Introduction
Äggstockscancer (EOC) är den vanligaste dödsorsaken från gynecologic malignitet, med uppskattningsvis 21,290 nya diagnoser i USA under 2015 och uppskattningsvis 14,180 dödsfall 1. De allra flesta (> 75%) av kvinnor diagnosen sent skede av sjukdomen (stadium III eller IV) kännetecknas av diffusa intraperitonealt metastaser och dålig prognos. Sjukdomsåterfall i bukhålan efter första linjens kemoterapi är också vanligt och utgör en viktig orsak till dödlighet 2,3. EOC metastaserar av en unik mekanism som omfattar både direkt förlängning från den primära tumören till grann peritoneala organ samt genom dissociation eller utsöndring av celler från den primära tumören yta som enskilda celler eller flercelliga aggregat. Celler fälls in i peritonealhålan, varvid de motstår lösgör-inducerad apoptos 4. Uppbyggnad av peritoneal ascites är vanligt, liksom skjul tumörceller blockerar peritonealdialys lymfdränage och tumors producerar tillväxtfaktorer som förändrar vaskulär permeabilitet. En del av skjul tumörceller fästa på ytan av peritoneala organ och strukturer inklusive tarm, lever, omentum och krös, varpå de förankra och föröka att producera flera allmänt spridda sekundära skador 3,5. Hematogen metastas är ovanligt. Således, klinisk behandling består vanligen av cytoreduktiv kirurgi inklusive "optimal debulking", definierad som resektion av all synlig tumör (oavsett hur små). Komplett cytoreduktion är associerad med en signifikant ökning av total överlevnad 6,7 och förknippas med utmaningen att identifiera och undanröja skador <0,5 cm.
Små djurmodeller har visat användbarhet i äggstockscancer forskning för att förbättra vår förståelse för sjukdomsprogression samt i identifiering av prognostiska biomarkörer och testning av nya kemoterapi eller kombinationsterapi metoder. Som den primäraplatsen för äggstockscancerincidens och metastaser är bukhålan, orthotopic modeller av EOC metastaser innebär analys och karakterisering av intraperitoneal sjukdom. Även om det har varit de senaste förbättringarna i förmågan att avbilda tumörceller, även vid den enda cellnivå, det fortfarande finns betydande svårigheter i att kvantifiera metastatisk tumörbörda EOC. Dessa utmaningar uppstår på grund av antal, storlek och anatomiska placeringen av metastaser. Vidare föreligger ett behov av att etiketten cancerceller för att skilja dem från normala värdceller. Tidigare studier har använt antikroppsbaserade märkningsprotokoll eller transfektion av tumörceller med luciferas 8,9. Direkt fluorescensmärkning av cancerceller rapporterades först av Chishima och medarbetare år 1997 10. Fluorescerande märkningar kräver inte tillsats av exogent substrat och ger utsökt tumörcellspecificitet, vilket ger ett mer effektivt sätt att spåra cancer metastaser 11,12
Häri beskriver vi en optisk avbildningsmetod för kvantitativ analys av metastatisk sjukdom med användning av en syngen orthotopic xenotransplantatmodell består av rött fluorescerande protein (RFP)-märkt murina ID8 ovariala cancerceller 13 och immunkompetenta C57 / BL6-möss. Vi visar ett nytt förfarande för relativ tumörbörda kvantifiering kombinera in vivo och ex vivo avbildning med avlägsnande av vävnad auto-fluorescens. Detta tillvägagångssätt har potentiell användbarhet i studier som syftar till att utvärdera effekten av specifika genetiska, epigenetiska eller mikromiljö modifieringar och / eller behandlingsformer på organspecifika metastasering av äggstockscancer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla in vivo-studier godkändes av University of Notre Dame Animal Care och användning kommittén och används kvinnliga C57 / BL6J möss.
1. Murin Äggstockscancer Cell Culture
- Göra ID8 murin äggstockscancer cellodlingsmedium enligt följande: 1 L av Dulbeccos Modified Eagle Medium (DMEM) kompletterat med 4% fetalt bovint serum (FBS), 1% penicillin / streptomycin, 5 | ig / ml insulin, 5 | ig / ml transferrin och 5 ng / ml natriumselenit.
- Omvandla ID8 murina äggstockscancerceller 13 för att uttrycka Red fluorescerande protein (RFP) med användning av kommersiellt upphandlade lentivirala partiklar som uttrycker RFP och en selektionsmarkör (blasticidin gen). Notera att grönt fluorescerande protein kan användas, men ger en svagare fluorescenssignal.
- Omedelbart före transduktion, kulturceller till 50 - 70% sammanflytning och tillsätt färskt medium (utan penicillin / streptomycin) som inkluderar en ml polybren (5 | ig / ml slutligkoncentration).
- Försiktigt pipet RFP-lentivirus (20 | j, l) droppvis till skålen och inkubera vid 37 ° C i 72 timmar. Avlägsna medium och inkubera med färskt medium under 24 timmar. Börja urval av omvandlade celler genom att tillsätta blasticidin till odlingsmediet (5 | j, g / ml) och övervaka för röda celler med användning av fluorescensmikroskop (figur 1).
- Kultur RFP-märkta celler i ID8 mediet genom ympning ca 10 6 celler i en vävnadsodlingsskål och visualisera dagligen med användning av ett ljusmikroskop tills cellmonolagret är sammanflytande.
- När sammanflytande, skörda cellerna med hjälp av trypsin (0,25%, 3 min) och återföra kolven till 37 ° C inkubator tills cellerna är fristående.
- Neutralisera trypsinet med 6 ml av ID8 odlingsmedium innehållande serum. Pipettera upp och ner mot botten av skålen, sedan överföra till ett 15 ml koniskt rör. Centrifugera vid 1200 RPM under 2 minuter, därefter aspirera mediet med användning av en glass pipett.
- Tvätta cellerna med fosfatbuffrad saltlösning (PBS) genom att försiktigt återsuspendera i 6 ml varm PBS och centrifugering som i 1.5 ovan. Återsuspendera i PBS till en slutlig koncentration av 5 x 10 6 celler / ml. Håll celler varma (37 ° C) tills injektion.
2. intraperitoneal Injektion av ID8 celler och in vivo Imaging
- Injicera varje mus med 2 ml av den varma ID8-PBS-lösning för totalt 10 miljoner celler genom intra-peritoneal (ip) injektion. Låt tumörceller att växa in vivo i cirka 10 veckor med vecko levande bilder.
- Omedelbart efter injektionen och varje vecka därefter väga mössen och söva varje mus med hjälp av isofluorane (2,5% flöde i 0,5 L / min O2 flöde) sedan. Obs: Mössen vägdes, inte som ett kvantitativt mått på tumörbörda, utan snarare en mer allmän åtgärd med individuell mus fysisk progression under hela studien. möss vägerts jämfördes med sina egna tidigare viktvärden.
- Söva möss genom att placera i ett isofluoran kammare. Bibehålla konstant anestesi under skanning genom att placera musen huvudet i noskonen för exponering för 2,5% flöde isofluoran hela förfarandet.
- Använda hårborttagningskräm för att ta bort hår på bålen och buken på varje mus, som den svart hår kommer att orsaka dämpning av fluorescenssignalen. Möss badas med varmt vatten efter applicering av hårborttagningskräm och torkades med RT pappershanddukar.
- Medan sövda, scanna hela kroppen av varje mus med en liten djur optiskt avbildningssystem. Skanna alla möss i en kohort vid varje tidpunkt. Använda följande två steg protokollet (Figur 2A):
- I steg ett, att observera fluorescerande (RFP) tumörceller, utföra multispektral förvärv för att samla in totalt 5 bilder med hjälp av excitation filter av 440 nm, 460 nm, 480 nm, 520 nm och 540 nm och en emissionsfilter av 600 nm. Använd följande förvärvsparametrar: en standardexponering av 15 sek, 2 x 2 binning, FOV av 160 mm, och f stopp på 1,1.
- I steg 2, för att observera hela djuret, förvärva en reflektions bild med en öppen excitationsfilter (vitt ljus), en öppen filter utsläpp, en standardexponering på 0,2 sek med 2 x 2 binning och en FOV på 16 cm. Obs: Den faktiska imaging tid är ~ 1 min.
3. mus Dissection och Image Acquisition
- När levande avbildning visar förekomsten av omfattande intra-peritoneal sjukdom eller djur uppvisar ansamling av ascites (vilket framgår av utspänd buk), förlust eller vinst på kroppsvikten är större än 20%, slöhet eller andra tecken på ångest, avliva varje mus med hjälp av CO 2 anestesi följt av cervikal dislokation.
- Skär huden framtill längs den ventrala mittlinjen på musen med hjälp av spetsiga dissection sax, från toppen av låren till botten av bröstkorgen. Var mycket noga med att skära igenom endast hudskiktet (Figur 2Bi). Försiktigt separera huden från peritoneal vävnad, att se till att inte punktera den peritoneala väggen.
- Använda spetsiga dissektion sax, klippa sidled både längs botten av bröstkorgen och den övre delen av låren för att skapa två flikar av hud (Figur 2B ii, iii).
- Placera varje mus på dess ventrala sida (bukhålan nedåt) med flikarna huden drog öppna och skanna varje mus med sina organ på plats med hjälp av små djur optiska avbildningssystemet (Figur 3A, B).
- Använd samma bildupptagningsparametrar som beskrivs i 2.4.1.-2.4.2.
- Fortsätt dissekera musen genom att extrahera enskilda peritoneala organ, inklusive lever, omentum / pankreas, mage, diafragma, tunntarmen, tjocktarmen, vänster och höger bukhinnan, äggstockar, kidneys, krös och fettkudden.
- Observera, räkna och registrera synliga tumörer på varje organ. Använda en passare för att mäta diametern på varje tumör.
- Utse tumörer mindre än 2 mm i diameter så liten, mellan 2 och 5 mm som medelstora och större än 5 mm så stor.
- Placera organen på avsökningsorgan mallen (fig 4) som identifierar ett förutbestämt läge för varje organ. Använd PBS för att hålla organ fuktig.
- Skanna varje ark av organ med hjälp av små djur optiskt avbildningssystem (figur 3C, D).
- Använd samma bildupptagningsparametrar som beskrivs i steg 2,4.
- Efter skanningen att placera organ i 10% formaldehyd möjliggöra efterföljande behandling för histologi.
4. Kvantifiering av tumörbördan i the fluorescens bilder
- För att minska mängden auto-fluorescens i varje multispektral scan, först unmix filerna med programvara som finns med den lilla djuret avbildningssystemet.
- Ladda först RFP: In Vivo spektral fil, följt av Autofluor: In Vivo Red fil i oblandade Images fönstret och välj Unmix.
- Exportera .bip filer 16 bitars .tiff (oskalad) format.
- Använd ImageJ programvara (ex vivo organ och då hela mus kropp med organ på plats).
- Använd Arkiv> Öppna för att öppna 16 bitars TIFF-filer av scanning organmallfilerna i ImageJ.
- Enligt Bild> Justera> Ljusstyrka / Kontrast, väljer att ställa in minsta visade värdet till 0 och det maximala visade värdet till 35.353 och sedan underBild> uppslagstabeller, välja Red Hot. Notera: Olika djurmodeller kommer att kräva olika ljusstyrkenivåer, men det är viktigt att hålla ljusstyrkan konsekvent genom en given studie.
- Med hjälp av verktyget Freehand Selection, rita en fritt formulerad regionen av intresse val (ROI) runt varje organ och använda mätverktyget (Ctrl + M) för att beräkna ytan av varje organ; registrera den ytarea av varje organ i ett kalkylblad.
- Med ROI dras runt varje organ, högerklicka inom ROI och välj Duplicate att endast organet.
- Medan du tittar på de enskilda organ, enligt Bild> Justera> Tröskel, välja att ställa in tröskeln till bilden till en lägre tröskelnivå + 1200 och en övre tröskelnivå + 1700 att välja only de ljust fluorescerande regioner och kontrollera att välja mörk bakgrund; välj OK. Obs: Bilderna kan kräva manuell manipulation av tröskel reglagen i ImageJ så att de tidigare ljusaste områdena väljs för analyssteget, som visas ovan. Olika sjukdomsmodeller kommer att kräva olika tröskel begränsningar, men det är viktigt att hålla tröskel nivåer som är fören under en viss studie.
- Under Analyze> Analysera Partiklar, ändra storlek (pixlar ^ 2) till 10-Infinity, välja att visa: konturer, kontrollera att endast välja "Visa resultat" och klicka på OK för att mäta både de områden och rå integrerade densiteter av dessa ljusa regioner, anses tumörer.
- Registrera värdena av ytan och Raw integrerade densiteten för varje tumör val visas i
- Under Analysera> Verktyg> Kalibrering Bar, lägga till en kalibreringsskala bar till bilderna av organ. Obs: I detta exempel gjordes detta genom att ändra läge till övre högra hörnet Fyllningsfärg Black, Label Färg White, antalet etiketter till 5, decimaler till 0, Teckenstorlek till 12 och Zoom faktor till 4,0 och möjliggör fetstil.
- Under Arkiv> Spara som ... sparar montage som Tiff och .JPEG.
- Använd Arkiv> Öppna för att öppna JPEG-fil med organ och sedan under Infoga> Textruta
- Använd Arkiv> Öppna för att öppna var och en av de 16 bitars TIFF-filer i hela kroppen skannar i ImageJ för mus nummer.
- Enligt Bild> Justera> Ljusstyrka / Kontrast, väljer att ställa in minsta visade värdet till 0 och det maximala visade värdet till + 35.353 och sedan under Bild> uppslagstabeller, välja Red Hot.
- Under Arkiv> Spara som ... sparar montage som. Tiff och .JPEG.
5. Dataanalys
- Tillsätt valområden tumör och råa integrerade densiteter, respektive, för varje organ i varje mus och registrera den totala organtumörområdet för varje mus.
- Normalisera inspelade området och rå integreed densitetsvärden för storleken på varje organ genom att den totala tumörområdet och den totala rå integrerade densitetsvärden med motsvarande organ ytan (tabell 1).
- Beräkna och plotta medelvärdet av både de normaliserade tumör ytareor och de normaliserade rå integrerade densitetsvärden (Figur 5A, B).
- Jämför dessa genomsnittsvärden som de som uppnås genom att visuellt räkna de tumörer som var synliga för blotta ögat under inspektionen av varje organ för metastatiska lesioner.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Den metastatisk mekanism för äggstockscancer kännetecknas av mycket diffusa intraperitoneal metastaser består av flera skador av varierande storlek, inklusive flera små (<2mm) lesioner. Således, användning av RFP-märkta tumörceller (Figur 1) och optisk avbildning ger en alternativ metod för att manuell räkning och mätning av skadestorleken. Utvecklingen av tumörbördan över tiden kan bestämmas genom veckovis vägning av möss och mätning av buken omkrets för att mäta potentiell närvaro av ascites. In vivo optisk avbildning ger en kompletterande metod för att bedöma tumörbörda (Figur 2). Äggstockscancer metastaserar till flera platser i bukhålan och molekylära förare av platsspecifika metastaser är för närvarande okända. Förutom bestämning av totala bördan tumör, kan utföras efter avlivning noggrann dissektion för att utvärdera och kvantifiera platsspecifik patterns av metastaser. Således kan optisk avbildning av peritoneala organ på plats (Figur 3A, B) i kombination med ex vivo bedömning av enskilda organ (figur 3C, D) ger användbara uppgifter om total vs organspecifika tumörbörda. De avsökningar som presenteras i Figur 3 representerar resultaten av scanning de abdominala håligheterna och enskilda organ hos möss med varierande grad av tumörbördan. Till exempel visar figur 3C mest tumörbördan i omentum / bukspottkörteln, äggstockar och tarmkäx av Mouse A. Jämfört med samma organ i mus B, en signifikant skillnad i signal ses (Figur 3D). Användningen av skanningsorgan mall (Figur 4) underlättar identifiering av organspecifika tumörbörda. Observationen av differentialtumörbördan bekräftas kvantitativt både i termer av tumör ytarea och tumörsignalintensiteten (Tabell 1, Figur 5).
fig 2 och 3 illustrerar det stora utbudet av tumörbörda som kan avbildas och kvantifieras med användning av denna metod. Data i tabell 1 illustrerar detta stort utbud av tillämplighet kvantifiera både tumör yta och signalstyrkan i tumören. Till exempel, när man tittar på omentum / bukspottkörteln av mus A jämfört med den mus B, är den normaliserade tumörytan 26 gånger större i Mouse A än mus B. Dessutom det stora utbudet av signalstyrka är också exemplifieras i omentum / bukspottkörteln hos möss A och B; den normaliserade råa integrerade densiteten hos mus A är 56 gånger större än den för mus B. Dessa resultat visar giltigheten för Comparing tumörbörda flera försökspersoner i förhållande till varandra, både när det gäller tumör yta och tumörsignalstyrka, med hjälp av denna snabba metod som inte kräver ytterligare histologisk analys.
Figur 1. ID8 Murin äggstockscancerceller Express RFP. (A) fas bild av ID8 celler. (B) Fluorescens bild av ID8 celler. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2. Live optisk avbildning av C56 / BL6 mus med Intra-peritoneal tumörbörda. (A) Hårborttagnings grädde användes för att avlägsna hai r från den ventrala ytan av musen före scanning. (B) Diagram som visar inledande ventrala mittlinjen och sido snitt. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3. Endpoint Scanning av intraperitoneal tumörbörda. (A, B) Möss först avbildas med organ på plats (ventrala sidan nedåt) efter öppnandet av den ventrala ytan av musen. (C, D) avbildning av enskilda organ. Varje organ dissekeras, visuell tumörbörda registreras och placeras på skanningsorgan mall för analys.target = "_ blank"> Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 4. Organ Scanning mallen. Dissekerade organ placeras på orgel skanningsmallen för att upprätthålla läges identifiering av enskilda organ under skanning.
.. Figur 5. Normaliserad Kvantitativa data för omentum / bukspottkörtel, äggstockar och tarmkäx Data analyserades såsom beskrivits i protokollet och som visas i tabell 1 Mus A hänför sig till musen skannas i panelen 3A; mus B hänvisar till mus skannas i panelen 3B. (A) Normaliserad tumörområdet. Fluorescenssignal kvantifiering analys av dessa tre organ genomfördes och kvantifieras i termer av ett förhållandeav tumör ytarea till helt organ ytarea för både möss. (B) Normaliserad rå integrerad densitet. Fluorescenssignal kvantifiering analys av dessa tre organ genomfördes och kvantifieras i termer av ett förhållande av rå integrerad densitet till helt organ ytarea för både möss.
| Omentum / Pankreas | |||
| Normaliserade tumörarea | Normaliserad Raw Integrerad Densitet | ||
| mus A | 0,5346 | 5.11E + 07 | |
| mus B | 0,0203 | 8.97E + 05 | |
| äggstockar | |||
| Normaliserade tumörarea | Normaliserad Raw Integrerad Densitet | ||
| mus A | 4.79E + 07 | ||
| mus B | 0,0123 | ||
| Tarmkäx | |||
| Normaliserade tumörarea | Normaliserad Raw Integrerad Densitet | ||
| mus A | 0,2951 | 2.22E + 07 | |
| mus B | 0,0098 | 4.15E + 05 | |
Tabell 1. Normaliserad tumörarea och normaliserad RawIntegrerade densitet värden i omentum / bukspottkörtel, äggstockar och tarmkäx från både mus A och mus B. Post dissektion och scanning, har varje organ segmenterad och dess fluorescens kvantifieras för att bestämma hur stor andel av tumörområdet total organytan och intensiteten hos den fluorescens för dessa tumörområden. Omentum / bukspottkörtel, äggstockar och tarmkäx valdes eftersom de hade de starkaste fluorescens signaler inom både de positiva och negativa kontrollgrupper.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Till skillnad från studier med humana äggstockscancerceller som måste genomföras i nedsatt immunförsvar möss, det protokoll som beskrivits ovan utnyttjar immun C57 / BL6 möss och syngena murina äggstockscancerceller. Även om detta möjliggör bedömning av den potentiella rollen av immun infiltrat i tumörprogression och metastasering, gör avbildning mindre känsliga förekomsten av mörkt hår på buken ytan. Användning av en hårborttagnings att ta bort hår före avbildning förbättrar bildtagning, men är tidskrävande, särskilt för experiment som kräver längsgående avbildning. Hårlösa "nakna" möss kan användas i detta protokoll och kräver inte hårborttagningsbaserad hårborttagning. Vidare nakna möss saknar en fungerande immunförsvar, så kan också användas för att bedöma tillväxten av humana ovariala cancerceller i experiment varvid bidraget av immunsystemet inte är under analys.
Det bör också noteras att djupet av intraperitoneal tumörer presenterar också tekniska utmaningar, som optisk fluorescens avbildning kommer i allmänhet inte upptäcka tumörer på större djup än 5 mm. Dessutom förekomsten av ascitesvätska och närvaron av askitiska tumörceller ytterligare komplikationer. Vi har observerat signifikant mus-till-mus-variabilitet i bildandet av ascitesvätska, även när de injiceras med samma cellinje. Sålunda i närvaro av ascites, är denna metod att föredra för slutpunktsanalys av organspecifika tumörbördan snarare än rutin longitudinell avbildning av progression. I det aktuella fallet har dramatiska förändringar i tumörbörda noterades mellan exempel möss, så att grupper av fyra till fem möss vanligtvis kommer att vara tillräckligt för statistisk analys. I fallet med mindre dramatiska skillnader i tumörbörda kommer ytterligare försökspersoner att krävas för att nå statistisk kraft. Medan de exempel som visas häri skiljer sig avsevärt i tumörvolym, kan optisk fluorescens avbildning användas för attupptäcka mycket små skillnader i organspecifika tumörbörda, i synnerhet i jämförelse med vikt eller tjocklek baserade mätningar på små lesioner (ej visad) .Resolution och känslighet varierar med cellinje och bildsystem. I förevarande fall, kan metastatiska implantat så små som 400 nm i diameter lösas och kvantifieras. Alternativa metoder inklusive kontrastförstärkt datortomografi (CT), magnetisk resonans (MR) avbildning, och positronemissionstomografi (PET) har beskrivits för longitudinell avbildning 14,15. Modaliteter inklusive kombinerad anatomisk och funktionell avbildning är också under utveckling 16.
När det gäller den föreslagna metoden för kvantifiering av tumörbörda, bör det noteras att fastställandet av tröskelvärdena fluorescens [steg 4.3.5.] Är baserad på intensiteten av fluorescens ses i bilderna organ [Steg 4.3.2.] och väljs av användaren för att inkludera bara de mest fluorescerande regionerna fråive till resten av organet. Varierande tröskelvärden användes i analysen innan bestämning av de slutliga tröskelvärden som används i denna studie. När den är fastställd, var samma tröskelvärden som används för varje organ analyseras för att säkerställa konsekvens i kvantifieringen av vad som anses metastatisk vävnad från den ursprungliga visuell analys görs av forskaren. Fastställandet av dessa gränsvärden är ett kritiskt steg i förfarandet och skulle kunna variera från ett projekt till ett annat som bestäms av den enskilde forskaren. I detta fall var en stor lägre tröskel används för att endast fånga de högsta intensitetsfluorescenssignaler. Genom att använda samma tröskel för varje organ analyseras, analys och resultat erbjuder jämförande kvantitativa resultat inom ramen för denna kohort av möss. Även om denna metod är begränsad kvantifiering av absoluta värden för tumörytan, gör det forskarna möjlighet att jämföra relativa normaliserade tumörbördan bland samma ennd olika organ inom grupper av möss. Det bör noteras att denna strategi omfattar kvantifiering av tumörer som inte är synliga för blotta ögat.
Den unika metastatisk mekanism för EOC resulterar i en bred spridning intraperitoneal karcinomatos involverar flera vävnader och organ, vilket gör optimal tumörreducerande kirurgi tekniskt utmanande. Som komplett cytoreduktion korrelerar positivt med total överlevnad, följer det att utvecklingen av nya terapeutiska strategier för att bekämpa intraperitonealt metastaser är motiverad. Bedömning av terapeutisk effektivitet är emellertid beroende av noggrann kvantifiering av tumörbördan, inklusive utvärdering av organspecifik metastasis. Med hjälp av optisk avbildning av RFP-märkta tumörceller in situ korrigerat för organ autofluorescens i kombination med noggrann ex vivo organ imaging, har vi utvecklat en metod för att kvantifiera intraperitoneal organspecifika tumörbörda. Intressant våra analyser visarsom föredrog platser av metastaser i denna modell, enligt definitionen i tumörbörda / yta, liknar de som finns hos kvinnor med äggstockscancer (omentum, äggstock, tarm, tarmkäx) 2,4,5. Därför bör detta tillvägagångssätt ha framtida nyttan i utvärdering av försöks läkemedel utformade för att rikta metastaserad sjukdom.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Den här artikeln är en del av ett specialnummer på Multimodal Pre-Clinical Imaging, sponsrad av Bruker BioSpin.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Dulbecco's Modified Eagle Medium | Corning | 10-014-CM | |
| Fetal bovine serum | Gibco | 10437-028 | |
| penicillin/streptomycin | |||
| Insulin-transferrin-sodium selenite media supplement | Sigma | I-1884 | |
| Bruker Xtreme small animal imaging system | Bruker Corp. | ||
| Bruker Multispectral software | Bruker Corp | ||
| lentiviral particles with Red fluorescent protein | GenTarget, Inc. | LVP023 | |
| trypsin for cell culture | Corning | 25-053-CI | |
| PBS | Corning | 21-040-CM | |
| depilatory cream (such as Nair Hair Remover Lotion) | purchases from drugstore | n/a | |
| ImageJ software | http://imagej.nih.gov/ij/ | free download | |
| dissecting tools (forceps) | Roboz Surgical Instrument | RS 5130 | |
| dissecting tools (Scissors) | Roboz Surgical Instrument | RS 5910 |
References
- American Cancer Society. , Available from: http://www.cancer.org/cancer/ovariancancer/overviewguide/ovarian-cancer-overview-key-statistics (2015).
- Lengyel, E. Ovarian cancer development and metastasis. American Journal of Pathology. 177 (3), 1053-1064 (2010).
- Halkia, E., Spiliotis, J., Sugarbaker, P. Diagnosis and management of peritoneal metastases from ovarian cancer. Gastroenterology Research and Practice. 2012, 541842-541854 (2012).
- Barbolina, M. V., et al. Microenvironmental regulation of ovarian cancer metastasis. Cancer Treatment and Research. 149, 319-334 (2009).
- Lengyel, E., et al. Epithelial ovarian cancer experimental models. Oncogene. 33 (28), 3619-3633 (2014).
- Harter, P., duBois, A. The role of surgery in ovarian cancer with special emphasis on cytoreductive surgery for recurrence. Current Opinion in Oncology. 17 (5), 505-514 (2005).
- Bristow, R. E., Puri, I., Chi, D. S. Cytoreductive surgery for recurrent ovarian cancer: a meta-analysis. Gynecologic Oncology. 112 (1), 265-274 (2009).
- Hoffman, R. M. In vivo imaging of metastatic cancer with fluorescent proteins. Cell Death and Differentiation. 9, 786-789 (2002).
- Sweeney, T. J., et al. Visualizing the kinetics of tumor-cell clearance in living animals. Proceedings of the National Academy of Science USA. 96, 12044-12049 (1999).
- Chishima, T., et al. Cancer invasion and micrometastasis visualized in live tissue by green fluorescent protein expression. Cancer Research. 57, 2042-2047 (1997).
- Bouvet, M., et al. Real-time optical imaging of primary tumor growth and multiple metastatic events in a pancreatic cancer orthotopic model. Cancer Research. 62, 1534-1540 (2002).
- Hoffman, R. M. The Multiples Uses of Fluorescent Proteins to Visualize Cancer in vivo. Nature Reviews. 5, 796-806 (2005).
- Roby, K. F., et al. Development of a syngeneic mouse model for events related to ovarian cancer. Carcinogenesis. 21 (4), 585-591 (2000).
- Rampurwala, M., Ravoori, M. K., Wei, W., Johnson, V. E., Vikram, R., Kundra, V. Visualization and quantification of intraperitoneal tumors by in vivo computed tomography using negative contrast enhancement strategy in a mouse model of ovarian cancer. Translational Oncology. 2 (2), 96-106 (2009).
- Kim, T. J., et al. Antitumor and antivascular effects of AVE8062 in ovarian carcinoma. Cancer Research. 67, 9337-9345 (2007).
- Picchio, M., et al. Advanced ovarian carcinoma: usefulness of [(18)F]FDG-PET in combination with CT for lesion detection after primary treatment. Quarterly Journal of Nuclear Medicine. 47, 77-84 (2003).
