Abstract
Le système olfactif d'insecte joue un rôle important dans la détection de substances sémiochimiques dans l'environnement. En particulier, le sensilla antennaire qui abritent les neurones simples ou multiples à l'intérieur, sont considérés comme de faire la contribution majeure dans la réponse aux stimuli chimiques. En enregistrant directement potentiel d'action dans le sensille olfactive après une exposition à des stimuli, enregistrement sensille simple (SSR) technique offre une approche puissante pour étudier les réponses de neurones d'insectes à des stimuli chimiques. Pour la punaise de lit, qui est un parasite humain notoire, plusieurs types de sensille olfactive ont été caractérisés. Dans cette étude, nous avons démontré réponses neurales de la punaise de lit sensilla olfactive à deux stimuli chimiques et les réponses dose-dépendante à l'un d'eux en utilisant la méthode SSR. Cette approche permet aux chercheurs de procéder à un dépistage précoce pour les stimuli chimiques individuels sur la punaise de lit olfactive sensilles, qui fourniraient des informations précieuses pour le develloppement de nouveaux attractifs de punaises de lit ou des répulsifs et des avantages du lit efforts de contrôle de bogue.
Introduction
La punaise de lit commun Cimex lectularius L (Hemiptera: Cimicidae), comme ectoparasites temporaire, est un insecte suceur de sang obligatoire, ce qui signifie leur survie, le développement et la reproduction ont besoin de sources de sang provenant d'hôtes, y compris les humains et les animaux 1,2. Bien que la transmission du virus a été rarement rapportée dues à C. lectularius, la nuisance due aux piqûres générée par une infestation affecte sérieusement hôtes à la fois physiquement et psychologiquement 3. L'introduction et l'utilisation généralisée des insecticides chimiques, en particulier le DDT, abaissé le risque d'infestations et à la fin des années 1950, les infestations étaient à un niveau tellement bas qu'ils ne sont plus une préoccupation publique sérieuse. Cependant, un certain nombre de facteurs possibles ont conduit à la résurgence des populations de punaises de lit dans le monde entier, tels que l'utilisation réduite d'insecticides, une baisse de la sensibilisation du public, augmentation de l'activité voyager, et le développement de la résistance aux insecticides 4-9. </ p>
Signaux chimiques dans l'environnement sont détectés et reconnus par des insectes à travers les organes olfactifs telles que des antennes et des palpes maxillaires. Le sensilles olfactives sur les antennes des insectes jouent un rôle crucial dans la détection de ces signaux chimiques. Les molécules chimiques entrent dans la cuticule des antennes à travers les pores sur la surface de la cuticule. Odorant protéines de liaison dans la lymphe bind antennaire à ces molécules chimiques et les transporter sur les récepteurs olfactifs 10. Les récepteurs olfactifs et leur co-récepteur à partir du canal d'ions cationique non sélectif sur la membrane neuronale, qui sera dépolarisée une fois que ces molécules chimiques sont reconnus par les 11 récepteurs olfactifs.
L'unité d'enregistrement sensille (RSS) a été développé pour détecter le changement extracellulaire dans le potentiel d'action provoqué par l'application de stimuli soit non chimiques ou chimiques. En insérant une électrode d'enregistrement dans la lymphe sensille et une électrode de référencedans une autre partie du corps d'insectes (habituellement soit les yeux composés ou l'abdomen), la cadence de tir des neurones en réponse à des stimuli 12 peut être enregistré. Les changements dans le nombre de pointes représentent la sensibilité de l'insecte à des stimuli spécifiques. Stimuli chimiques des différentes identités et la concentration vont susciter différentes réactions de neurones, avec des taux de tir et structures temporelles, et peuvent donc être utilisées pour étudier le processus de codage de l'insecte à des produits chimiques spécifiques.
Pour la punaise de lit commun, les deux formes sexuelles partagent le même modèle de sensilles olfactives sur les antennes: neuf rainurée sensilla cheville C, 29 cheveux comme E (E1 et E2) sensilles, et une paire chacun des Dα, Dß, Dγ lisse cheville sensilla 13,14. Comme plusieurs neurones ont été identifiés dans chaque type de sensille, il est pas facile de distinguer les potentiels de différents neurones logés dans le même sensille d'action, donc pour cette expérience, la totanuméros de L de potentiels d'action ont été comptabilisés hors ligne pour une période de 500 ms avant et après stimulation. Le nombre de potentiels d'action après stimulation a ensuite été soustrait du nombre de potentiels d'action avant la stimulation et multiplié par deux afin de quantifier les changements dans le taux d'allumage de chaque individu dans sensille pointes par seconde 15.
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Protocol
1. Préparation des instruments, Solutions stimuli, et les punaises de lit
- Préparer une solution de KNO 2 à 50% (p / v) dans un flacon de 20 ml.
- Aiguiser deux microélectrodes de tungstène dans une solution de KNO 2 à 5 V par immersion répétée des électrodes en tungstène dans et hors de la solution.
- Environ aiguiser le fil de tungstène par immersion d'environ 10 mm du fil de tungstène dans et hors de la solution de KNO 2 à la vitesse de 2 trempettes / sec pendant environ 5 min, ce qui peut consommer beaucoup de l'extrémité avant du fil de tungstène.
- Délicatement aiguiser l'électrode par trempage d'environ 1 mm de l'extrémité du fil dans et hors de la solution à la vitesse de 2 trempettes / sec pendant au moins 1 min afin de faire un point de l'électrode fine et forte. Vérifier le diamètre de pointe de l'électrode sous le microscope fréquemment jusqu'à ce qu'il atteigne 0,2-0,5 um, qui devrait être assez fine pour perforer la cuticule des punaises de lit sensille olfactif.
Note: Bien que forte manuellementcement de l'électrode, la vitesse d'immersion du fil de tungstène dans la solution de KNO 2 ne soit pas constante tout le temps. Avec plus de pratique, il est beaucoup plus facile de garder une vitesse relativement constante dans aiguiser l'électrode. Le temps d'affûtage est également incertaine en fonction de la finesse de l'électrode devrait être. Ici, une pointe d'électrode avec le diamètre de ~ 0,2 um est suffisant pour percer à travers le sensille olfactif.
- Diluer chacune des stimuli chimiques dans le diméthylsulfoxyde (DMSO) à partir du composé pur à une concentration initiale de 1:10 v / v comme solution de stock. Créer une série de dilutions décimal selon le nombre de doses nécessaires à l'essai, de nouveau avec du DMSO, à partir de chacune des solutions mères de chacun des produits chimiques. Ici, utiliser 10% (+) - β-pinène et l'eucalyptol.
- Placez les jours à jeun ou sept post-alimentation punaises de lit adultes (hommes ou femmes) de la Ft. Dix colonie (un don du Dr Haynes dans Université du Kentucky) pour être utilisé dans til expérimenter dans une boîte de Pétri.
Remarque: Il n'y a pas le nombre exact pour les punaises placés dans la boîte de Pétri. Il peut être un peu ou beaucoup.
2. Bed Bug Antennes Préparation
- Anesthésier les punaises de lit sur la glace (2-3 min).
- Fixer à la fois les antennes et les corps de l'insecte sur une lamelle de microscope avec du ruban adhésif double face et retirer les jambes avec des ciseaux fins.
- Utilisez une petite épingle à toucher doucement les antennes afin de les coller sur la bande de façon constante.
- Reste la lamelle contre une petite boule (~ 1 cm de diamètre) de cire dentaire pour faciliter la manipulation et de l'ajuster à un angle approprié (~ 90 °) pour l'électrode d'enregistrement (Figure 1).
- Une fois fixé, placez la punaise de lit sous un microscope stéréo, allumer la source de lumière froide et d'ajuster l'intensité de l'éclairage jusqu'à ce que l'antenne est présenté clairement, et de se concentrer le microscope sur la deuxième flagelle de l'antenne de punaises de lit à fort grossissement (720X) .
Note: L'intensité de l'éclairage utilisé dans l'expérience est quantifiée pas, qui dépend de la façon dont vraiment les yeux de l'expérimentateur sentent l'intensité d'éclairement.
3. Sensillum simple enregistrement
- Connecter le préamplificateur (10X) avec le dispositif de commande d'acquisition de signaux, qui est relié à l'ordinateur pour l'enregistrement et la visualisation du signal. Allumez l'ordinateur et lancer le logiciel, par exemple, AutoSpike32 et cliquez sur le mode "Record" dans la barre de menu. Ensuite, choisissez la «vague» de manière à commencer à enregistrer les signaux d'ondes.
Remarque: Une ligne plate allant de la gauche vers la droite de l'écran à plusieurs reprises devrait maintenant être visible. Ici, la fenêtre d'enregistrement dure 40 secondes. L'enregistrement d'onde max est de 10 sec. Taux d'échantillonnage choisi est 96000 et le taux d'échantillonnage numérique est 240. Il est compensée 0% et aucun filtrage, aucune rectification pour les signaux d'enregistrement. Tous ces paramètres dans le logiciel peuvent être modifiés selon les besoins. <li> Activer le haut-parleur relié au préamplificateur, qui est utilisé pour présenter le mode de tonification pour les réponses neuronales de sensille antennaire. - Insérez l'électrode de référence dans l'abdomen de la punaise de lit stabilisé.
Remarque: L'électrode de référence a été tenu par un support en métal magnétique attaché à l'air-table. - Après l'électrode de référence a été connecté à l'abdomen de la punaise de lit, de déplacer l'électrode d'enregistrement, qui est connecté au préamplificateur et manipulée par un micromanipulateur, vers l'extrémité postérieure de l'antenne de la punaise.
- Lorsque l'électrode d'enregistrement est en contact avec l'extrémité droite de l'antenne, mettez sur le microscope et de localiser l'électrode à faible grossissement.
- Ajuster l'électrode d'enregistrement alors que le grossissement augmente progressivement jusqu'à ce que à la fois l'électrode et la sensille antennaire sont dans le même plan et clairement visible sous le microscope.
Remarque: En ce moment, le microscope est d'habitudeLy au plus fort grossissement. - Insérez l'électrode d'enregistrement dans l'arbre de l'sensille utilisant le micromanipulateur et aller un peu plus loin si le bruit de fond est élevé par rapport au potentiel d'action.
- Une fois que les potentiels d'action claires sont observées à partir de la sensille enregistré, remplir une micropipette avec 10% (+) - β-pinène. Utiliser la micropipette pour déposer 10 ul aliquote de 10% (+) - β-pinène sur une bande de papier filtrant (~ 3 x 15 mm) placé à l'intérieur d'une pipette Pasteur en verre.
- Branchez la pipette chargée à la sortie du tube d'écoulement d'impulsion du contrôleur de relance et de placer la pointe de la pipette dans le petit trou dans le tube orientée vers l'antenne.
- Lorsque toutes ces connexions se sont stabilisés, appuyer sur la pédale du contrôleur de relance pour offrir une bouffée de 0,5 secondes de relance (0,5 L / min) dans le flux d'air humidifié continue. L'enregistrement des potentiels d'action sera lancé simultanément lorsque le footswitch est déprimé. Le processus d'enregistrement sera la dernière pendant 10 secondes à partir du 1 sec avant la stimulation.
- Comptez le nombre de potentiels d'action hors ligne pendant deux périodes de 500 ms, un avant et un après la stimulation. Soustraire tout changement dans le taux de pic au cours de la 500 ms après la stimulation de l'activité spontanée enregistrée au cours des 500 msec précédentes et de convertir les chiffres dans l'échelle conventionnelle de pointes / s en les multipliant par 2.
4. Remplacement de stimulation dans la SSR
- Une fois que la pédale de commande a été déclenchée, 10% fournir la (+) - β-pinène à la pipette sur le lit bug antennes et enregistrer la réponse à cette substance odorante spécifique pendant 10 s, après quoi la pipette est retirée.
- Étiqueter une autre nouvelle pipette avec le 0,001% eucalyptol à tester. Placer un petit morceau de papier filtre sur lequel 10 pl de la relance a été appliqué, dans la nouvelle pipette.
- Attendez 2-5 min jusqu'à ce que le stimulus est complètement VAPORIzed dans la pipette de verre. Attacher la pipette sur la sortie du tube d'écoulement par impulsions.
- Insérer la pointe de la pipette dans le petit trou du tube orientée vers l'antenne. Appuyer sur la pédale et commencer l'enregistrement de 10 secondes.
- Débrancher la pipette et préparer une autre pipette avec 0,01% de l'eucalyptol.
- Testez tout le reste des doses de l'eucalyptol (de 0,001% à 10%) sur le sensilla antennaire d'observer les réponses dose-dépendante. Test depuis le plus dilué aux doses les moins diluer.
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Representative Results
Simple enregistrement sensille est une technique d'enquête puissant utilisé dans les études sur les insectes écologie chimique et de la physiologie neuronale. Enquêter sur les réponses de neurones d'insectes à différents composés volatils, en particulier ceux pensé pour être écologique liée à la survie et au développement des insectes, non seulement nous donne de précieuses indications sur le processus de l'olfaction des insectes, mais ouvre également de nouvelles voies prometteuses qui pourraient mener pour le développement de nouveaux réactifs utiles pour la lutte antiparasitaire.
La punaise de lit commun, comme un antiparasitaire en milieu urbain notoire, a certainement attiré l'attention de nombreux chercheurs. Parmi les divers domaines d'études liés aux punaises de lit, leur mécanisme de l'olfaction est de la plus haute importance pour l'écologie chimique des punaises de lit. Des études antérieures ont explicitement décrit la quantité et la distribution des différents types de sensille olfactive sur le litbug antennes. Comme le montre la figure 2A, lit antennes de bugs possèdent quatre segments (SC, PE, F1 et F2). La majorité de la sensilles olfactives sont présentés sur l'extrémité postérieure de la 2e flagelle (F2), mais leur répartition est nettement différente pour chaque type: sensilles D, à savoir Dα, Dß et Dγ, ne sont situé le long de la face intérieure de la antennes (figure 2C), tandis que le C et E (E1 et E2) sensilla se trouvent des deux côtés de l'antenne (figure 2B). Par conséquent, afin de veiller à ce que on enregistre la réponse neurale du sensilla D, le positionnement soigneux de l'antenne est essentielle.
Depuis deux formes sexuelles de la part de punaises de lit le même schéma de types de sensilles et le côté intérieur de leurs antennes contient tous les types de sensilles, ciblant ce domaine, il est beaucoup plus facile d'enregistrer les réponses chimiques de tous les différents types de sensilles séparément sur l'antennee (figure 3A). Dans l'enregistrement de sensille unique, olfactive différente Sensilles présentent signaux neuronaux à l'action distinctement différents types et amplitudes (figure 3B) potentiels. Par exemple, E sensilles sont connus pour avoir un ou deux neurones à l'intérieur, tandis que le type D maison de sensilles plus de neurones que E ou C sensilles, produisant des potentiels d'action plus complexes que les autres à la suite. Les amplitudes des réponses neurales de C sensilla sont beaucoup plus petits que ceux des autres types Sensillum.
Une fois les connexions d'électrodes ont été mis en place, les réponses neurales de chaque type de sensille à chaque stimulus peuvent être enregistrées sur la base de leur identité et de l'intensité. Pour certains stimuli auxquels les punaises de lit sont extrêmement sensibles, la réponse de neurones peut être très forts et durer plusieurs secondes au-delà de la fin de la stimulation. Par exemple, en réponse à 10% de (+) - β-pinène, les punaises de lit ont montréune réaction forte avec un taux énorme de tir (≥200 pointes / sec) et la dynamique temporelle super-soutenus par rapport à la commande avec le solvant seul comme le stimulus (figure 4A et B). Différents stimuli peuvent susciter des réponses de neurones totalement différents provenant de la même sensille et différentes concentrations du même stimulus sont susceptibles de générer tout à fait différentes fréquences de mise à feu. Comme le montre la Figure 5, l'augmentation de la concentration de l'eucalyptol soulevé les fréquences de mise à feu de 30 picots / sec à 0,001% de 240 pics / sec à 10% d'une manière dépendante de la dose.
Figure 1. Un schéma illustrant la procédure de fixation pour les punaises. La punaise de lit est stabilisé sur la lamelle avec les antennes fixe sur la bande. L'échantillon assemblé est ensuite placé sur une étape magnétique. L'orientation et la hauteur de l'échantillon cun être ajusté à un angle approprié entre les antennes de punaises de lit et l'électrode d'enregistrement. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2. Répartition des sensilles olfactives sur les antennes de punaises des lits. D'image (A) une électrode microscope à balayage (MEB) d'une antenne de punaises des lits. L'antenne a quatre segments, le Sculpus (SC), Pedecel (PE), le premier flagelle (F1) et le second flagelle (F2). La plupart des sensilles olfactives sont situés sur F2, bien que quelques sensilles olfactives ont également été trouvés sur F1, qui est pensé pour être liée à leur fonction de détection de la phéromone d'agrégation pour la punaise de lit 16. (B) Une image SEM de la face extérieure de F2, qui abrite le olfac C et Esensilla Tory. (C) Une image SEM de la face interne de F2, qui a été trouvé pour loger tous les différents types de sensilles olfactives: D (Dα, Dß, Dγ), C et E. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure .
Figure 3. signaux neuronaux typiques de différents types de sensilles olfactives sur punaise de lit antennes. Des images (A) haute résolution SEM de chaque type de sensille olfactive sur les antennes de punaises des lits. Signaux neuronaux typiques des différents sensilles olfactives avant l'exposition à un stimulus (B). Dα, Dß, Dγ et C sensilles, qui abritent plusieurs neurones sensoriels olfactifs (ARS), présentent des potentiels d'action plus complexes que E1 et E2 sensilles, qui contain seulement un ou deux ARS. Les amplitudes des potentiels de C sensilla d'action sont beaucoup plus petits que ceux des autres types Sensillum. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 4. réponse neurale Représentant à des stimuli qui les punaises de lit sont sensibles à la. Trace (A) du signal montrant la réponse neurale typique d'un sensille olfactif (Dγ) au solvant, qui est utilisé comme témoin dans l'enregistrement de sensille unique. Les traces de signal sont définis pour démarrer 1 secondes avant la bouffée de 0,5 secondes de relance. Les traces de signaux continuent d'enregistrement pendant 10 secondes après le début de la bouffée de relance. (B) signal montrant la trace extrêmement forte réponse neuronale d'un olfactivesensille (Dγ) à un stimulus botanique, 10% de (+) - β-pinène. Après la bouffée de (+) - β-pinène est livré à l'sensille Dγ, ARS logés à l'intérieur de cette sensille sont tirés avec une fréquence élevée et une dynamique temporelle de longue durée. La barre blanche au-dessus de la trace du signal indique l'intervalle de 1 sec avant l'exposition de relance, la barre rouge au-dessus de la trace correspond à la livraison de la bouffée de relance sur le sensille olfactif, et la barre noire au-dessus de la trace indique le signal enregistré après la fin de stimulus bouffée. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 5. réponses dose-dépendante représentatifs de ARS aux stimuli. Utiliser un autre stimulus botanique, eucalyptol comme un example, la sensilla Dγ affiché une réponse dépendante de la dose à différentes concentrations de l'eucalyptol. Comme les concentrations ont augmenté de 0,001% à 10%, les fréquences de tir est passé de 30 picots / s à 240 pointes / sec. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
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Discussion
La technique Sensillum simple enregistrement a été largement utilisé dans le test des réponses neuronales des insectes tels que les mouches des fruits, les moustiques et les punaises de lit à différents stimuli chimiques dans l'environnement. Ces stimuli chimiques sont souvent dissous et dilués dans un solvant commun, afin de préparer différentes doses de traitements. Cependant, différents solvants peuvent produire assez différentes vitesses de libération pour les stimuli. Des études antérieures sur certains insectes largement étudiés tels que Drosophila melanogaster, Anopheles gambiae, Culex quinquefasciatus et Aedes aegypti ont habituellement utilisé l'huile de paraffine comme solvant pour dissoudre les stimuli, comme ces insectes sont relativement insensibles à l'huile de paraffine 17-20. Huile de paraffine a également été utilisé dans des études antérieures d'enregistrement de sensille simples de punaises de lit, pour la même raison 14. Toutefois, le solvant le plus couramment utilisé peut ne pas être le meilleur pour chaque espèce d'insectes. Dans le casoi des punaises de lit, à la fois l'huile de paraffine et le DMSO, à laquelle les punaises de lit présentent également l'insensibilité, ont été utilisés pour dissoudre les stimuli dans différentes études 14,15, mais les mêmes doses de stimuli dilué dans le DMSO apparaîtra à obtenir des réponses de neurones beaucoup plus fortes sur sensilles des punaises de lit. Par exemple, le DMSO-dissous R - (+) - limonène et S - (-) - limonène réponses de neurones générés de ≥70 pointes / sec à partir Dγ sensilles sur punaise de lit antennes, tandis que le limonène d'huile dissous paraffine suscité des réponses de neurones de seulement ≤25 pointes / sec à partir Dγ sensilles. Cette diminution de la réponse neurale est assez courant dans les stimuli qui ont été dilués avec de l'huile de paraffine, probablement en raison de la vitesse de libération plus lente de l'huile de paraffine par rapport à du DMSO. Ce taux de libération plus lente réduit la quantité de mesures de stimulation sur la surface de la sensille et peut aboutir à une conclusion trompeuse en ce qui concerne la sensibilité des insectes à certains médiateurs chimiques.
Deux ste critiqueps pour effectuer l'enregistrement de sensille seule préparation sont 1) de l'échantillon et 2) l'enregistrement de signal. Pour la préparation de l'échantillon, car les punaises de lit ont des jambes très fortes et des antennes déplacer activement, il est très important d'enlever toutes jambes et tenir les antennes étroitement sur le ruban adhésif double face. Dans le procédé d'enregistrement de signaux, parfois, il est impossible en position de l'électrode au point dans le puits de sensille. Si tel est le cas, l'électrode peut perforer l'extrémité postérieure de l'sensille, qui donne toujours un signal très propre et claire avec très peu de bruit de fond.
Comme il ya plusieurs neurones logés dans le D et C Type sensilles, il est souvent difficile de faire la distinction entre les neurones individuels basés sur les amplitudes et les formes des potentiels d'action produits pendant SSR. Cependant, il est encore possible de voir les différences dans les réponses des punaises de lit à différents stimuli en fonction de la fréquence de tir combiné de tous les neurones dans le même sensillum. Théoriquement, les punaises de lit sont sensibles à certains stimuli avec une forte stimulation tout insensible à d'autres stimuli avec une stimulation faible à la même dose. D'autres études intégrant les tests de comportement et de l'information de leur réponse neurale à ces stimuli seraient donc fournir des informations significatives sur les écomones écologiquement apparentées pour les punaises de lit.
Dans cette étude, nous avons aussi utilisé la technique SSR pour tester les réponses neurales de sensilles olfactives à des doses différentes de stimuli. Nous avons observé une tendance dose-dépendante dans les réponses de neurones de l'punaises de lit à différents produits chimiques. Cependant, compte tenu de l'environnement complexe des punaises de lit vivent dans, la dose réelle de volatiles rencontrées par les punaises de lit dans leur environnement normal sera très faible. En conséquence, les médiateurs chimiques qui provoquent une forte réponse neurale à faibles doses bas à 1:10 5 v / v et 01h10 4 v / v sont plus susceptibles d'être biologiquement significatif pour les punaises de lit que les autres produits chimiques tchapeau fonctionner uniquement à des doses élevées. Par conséquent, ces médiateurs chimiques qui agissent à des doses faibles jouent probablement un rôle important dans la chimioréception des punaises de lit, en les aidant à trouver un hôte ou éviter les facteurs négatifs, et seront donc fournir des indications utiles dans le dépistage de promettant attractifs de punaises de lit ou des répulsifs pour une utilisation dans à la fois en laboratoire et des essais sur le terrain.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Tungsten wire | A-M SYSTEMS | #716500 | Used for preparing the electrode |
| KNO2 | Sigma | #310484 | Used for sharpening the tungsten wire |
| AC Power Supply | BK Precision | 1653A | Providing the voltage in sharpening the tungsten wire |
| Leica Z6 APO Microscope | Leica | 10447424 | Used for observing the sensilla on antennae |
| Simulus controller | Syntech | CS-55 | Used for controlling the stimulus application |
| 4-Channel USB Acquisition Controller | Syntech | IDAC-4 | Real-time on screen display of all signals before and during recording |
| Light Source | SCHOTT | A20500 | Providing light sources for observation |
| Micromanupulator | Leica | 115378 | Used for minor movement of electrode |
| Speaker | Juster | 95a | Connected with Acquisition Controller IDAC-4 and providing sound for the signal |
| Magnetic stand | Narishige | GJ-1 | Used to hold the reference electrode, stablized bed bug and stimulus delivery tube |
| TMC Vibration Isolation Table | TMC | 63-500 | Used for isolating the vibration from the equipments |
| Coverslip | Tedpella | 2225-1 | Used for holding the bed bug |
| Double-sided Tape | 3M | XT6110 | Used for stablizing the bed bug on the coverclip |
| Dental Wax | Dentakit | DK-R012 | Used for supporting the coverclip where bed bug is stablized |
References
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