denne forbindelse ikke bare dyrearter, men også anastomosestedet, den nødvendige anti-coagulatory terapi og varigheten av oppfølging etter bølgery bør tas i betraktning en. Mens store dyr som er mest egnet for intervensjonsstudier som mål å utvikle nye terapeutiske strategier, murine modeller har størst potensial for å få mer innsikt i de molekylære mekanismene bak AV tilgang svikt på grunn av tilgjengeligheten av transgene mus. I tillegg kan et stort antall av mus anvendes for dette formål ved lavere kostnader sammenlignet med større dyr bruk.
Den første murine modellen av AVF svikt ble beskrevet i 2004 av Kwei og et al. 2 I denne modellen, ble AVFs konstruert ved å bruke karotid arterien og jugular venen i en ende-til-ende-måte ved anvendelse av et intravaskulært kateter. Denne modellen kan være nyttig å studere tidlig venøs tilpasning i AVFs selv om den ende-til-ende-konfigurasjon og tilstedeværelsen av et intravaskulært kateter begrenser gyldigheten av denne modell for human AVFs. En forbedret AVF modell ble introdusert av Castier og et al. 3, hvor enden avkarotidarterien er koblet til den side av halsvenen. Imidlertid er AVFs i hemodialysepasienter vanligvis konstruert av anatomizing enden av en blodåre til siden av en arterie. Den eksakte konfigurasjonen av AVF er en avgjørende egenskap ved en AV tilgang modell siden det bestemmer den hemodynamiske profil i ledningen 4. Sistnevnte er en viktig bidragsyter til endotelial dysfunksjon og påfølgende utvikling av intima hyperplasi (IH) 5.
En roman murine modellen ble nylig utviklet med en identisk anatomisk konfigurasjon som benyttes hos mennesker 6. I denne modellen blir AVF opprettet i C57BL / 6 mus ved anastomosering av enden av en gren av den ytre halsvenen til den side av den felles halsarterie med avbrutte suturer. I denne artikkelen fokuserer vi på mikrokirurgisk prosedyre av denne modellen for å lette den utbredte bruken av denne murine modell, forsøkte å løse komplekse patofysiologiav hemodialyse tilgang svikt.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle forsøkene ble godkjent av komité for dyrevelferd i Leiden University Medical Center.
1. Animal Forberedelse og anestesi
- Anesthetize mus (1-3 måneder gammel) i en kontinuerlig bedøvelse induksjon kammer fylt med 3-4% isofluran.
- Barbere ventral side av halsen og innsiden delen av venstre låret ved hjelp av en elektrisk barberhøvel og bruke et stykke tape for å fjerne hår.
- Påfør okulær salve på begge øyne.
- Plasser dyret på varmeteppet som nesen ventilasjon maske er fast. Fiksere hodet til nesen maske med tape.
- Lever isofluran ved en konsentrasjon på 1,5-2,0% ved å bruke oksygenanriket luft innstilt på følgende mengde: luft 0,3 l / min, 100% oksygen 0,2 l / min. Knip huden mellom tærne for å vurdere anestesidybden og justere konsentrasjonen av isofluran ved behov.
- Fikserer dyret tilvarmeteppet med teip på alle lemmer som er satt til ca 37 ° C i en liggende stilling.
- Injisere buprenorfin løst i natriumklorid (NaCl) 0,9% ved en dose på 0,1 mg / kg sammen med 0,5 ml steril NaCl 0,9% subkutant i flanken av dyret.
- Påfør klorheksidin skjær 0,5% til den klargjorte området.
2. Skin Innsnitt
- Plasser dyret under mikroskop med hodet mot kirurgen.
- Gjør et langsgående snitt på ca 1,5 cm i midtlinjen av ventral halsen ved hjelp av en mikrosakse.
- Grab spyttkjertler med pinsett og forskyve den høyre spyttkjertelen kranialt til den er delvis utenfor såret.
3. Dissecting og Klar Vein
- Identifisere og uten omsvøp dissekere dorsomedial gren av høyre ytre halsvenen helt fra sin perivaskulær vev ved å spre bare enlangside og i retning av blodkaret.
- Plasser en loop (10,0 sutur) rundt dissekert venen og bruke en knute uten å låse den.
4. Ta av sternocleidomastoideus
- Bruk pinsett, uten omsvøp dissekere rett sternocleidomastoideus fra sine omgivelser ved å spre langs grensen. Plasser et par åpne tang under isolerte muskler og ligate det proksimalt og distalt med en 6,0 sutur. Deretter skjære i muskelen ved hjelp av en cauterizer.
5. Dissecting og Forbereder arteria carotis communis
- Identifisere og dissekere høyre arteria carotis communis bruker tang. Plasser en 6,0 suturtråden rundt arterien for å hjelpe til manipulering av arterien.
- Påfør vaskulære klemmer som distalt og proksimalt som mulig.
- Gjøre et langsgående snitt i midten av arterien på omtrent 1 mm ved hjelp av spesialiserte mikrosakse.
- skyllarterien med en heparin-løsning [100 IE / ml] inntil beholderen er fri for blod.
- Måle og justere lengden av snittet hvis det er nødvendig for å passe til bredden av det vaskulære klemmen [1,1 mm].
6. Ligering av Vein
- Påfør en vaskulær klemme proksimalt av den allerede forberedt venen og plassere en sutur tråden rundt venen.
- Påfør forsiktig hale trekkraft til venen ved hjelp av en haemostat som er plassert på sutur tråden og ligate venen som distalt som mulig ved å bruke 10,0 sutur som ble plassert tidligere.
- Skjær venen ved hjelp av en saks bare proksimalt til ligering.
- Ved hjelp av vaskulære tang, forsiktig åpne lumen av venen og skylle den med en heparin-løsning [100 IE / ml].
7. Opprettelse av Anastomose del 1
- Koble venen til arterien med en avbrutt sutur (10,0) med 2 kvadrat knop ved klokken tolv posisjon etterfulgt av en sutur på seks o 'klokke posisjon. Sørg for å koble venen til arterie uten at det å rotere rundt sin egen akse. Roter dyr for å forbedre den kirurgiske eksponering.
- Plasser en sutur tråden rundt venen og bruke milde lateral trekkraft ved hjelp av en haemostat.
- Bruke samme avbrutte suturer, fullføre anastomosen ved å plassere ca 3-4 ekstra sting på den synlige ventral siden av anastomose.
8. Heparin Administrasjon
- Roter varmeteppet 180 ° og fokusere mikroskopet på venstre låret.
- Identifisere lårvenen / arterie / nervebunt ved å se etter en vaskulær struktur som går i lengderetningen i den mediale del av det øvre ben og kan ses gjennom huden. Gjøre et snitt med mikrosakse på omtrent 1 cm direkte over den femorale vene i en langsgående måte.
- dissekere perivaskulær vev av lårvene nøye og injisere heparin ved en dose of 0,2 IU / g kroppsvekt i den femorale vene.
9. Opprettelse av Anastomose del 2
- Gå tilbake til nakken og fjerne sutur tråden som ble plassert rundt venen.
- Plasser en sutur tråd (6,0) som senere passerer under halspulsåren, over venen og igjen under den halspulsåren. (Figur 1L)
- Fjern den venøse vaskulære klemmen.
- Deretter vri halv fullført arteriovenøs fistel 180 ° langs aksen til halsarterien med klokken ved samtidig å vri både de vaskulære klemmer og anvende mediale trekkraft til endene av suturtråden.
- Gjennomføre anastomose på samme måte som er beskrevet i trinn 7,2.
10. Vaskulær Clamp Removal
- Fjern sutur tråden og roter vaskulære klemmer 180 ° mot klokken.
- Fjern det distale vaskulære klemmen, fulgt av den nære vaskulære klemmen. <li> Vurdere åpenheten til det anastomose ved å forsiktig occluding venøse utstrømming kanalen med vaskulære tang. I tilfelle av et patent anastomose, vil pre-okkluderende seksjon venøs ekspandere på en pulserende måte. Flytt rett spyttkjertelen til de opprinnelige anatomiske posisjon ved hjelp av tang.
11. Skin Closure og Postoperativ Care
- Lukk huden på øvre ben med en uavbrutt sutur (6,0).
- Lukk huden på halsen med en uavbrutt sutur (6,0).
- Ta dyret fra varmeteppet og injisere 0,5 ml NaCl 0,9% subkutant.
- Plasser dyret i et mørkt bur som er oppvarmet med varmelampe og la det få fullt. Når et dyr ikke komme seg helt, sørg for at den ikke lider av en hemodynamisk sjokk på grunn av blødning i operasjonsområdet. Se etter tegn, slik som et oppsvulmet hals og lekkasje av blod.
- Etter ca 6 timer etter første injeksjon av buprenorphine, injiserer en enkelt dose av en formulering med vedvarende frigivelse av buprenorfin subkutant i en dose som er anbefalt av produsenten, for å tilveiebringe adekvat analgesi i ytterligere 72 timer.
12. Tissue Høsting
- Bedøve dyret med et anestetikum-blanding inneholdende midazolam (5 mg / kg), medetomidin (0,5 mg / kg) og fentanyl (0,05 mg / kg) administrert intraperitonealt.
- Fiksere dyret i liggende stilling ved å sette nåler gjennom potene og kinn i en ikke-oppvarmet silikon matte.
- Lag et snitt på ca 1,5-2,0 cm over arret i nakken med mikro saks.
- Dissekere AVF, og plassere sutur tråder (6,0) rundt proximal-, distale arterie og venøs utstrømning veier for enkel identifisering.
- Vurdere åpenheten til det AVF som er beskrevet i kapittel 10.3 i protokollen.
- Åpne bukhulen ved å utføre en medial laparotomi usynge mikro saks.
- Skjær gjennom venstre og høyre ventral brystkassen ved hjelp av en saks som starter caudally i medioklavikularlinje. Ved hjelp av en mikro saks, transekt membranen som er festet til den midtre delen av ventral brystkassen og senere fortrenge denne delen kranialt ved hjelp av tang.
- Finn dårligere cava venen og transekt den med en mikro saks.
- Sette inn en nål 23 gauge nål i den venstre ventrikkel og perfuse med PBS ved et trykk på ca. 100 mmHg inntil intravasal væsken er nesten klar.
- Uten å fjerne nålen, nå perfuse med 4% formalin i 10 minutter ved et trykk på ca. 100 mmHg.
- Eksisere AVF av transecting både arterier og en vene med mikro saks og senk den i en 4% formalin løsning O / N.
13. Tissue Inkludering og Seksjonering
- Behandle vev til parafin i henhold til fremstillingen s-protokollenl. Protokollen anvendt bestod av følgende:
- Dyppe i etanol 70% i 1 time ved RT. Gjenta 2x.
- Dyppes i 96% etanol i 1 time ved RT. Gjenta 2x.
- Dyppe i Etanol 99,5% etter 1 time ved RT. Gjenta en gang.
- Dyppe i Etanol 99,5% i 1,5 timer ved romtemperatur.
- Dyppes i xylen 100% i 1 time ved RT. Gjenta en gang.
- Fordyp deg i Parafin for en time ved 62 ° C. Gjenta 2x.
- Bygg inn AVF i parafin slik at venøs utstrømning veiene er orientert vinkelrett på innebygging kassetten.
- Ved hjelp av en mikrotom, skape 12 serielle seksjoner som hver består av 30 seksjoner med en 5 um tykkelse. Så for hver serie seksjon, plasserer en del på en enkel montering glass fra posisjon en opp til tolv på en ryddig måte å starte med området nærmest anastomose.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Etter opprettelsen av anastomosen (figur 1), bør åpenheten vurderes av kort tid okkludering av den venøs utstrømning kanalen med en vaskulær tang. Når anastomosen er patentet, bør den vaskulære kanalen proksimalt for okklusjon klart ekspandere på en pulserende måte. I tillegg er åpenheten bekreftes ved hjelp av nær-infrarød fluoroskopi (NIRF) som i praksis fungerer som en angiografi (figur 2). En svikt i den kirurgiske prosedyren kan føre til en tilstopping av den anastomose som er avbildet i (figur 2). Denne feilen kan være forårsaket av en for smal anastomotic område, torsjon av fartøyene, utilstrekkelig heparin dose eller en utilsiktet sutur plassering som forbinder forsiden av anastomose til baksiden.
På et histologisk nivå, kan prosessen med vaskulær remodellering i AVF undersøkes elegant å bruke denne modellen. Vaskulær remodellering i AVF oppstår som et resultat avøkning i blodstrømmen og trykk. I mus, er denne reaksjon kjennetegnet ved en økning i omkrets (f.eks ytre ombygging) som fører til en økning i luminal område i de første 2 uker etter operasjonen. Etter disse 2 ukene, luminal området gradvis reduseres på grunn av en stopp i den ytre ombygging og pågående fortykkelse av tunica intima. Dannelsen av disse progressive stenotiske lesjoner resulterer i tilstopping av 50% av AVF ved 4 uker etter operasjonen. Derfor ville det optimale tidspunkt for å høste AVFs være ved 2 uker etter operasjonen, fordi i denne fasen, er fremdeles mulig riktig analyse av den vaskulære respons i patent AVF. Farging av venøs utstrømning kanalen ved 2 uker etter operasjonen viser at cellerommet i intima består hovedsakelig av alfa-glattmuskel aktin (α-SMA) positive celler (figur 3), som observert i humane mislykkede AVFs samt 7.
I betraktning av kompleksiteten av mikro prosedyre, er det realistisk å regne med teknisk svikt av fremgangsmåten i en andel av musene. I våre hender, suksessen rate av prosedyren var 67% i begynnelsen. Men med videre opplæring denne prisen ble økt til 97%. Den viktigste årsaken til svikt var blødning (60%), etterfulgt av akutt trombose (27%) og anesthesia- dødsfall (13%). Etter tilstrekkelig trening, kan den kirurgiske prosedyren utføres i ca. 1 time.
Figur 1. Detaljert ordningen med kirurgisk prosedyre (A - T). Viktige trinn for vellykket etablering av en AVF. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
re to "src =" / files / ftp_upload / 53294 / 53294fig2.jpg "/>
Figur 2. Makroskopiske bilder av patent og okkluderte AVFs. (A) Et patent AVF med en vaskulær klemme på den distale felles halspulsåren. (B) En okkludert AVF. (Hvit pil) angir retningen av blodstrømningen. (C) Et patent AVF demonstrert ved hjelp av nær-infrarødt Gjennomlysning. (Rød pil) indikerer arterie. (blå pil) viser venøs utstrømning kanalen. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 3. Histologiske stainings av venøs utløpskanalen i den AVF på dag 14 versus unoperated kontrollfartøy (A - B). Morfologiske oversikt ved hjelp hematoxylin, floksin og saffron viser en klar økning i fartøyet omkrets og intimal hyperplasi utvikling 14 dager etter AVF skapelsen. (C - D) Immunohistokjemisk farging viste at de fleste cellene presentere intimal hyperplasi er alfa glatt muskulatur aktin positiv. (L) Lumen; (IH) intimal hyperplasia; skala bar. 200 mikrometer Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Den AVF anses å være akilleshælen i hemodialyse behandling. Dessverre, AVF fremdeles lider av et høyt antall av svikt 8-10. Til tross for omfattende forskning på de underliggende mekanismene, forblir den eksakte patofysiologi ukjent. Tallrike murine modeller for AVF svikt er allerede beskrevet i litteraturen 2,3,11,12. Imidlertid har ingen av disse modellene innlemme en venøs ende til arterielt side anastomose konfigurasjon som er mest brukt i en klinisk situasjon. Dette er meget relevant fordi den resulterende hemodynamiske profil spiller en viktig rolle i vaskulær remodellering. Videre er noen av modellene brukt en syntetisk mansjett for forbindelsen mellom arterie og vene 2,11, som ikke anvendes i et klinisk miljø.
For å forbedre den kliniske relevansen, vi derfor utviklet en murine modell der en ensidig venøs slutt på arteriell side anastomose ble opprettet mellom en gren av juguLar venen og felles halspulsåren med avbrutte suturer 6. I denne modellen avgjørende histomorphological endringer ble observert blant annet utover ombygging og progressiv intimal hyperplasi, til slutt fører til AVF svikt.
En viktig del av den kirurgiske prosedyren er anestesi protokollen. Det anbefales å bruke isofluran innånding anestesi, da dette er en trygg og enkel metode for å få lengre perioder med anestesi. Sistnevnte er spesielt viktig for treningsfasen i hvilken hele prosedyren kan ta opptil 3 timer.
For å skape den nødvendige plass for den tverrgående strøm blodåre i arteriovenøs fistula, må den ipsilaterale sternocleidomastoideus skal kuttes fra.
Med hensyn til fartøyet håndtering ved operasjon, bør disseksjon av skip utføres i en stump måte ved hjelp av tang. Anvendelsen av spesialiserte vaskulære rette tang er recommended for direkte håndtering og manipulering av skipene som de gir mer presisjon og produsere mindre mekaniske skader på grunn av avrundet tupp. Bruken av sutur-tråd som fartøyet sløyfer kombinert med en hemostat kan hjelpe til sikker håndtering vev og dessuten, i å presentere vevet på en optimal måte når det anvendes som en tredje side som er avgjørende så denne fremgangsmåten kan utføres uten noen direkte assistanse.
Utvilsomt det vanskeligste trinnet i prosedyren er sutur plasseringer mellom arterie og vene. Forsiktighet må utvises for ikke å sutur "tilbake" -side av anastomosen med "foran" -side, da dette vil føre til innsnevring av den anastomose som kan føre til tidlig svikt i AVF. For å hindre at dette skjer, plasser tuppen av vaskulære tang mellom de to vegger av fartøyet for å skille dem. Den tekniske vanskelighet kan anses å være en begrensning av denne modellen. Men vi tror ikke thved denne fremgangsmåten er mer utfordrende enn den modell som for tiden er mest brukt 3,6.
Det er vanskelig å lage en generell bemerkning om størrelsen på utvalget for fremtidige studier, som den beregnede utvalgsstørrelsen ikke bare avhengig av variasjon mellom dyr, men også på den "styrken" av intervensjonen. Vi regner med at en gruppe størrelse på ca 10 mus (unntatt mus som dropper ut av studien på grunn av teknisk svikt i AVF) bør være tilstrekkelig for studier som fokuserer på rollen til en bestemt gen i AVF fiasko. Nylig var vi i stand til å oppnå betydelige resultater med en gjennomsnittlig gruppestørrelse på 10 dyr i en studie på rollen elastin i murine AVF ombygging 13.
Et aspekt av våre murine modell krever videre diskusjon. Det er kjent at uremisk miljøet hos pasienter med terminal nyresykdom bidrar til et mangfold av vaskulære sykdommer, inkludert venøs intimal hyperplasien selv før hemodialyse tilgang kirurgi 14-16. Det nåværende modellen ikke innlemme uremisk miljø. Derfor vil inkorporeringen av en modell for kronisk nyresvikt 17 være et verdifullt tilsetningstrinn for ytterligere å forbedre gyldigheten av denne murine modellen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ikke noe å avsløre.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Dissecting microsocpe | Leica | M80 | |
| Forceps | Medicon | 07.61.25 | |
| Vascular forceps | S&T | JFL-3D.2 | |
| Vascular forceps | S&T | D-5a.2 | |
| Forceps | Roboz | SS/45 | |
| Micro scissor 5 mm blade | Fine science tools | 15000-08 | |
| Micro scissor 2 mm blade | Fine science tools | 15000-03 | |
| Scissor | Medicon | 05.12.21 | |
| Clip applier 1 | S&T | CAF-4 | |
| Vascular clamp 1 | S&T | B-1V | |
| Clip applier 2 | BBraun | FE572K | |
| Vascular clamp 2 | BBraun | FE740K | |
| Hemostatic forceps | BBraun | BH110 | |
| 10.0 sutures | BBraun | G1117041 | |
| 6.0 sutures | BBraun | 768464 | |
| Cauterizer | Fine science tools | 18010-00 | |
| Needle holder | Medicon | 11.82.18 | |
| Ocular ointment | Pharmachemie | 41821101 | |
| Chlorhexidine tincture 0,5% | Leiden University Medical Center | NA | |
| Heparin | Leo Pharma | 012866-08 | |
| Buprenorphin | RB Pharmaceuticals | 283732 | |
| Isoflurane | Pharmachemie | 45,112,110 | |
| Anesthesia mask | Maastricht university | custom made | |
| Midazolam | Actavis | AAAC6877 | |
| Dexmedetomidine | Orion | 141-267 | |
| Fentanyl | Bipharma | 15923002 | |
| Continuous anaesthetic induction chamber | Vet-tech solutions | AN010R |
References
- Rotmans, J. I. Animal Models for Studying Pathophysiology of Hemodialysis Access. The Open Urology & Nephrology Journal. 7, 14-21 (2014).
- Kwei, S., et al. Early adaptive responses of the vascular wall during venous arterialization in mice. Am.J.Pathol. 164 (1), 81-89 (2004).
- Castier, Y., et al. Characterization of neointima lesions associated with arteriovenous fistulas in a mouse model. Kidney Int. 70 (2), 315-320 (2006).
- Krishnamoorthy, M. K., et al. Hemodynamic wall shear stress profiles influence the magnitude and pattern of stenosis in a pig AV fistula. Kidney Int. 74 (11), 1410-1419 (2008).
- Ene-Iordache, B., Cattaneo, L., Dubini, G., Remuzzi, A. Effect of anastomosis angle on the localization of disturbed flow in 'side-to-end' fistulae for haemodialysis access. Nephrol. Dial. Transplant. 28 (4), 997-1005 (2013).
- Wong, C. Y., et al. Vascular remodeling and intimal hyperplasia in a novel murine model of arteriovenous fistula failure. J.Vasc.Surg. 59 (1), 192-201 (2014).
- Rekhter, M., Nicholls, S., Ferguson, M., Gordon, D. Cell proliferation in human arteriovenous fistulas used for hemodialysis. Arterioscler. Thromb. 13 (4), 609-617 (1993).
- Falk, A. Maintenance and salvage of arteriovenous fistulas. J. Vasc. Interv. Radiol. 17 (5), 807-813 (2006).
- Tordoir, J. H., et al. Prospective evaluation of failure modes in autogenous radiocephalic wrist access for haemodialysis. Nephrol. Dial. Transplant. 18 (2), 378-383 (2003).
- Dixon, B. S., Novak, L., Fangman, J. Hemodialysis vascular access survival: upper-arm native arteriovenous fistula. Am. J. Kidney Dis. 39 (1), 92-101 (2002).
- Yang, B., Shergill, U., Fu, A. A., Knudsen, B., Misra, S. The mouse arteriovenous fistula model. J. Vasc. Interv. Radiol. 20 (7), 946-950 (2009).
- Kang, L., et al. Regional and systemic hemodynamic responses following the creation of a murine arteriovenous fistula. Am. J. Physiol Renal Physiol. 301 (4), F845-F851 (2011).
- Wong, C. Y., et al. Elastin is a key regulator of outward remodeling in arteriovenous fistulas. Eur. J. Vasc. Endovasc. Surg. 49 (4), 480-486 (2015).
- Kennedy, R., et al. Does renal failure cause an atherosclerotic milieu in patients with end-stage renal disease. Am. J. Med. 110 (3), 198-204 (2001).
- Cheung, A. K., et al. Atherosclerotic cardiovascular disease risks in chronic hemodialysis patients. Kidney Int. 58 (1), 353-362 (2000).
- Lee, T., et al. Severe venous neointimal hyperplasia prior to dialysis access surgery. Nephrol. Dial. Transplant. 26 (7), 2264-2270 (2011).
- Kokubo, T., et al. CKD accelerates development of neointimal hyperplasia in arteriovenous fistulas. J. Am. Soc. Nephrol. 20 (6), 1236-1245 (2009).
