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Medicine

原位后肢移植中的鼠标

Published: February 12, 2016 doi: 10.3791/53483
* These authors contributed equally

Summary

这种新颖的模型在小鼠原位后肢移植,申请超微血管吻合的非缝合袖套法,提供了相关的血管化复合同种异体移植(VCA) 体内机械免疫学研究的有力工具。

Protocol

所有实验均按照指南的护理与健康研究所(NIH)的实验室动物的用途进行,由约翰霍普金斯大学动物护理和使用委员会(JHUACUC)获得批准。经批准的ACUC协议MO13M108下进行的具体程序。

1.供体手术

  1. 对于在手术前各药理配方合适的时间点管理镇痛。按照批准的动物护理和使用协议使用0.1毫克皮下注射丁丙诺啡/公斤体重1小时前皮肤切口。
  2. 通过连接到4%的异氟醚蒸发室采用沉稳的异氟醚捐助;通过鼻锥保持在2%的镇静和麻醉。执行脚趾捏撤回反射并监控之前的程序的启动麻醉深度。
  3. 戴口罩,一次性隔离衣和手套。
  4. 剃须手术AREA,特别是后肢和腹股沟,并准备用10%聚维酮 - 碘。
  5. 使用无菌区悬垂性,蒸压仪器和高放大倍率的显微镜(40X)。
  6. 使腹股沟皮肤切口用剪刀近侧到大腿中部区域和周向连接切口划定从小鼠身体的其余部分的后肢。
  7. 识别和解剖股动脉,静脉和神经。单独使用镊子和微型剪刀三种结构。
  8. 一旦血管蒂解剖划分容器在使用微剪刀腹股沟韧带的水平。
  9. 接下来,继续在大腿中部的水平近端划分个体腹(股薄肌和内侧大腿肌肉)和背部肌肉群20到移植使用剪刀供体动物分开。
  10. 横切股骨和在用剪刀股骨轴的中间切断。
  11. 异氟醚过量FOL动物实施安乐死颈椎脱位钮。确认心脏跳动和呼吸停止。
  12. 通过使用安装在注射器33克冲洗针冲洗用肝素化2毫升(30 IE)的冷(4℃)盐水肢体(参见材料数据表)。
  13. 广场上的股静脉和动脉1聚酰亚胺袖口,分别为。
  14. 在4℃直至嵌入包裹接枝到湿棉花纱布,置于培养皿中,并存储。

2.受体手术

  1. 后肢的去除
    1. 对于在手术前各药理配方合适的时间点管理镇痛。按照批准的动物护理和使用协议使用0.1毫克/公斤丁丙诺啡SC 1小时前,皮肤切口的BW。
    2. 通过连接到4%的异氟醚蒸发室采用沉稳的异氟醚捐助;通过鼻锥保持在2%的镇静和麻醉。执行脚趾捏撤回反射监察部门之前的过程的开始麻醉小时。
    3. 使用鼠标的眼睛兽医药膏,以防止干燥时的麻醉下。
    4. 剃手术区,特别是后肢和腹股沟和制备用10%聚维酮 - 碘。
    5. 使腹股沟皮肤切口用剪刀近侧到大腿中部区域和周向连接切口划定从小鼠身体的其余部分的后肢。
    6. 识别和解剖股动脉,静脉和神经,并分开使用镊子和微型剪刀三种结构。
    7. 一旦血管蒂被解剖,在腹股沟韧带的水平夹紧股血管。
    8. 末节砍船只在腹壁浅动脉水平。
    9. 接着,继续向近侧在大腿中部水平来划分各个腹侧(纤细和大腿内侧肌肉)和背的肌肉群20以分离天然后立使用剪刀受体动物MB。
    10. 横切股骨在用剪刀股骨轴的中间。
    11. 此前烧灼切断大腿肌肉,防止解剖部位出血,从而收件人失血。
  2. 植入
    1. 通过用温盐水(37℃)冲洗手术区域和前压入0.3毫升温盐水和手术后减少流体损失。
    2. 放置接枝在反映通过对准收件人和移植物的股骨并用20G的脊椎针头作为一个髓内杆连接它们的天然后肢的精确解剖位置的方法。
    3. Coapt使用可吸收缝合材料(6-0 Polysorb)腹侧和背侧肌肉群。
    4. 连接使用非缝合袖套法股血管;详细地说,拉容器的接收者侧超过预先安装在容器的翻边的格拉夫的结束吨。使用10-0尼龙缝合线,并进行圆周领带到收件人容器固定到袖口。
    5. 接着松开夹子。在这个阶段,直观地验证袖口旋转和最佳位置以防止错旋转和扭曲的船只。
    6. 使用电烧灼特别注重肌肉收件人捐助接口和骨端上执行细致的止血。
    7. 关闭使用不可吸收缝线尼龙(6-0 Ethilon)皮肤。
    8. 通过允许动物在笼子里恢复加热灯下建立常温条件。继续定期监测之前将其返回到所述壳体设施至少4小时。
    9. 在3天的剂量为0.1mg / kg的SC每6-8小时提供丁丙诺啡术后镇痛。

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Representative Results

使用非缝合袖套法在小鼠模型中进行血管复合同种异体移植允许以获得优良的和长期的移植物和动物存活如图1。此外,它表示在血管复合获得逐渐同种异体移植物排斥的可再现的结果的可靠方法同种异体移植如由图2所示的图像记录。从动物进行排斥进一步强调同种异体移植物排斥在这个小鼠模型中的可再现动力学图3)获得的组织的H&E组织学。

图1
图1.移植存活在完全H2相合小鼠品系组合[只Balb / c(H2K D)到C57BL6(H2K B)。虽然所有的同源transpl蚂蚁(N = 10)被接受长期的,未经处理的移植(N = 10)中敏锐地拒绝和平均8 - 9天。根据班夫标准皮肤排斥3级被认为在本研究中完全抑制。 请点击此处查看该图的放大版本。

图2
图2.临床特点拒绝和完全H2-不匹配[的Balb / c(H2K D)到C57BL6(H2K B)]鼠原位后肢移植的动态变化。( 一)临床 0级,(B)临床1级,( C)有costimul治疗临床2级,(D)临床3级,和(E)临床4级排斥反应,(F)长期存活的移植(POD 100)通货膨胀封锁(antiCD40单抗+的CTLA4Ig)的方案。 请点击此处查看该图的放大版本。

图3
图3.术后第7天,以及皮肤和肌肉在同基因移植(A)和异基因移植(B)的H&E染色脚垫皮肤和肌肉在同基因移植(C)和异基因移植术后第7天的H&E染色(D )(比例尺:0.1微米) 点击此处查看该图的放大版本。

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Discussion

血管化复合异体移植,如上肢和面部移植毁灭性的组织缺损,已演变为对患者没有可修正传统的重建手术有效的治疗选择。在重建显微外科学领域的技术进步,以及与强效免疫和实体器官移植免疫调节疗法相当丰富的经验,现在可以在这个独特的患者人群3,21-长期移植存活。然而,对于移植的维护和生存需要长期免疫抑制显著的副作用仍然限制了这些提高生活而不是救命重建模式3,22,23的更广泛的应用。此外,VCAS的对比实体器官移植的成功还取决于接受者神经及时再生到同种异体移植物重新支配运动功能两者的肌肉,以及触摸和温度觉感官元件恢复功能。从免疫学的角度来看,在所有移植医学的,在重建移植总体目标是实现业务宽容,允许接受同种异体移植物,而不需要进行长期免疫抑制维持23的状态。在这方面,小鼠已经发展到代表在体内模型系统中的主要在移植免疫学研究以调查在一个完整的免疫系统实现同种异体抗原特异性耐受的途径。此外,小鼠H2复杂酷似人MHC复合物。因此,近交系和基因分型小鼠品系允许通过采用不同程度同种异体抗原来自同基因的失配到一个完全同种异体菌株组合的相关和非相关的生活和尸体供设置临床情景建模。转基因动物和特定基因敲除动物的可用性。此外,所有通过提供选择性激活或细胞或蛋白成分的耗尽的可能性的作用和对免疫接受和拒绝个别分子途径和调节机制的影响的流入调查。这是通过对体外的小鼠系统唯一地开发诊断和治疗剂例如,抗体)的广泛可用性平行体内研究24。总体而言,这些方面使鼠系统的“金标准”的基本移植免疫学研究。

虽然已有了VCA描述的各种小13,16,18,20,25,26和大型动物模型14,27-29最近由Brandacher等人审查。30只有极少数实际上是适用于机械基础免疫学研究16 ,24,30。由于小鼠股动脉和静脉的小血管直径,它需要先进外科和超英里crosurgical培训和技能来成功执行吻合的原位后肢移植的关键组成部分。虽然解剖结构的细致,认真解剖是在这个模型在此前公布的车型20,31,32严格相关的,袖口技术已较亚毫米级船舶16,25和缝合吻合表示不太陡峭的学习曲线在几个月的夫妇培训与严格的日常实践来实现。根据我们的经验,未经训练的microsurgeon将需要30 -50程序试图获取足够的,可靠的技能来完成这个模型具有较高的成功率。对于经验丰富,训练有素的microsurgeon 15 - 30次尝试应该足以掌握这一基于袖带的鼠标后肢移植model.The减少这里介绍的程序的复杂性是由这种方法需要有限的血管长度,从而剥离的事实进一步体现。我们查出服用Ť在腹股沟韧带,他捐助的船只,并在腹壁浅血管水平提供了足够的长度,尽管普遍的观点,即袖口技术需要大量的额外长度适用接收方船只。例如,一种先前公布的方法描述了在髂外容器和受体血管中的腘容器32的水平的水平的必要性收获供体容器。此外,在压脉袋技术,在执行吻合术要求相比,缝合技术更短的时间,并导致总体减少的操作时间。在有经验的医生,捐助国和受援国的程序可在平均90分钟内完成。这与先前报道的方法,其中延长收件人麻醉时间是成功及围手术期生存的关键因素相比,显著改善;制作一个两外科医生的必要性接近的一个先决条件31-33。此外,最小至没有从吻合进一步有助于出血显著减少失血,从而减少了需要的收件人的液体复苏,如先前在本模型33的其它决定成功说明。最后,袖口技术代表具有一个显著的成本优势的方法相比11-0微缝合材料的高费用。因此,非缝合袖套法表示底层协议的最关键的步骤。在东通过一个优雅的研究等,各种不同的肌及骨肌皮瓣,包括腹股沟血管皮瓣已经描述了基于关闭鼠标股骨头血管蒂32。而这里提出的方法只关注整个小鼠后肢移植上,所提出的原理可以很容易地转换和在不同的其它解剖学瓣设计使用。值得注意的是,虽然以前的作者报告automutilation或移植,因为这并没有在我们的经验中观察到手术后的生存31,32期间显著并发症的自噬。此外,恢复快,饲养和仪容的动物的能力有限减值强调,移植腿的原位插图对其造成只有最小的收件人的发病率。

此视频出版物中描述的模型还引入了明显的优点相比,先前公开的技术的鼠标设置。首先,如先前由我们的组16所报告的,袖套法可以与一个管腔直径小于1毫米船只使用,允许一个后肢移植的原位移植。这种方法提供了用于使用该模型结合在两种免疫以及相关的VCA 16,25神经再生的功能研究的基础。神经再生是至关重要给F重建移植ield,因为这些都是非救生程序的成功主要是由功能性和美学缺陷恢复来确定。

一个骨肌皮瓣从后肢始发的异位插图是提供给外科医生15的额外模型。然而,在这种方法中,手术切除潜在兴趣的结构,如钉子和足垫的无毛皮肤的,限制了这种方法的多功能性与解剖学上未改变的后肢移植的原位移植相比。这是在重建移植特别感兴趣,因为这些结构已在患者造成机械应力到其手移植34被描述为非典型排斥过程的目标。天生特有的一种血管复合组织异体移植是骨成分,如血管化骨中含有可行的骨髓,是一个constantlŸ更新组件和捐赠者的免疫系统前体的来源。虽然这种小心视为可能的来源为移植物抗宿主病(GVHD),这尚未在动物模型35,36以及人类37观察到。多,相反实际上,如图临床前36和临床研究38-40,器官移植的与供体骨髓移植的组合或选择的骨髓来源的细胞产品输血实际上显示了关于免疫抑制的量需要21有利效果;一些协议甚至已经显示操作容差而不需要基于药物的免疫抑制41。

该出版物由所示的模型和方法产生了在同系供体100%长期动物存活-收件人组合图1)以及证实接枝accepta的良好表征的模式NCE和排斥同种异体应变组合在图2和3所述。此外,在皮肤中的VCA排斥的可见主目标,如下的排斥与人类VCA相关的4个不同的临床情况可重复图案通过所概述的2007年班夫工作分类VCA 42,使得这种模式特别译含皮肤。因此,对于以上的所有重建移植这个高度可靠的小鼠模型中,引入了基因定义自交系和转基因小鼠品系的一个多功能免疫模型系统,该系统将打开的可能性与临床VCA平移影响诊断和介入研究的可用性。

需要之前着手掌握所描述的技术的基本显微技术可以被视为限制到这种模式,但是,它是在相同的主要障碍任何小鼠显微模型。星期四S,此视频协议的主要目的是提供老练microsurgeon 体内模型的替代方法微血管吻合在鼠为血管复合同种异体移植。此外,该模型允许一个完整的血管的骨髓成分的移植,以及在神经再生研究使用功能模型。

总之,我们建立了一个新的,多功能的,并且可靠小鼠模型原位后肢移植使用打开有关的VCA的任何方面的门基本机理,以及翻译研究的非缝合袖口技术。

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Acknowledgments

这项工作是由陆军,海军,美国国立卫生研究院,空军,VA和卫生事务的支持,支持AFIRM II的努力,在奖号W81XWH-13-2-0053。美国陆军医学研究收购活动,820钱德勒街,德特里克堡MD 21702-5014是颁发和管理采购办公室。意见,解释,结论和建议是那些作者的,不一定是由美国国防部批准。

笔者想在这项研究中感谢杰西卡IZZI,DVM,卡罗琳·加勒特,DVM和朱莉·沃森,DVM的出色兽医支持。

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Suture, 6-0 Nylon MWI 31849
Suture, 6-0 Polysorb MWI 72667
Suture, 10-0 Nylon Aero Surgical TK-107038
Polyimide Tubing, Size 25 Vention Medical 141-0023
Polyimide Tubing, Size 27 Vention Medical 141-0015
Microvascular Clamps (Single) Synovis 00396
Microvascular Clamps (Double) Synovis 00414
Micro-Scissors Synovis SAS-18
Micro-Forceps Synovis FRS-15 RM-8
Micro-Dilators Synovis FRS-15 RM-8d.1
Micro-Needledriver Synovis C-14
Micro-Clamp Applicator Synovis CAF-4
Micro-Flushing Needle Hamilton 10MM, 30°, 33G
Lactated Ringers Solution Fisher Scientific NC9968051
Buprenorphine DEA Number required; Obtained from hosptial pharmacy.
Enrofloxacin; Baytril Bayer Health Care 186599
Heparin Obtained from hosptial pharmacy

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References

  1. Khalifian, S., et al. Facial transplantation: the first 9 years. Lancet. , (2014).
  2. Petruzzo, P., Dubernard, J. M. The International Registry on Hand and Composite Tissue allotransplantation. Clin. Transpl. , 247-253 (2011).
  3. Shores, J. T., Brandacher, G., Lee, W. A. Hand and Upper Extremity Transplantation: An Update of Outcomes in the Worldwide Experience. Plast. Reconstr. Surg. , (2014).
  4. Levi, D. M., et al. Transplantation of the abdominal wall. Lancet. 361, 2173-2176 (2003).
  5. Strome, M., et al. Laryngeal transplantation and 40-month follow-up. N.Engl.J. Med. 344, 1676-1679 (2001).
  6. Rose, K. G., Sesterhenn, K., Wustrow, F. Tracheal allotransplantation in man. Lancet. 1, 433 (1979).
  7. Hofmann, G. O., et al. Allogeneic vascularized transplantation of human femoral diaphyses and total knee joints--first clinical experiences. Transplant. Proc. 30, 2754-2761 (1998).
  8. Hu, W., et al. A preliminary report of penile transplantation. Eur. Urol. 50, 851-853 (2006).
  9. Brannstrom, M., et al. Livebirth after uterus transplantation. Lancet. , (2014).
  10. Sarhane, K. A., et al. Diagnosing skin rejection in vascularized composite allotransplantation: advances and challenges. Clin. Transplant. 28, 277-285 (2014).
  11. Schneeberger, S., Khalifian, S., Brandacher, G. Immunosuppression and monitoring of rejection in hand transplantation. Tech. Hand Up. Extrem. Surg. 17, 208-214 (2013).
  12. Lee, W. P., et al. Relative antigenicity of components of a vascularized limb allograft. Plast. Reconstr. Surg. 87, 401-411 (1991).
  13. Sucher, R., et al. Hemiface allotransplantation in the mouse. Plast. Reconstr. Surg. 129, 867-870 (2012).
  14. Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. J Vis Exp. , (2013).
  15. Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. J Vis Exp. , (2014).
  16. Sucher, R., et al. Mouse hind limb transplantation: a new composite tissue allotransplantation model using nonsuture supermicrosurgery. Transplantation. 90, 1374-1380 (2010).
  17. Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141, 682-689 (2007).
  18. Sucher, R., et al. Orthotopic hind-limb transplantation in rats. J Vis Exp. , (2010).
  19. Zou, Y., Brandacher, G., Margreiter, R., Steurer, W. Cervical heterotopic arterialized liver transplantation in the mouse. J. Surg. Res. 93, 97-100 (2000).
  20. Zhang, F., et al. Development of a mouse limb transplantation model. Microsurgery. 19, 209-213 (1999).
  21. Schneeberger, S., et al. Upper-extremity transplantation using a cell-based protocol to minimize immunosuppression. Ann. Surg. 257, 345-351 (2013).
  22. Azari, K., Brandacher, G. Vascularized composite allotransplantation. Curr Opin Organ Transplant. 18, 631-632 (2013).
  23. Pomahac, B., Gobble, R. M., Schneeberger, S. Facial and hand allotransplantation. Cold Spring Harb. Perspect. Med. 4, (2014).
  24. Chong, A. S., Alegre, M. L., Miller, M. L., Fairchild, R. L. Lessons and limits of mouse models. Cold Spring Harb. Perspect. Med. 3, a015495 (2013).
  25. Lin, C. H., et al. The neck as a preferred recipient site for vascularized composite allotransplantation in the mouse. Plast. Reconstr. Surg. 133, 133e-141e (2014).
  26. Shapiro, R. I., Cerra, F. B. A model for reimplantation and transplantation of a complex organ: the rat hind limb. J. Surg. Res. 24, 501-506 (1978).
  27. Leto Barone, A. A., et al. The gracilis myocutaneous free flap in swine: an advantageous preclinical model for vascularized composite allograft transplantation research. Microsurgery. 33, 51-55 (2013).
  28. Mathes, D. W., et al. A preclinical canine model for composite tissue transplantation. J. Reconstr. Microsurg. 26, 201-207 (2010).
  29. Barth, R. N., et al. Prolonged survival of composite facial allografts in non-human primates associated with posttransplant lymphoproliferative disorder. Transplantation. 88, 1242-1250 (2009).
  30. Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation. Birth Defects Res C Embryo Today. 96, 39-50 (2012).
  31. Foster, R. D., Liu, T. Orthotopic hindlimb transplantation in the mouse. J. Reconstr. Microsurg. 19, 49 (2002).
  32. Tung, T. H., Mohanakumar, T., Mackinnon, S. E. Development of a Mouse Model for Heterotopic Limb and Composite-Tissue Transplantation. J. Reconstr. Microsurg. 17, 267-274 (2001).
  33. Zhang, F., Shi, D. Y., Kryger, Z., Moon, W. Development of a mouse limb transplantation model. Microsurgery. 19 (5), 209-213 (1999).
  34. Schneeberger, S., et al. Atypical acute rejection after hand transplantation. Am. J. Transplant. 8, 688-696 (2008).
  35. Mathes, D. W., et al. Stable mixed hematopoietic chimerism permits tolerance of vascularized composite allografts across a full major histocompatibility mismatch in swine. Transpl. Int. 27, 1086-1096 (2014).
  36. Yamada, Y., et al. Use of CTLA4Ig for induction of mixed chimerism and renal allograft tolerance in nonhuman primates. Am. J. Transplant. 14, 2704-2712 (2014).
  37. Sachs, D. H., Kawai, T., Sykes, M. Induction of tolerance through mixed chimerism. Cold Spring Harb. Perspect. Med. 4, a015529 (2014).
  38. Kawai, T., et al. HLA-mismatched renal transplantation without maintenance immunosuppression. N. Engl. J. Med. 358, 353-361 (2008).
  39. Kawai, T., Sachs, D. H. Tolerance induction: hematopoietic chimerism. Curr Opin Organ Transplant. 18, 402-407 (2013).
  40. Kawai, T., Sachs, D. H., Sykes, M., Cosimi, A. .B. HLA-mismatched renal transplantation without maintenance immunosuppression. N. Engl. J. Med. 368, 1850-1852 (2013).
  41. Leventhal, J., et al. Chimerism and tolerance without GVHD or engraftment syndrome in HLA-mismatched combined kidney and hematopoietic stem cell transplantation. Sci. Transl. Med. 4, 124-128 (2012).
  42. Cendales, L. C., et al. The Banff 2007 working classification of skin-containing composite tissue allograft pathology. Am. J. Transplant. 8, 1396-1400 (2008).

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医药,108期,鼠标,血管复合异体移植,后肢移植,免疫学,非缝合袖口技术
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Furtmüller, G. J., Oh, B.,More

Furtmüller, G. J., Oh, B., Grahammer, J., Lin, C. H., Sucher, R., Fryer, M. L., Raimondi, G., Lee, W. P. A., Brandacher, G. Orthotopic Hind Limb Transplantation in the Mouse. J. Vis. Exp. (108), e53483, doi:10.3791/53483 (2016).

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