Summary
Ce manuscrit décrit des méthodes associées à la création et la réparation d’un défaut de la paroi abdominale ventrale (hernie). Ce modèle peut être utilisé pour étudier les stratégies de réparation tels que ceux qui utilisent des matériaux implantés. Dans ce manuscrit, réparation de la hernie expérimentale avec la sous-muqueuse intestinale petite porcine est présentée comme un exemple.
Abstract
Hernie abdominale ventrale est une affection clinique relativement fréquente nécessitant parfois une herniorraphie (chirurgie réparatrice). La réparation de l’hernie ventrale abdominale nécessite généralement l’implantation d’un matériau à servir de pont mécanique à travers l’anomalie de la paroi abdominale. Biomatériaux, tels que la sous-muqueuse intestinale petite porcine (SIS), également servent un treillis pour la croissance cellulaire dans l’implant et peuvent intégrer naturellement les tissus de l’hôte. Mise au point de ces matériaux de réparation bénéficie de l’utilisation de modèles animaux dans lequel défauts de la paroi abdominale expérimentales sont créés facilement et sont prêtent à la réparation de façon reproductible. La méthode proposée ici décrit la création chirurgicale et la réparation d’hernie abdominale ventrale dans un modèle de rat. Lorsque vous SIS est utilisée pour réparer une hernie abdominale ventrale expérimentale dans ce modèle, il est rapidement intégrée dans les tissus de l’hôte dans les 28 jours suivant l’implantation. Sur le plan histologique, incorporation de leur matériel implanté dans les tissus de l’hôte se caractérise par une réponse fibrovasculaire robuste. Améliorations futures et les applications du modèle rat hernie abdominale peuvent probablement impliquent des animaux diabétiques ou obèses comme un moyen de plus étroitement mimiques comorbidités communs de l’homme.
Introduction
Hernie de la paroi abdominale est un problème clinique courants qui peut-être survenir du fait de la malformation congénitale, traumatisme ou échec de fermeture des plaies chirurgicales impliquant la paroi abdominale. Réparation implique généralement à l’aide d’un implant pour renforcer la paroi abdominale, avec un taux de récurrence a noté chez les patients traités avec l’implant par rapport à ceux en qui la paroi abdominale est simplement fermée par suture réduit. 1
Chirurgie hernie nécessite souvent de raccordement mécanique du défaut avec un matériel implanté. À cet égard, matériaux synthétiques et naturels ont été utilisés pour la réparation de l’hernie. De nombreux matériaux synthétiques sont généralement non résorbable et comprennent polypropylène, polyéthylène téréphtalate polyester et polytétrafluoroéthylène expansé, tandis que les autres implants synthétiques combinent une des matières non résorbable avec un résorbable polymère tel que polygalactine. 1 en revanche, les implants matériels naturels proviennent généralement de sources provenant de cadavres soit animales ou humaines. Les matériaux naturels utilisés pour la réparation des hernies sont généralement riches en collagène et agissent comme un échafaudage pour le recrutement et l’intégration des tissus de l’hôte.
Le désir de développer et optimiser de nouveaux matériaux pour la réparation de l’hernie abdominale ventrale nécessite un modèle animal approprié pour l’évaluation des matériaux candidats. Des études ont été menées dans une variété d’espèces, y compris les moutons,2 cochons,3 lapins, rats de4 ,5,6,7,8 et les chiens. 9 l’avantage d’utiliser des rats à de telles études est qu’ils offrent un modèle facilement manipulable disponible dans une variété de souches consanguines pour permettre un contrôle de la variabilité génétique. En outre, la plus petit ensemble surface corporelle du rat par rapport aux autres espèces énumérées ci-dessus permettre l’évaluation des matériaux qui peuvent être de nature expérimentale et, par conséquent, pas abondant. En outre, réduits les coûts associés au rats par rapport aux autres espèces permettant de capacité relativement accrue de matériaux candidats écran devant servir à la réparation de l’hernie ventrale abdominale. Considérations relatives aux matériaux comprennent généralement la facilité de manipulation par le chirurgien, la résistance, la capacité à intégrer dans les tissus de l’hôte, biocompatibilité et la résistance à l’infection.
À titre d’exemple, la sous-muqueuse intestinale petite porcine (SIS) est un biomatériau naturel qui a été utilisé pour une grande variété d’indications de réparation tissulaire, y compris la réparation de ventrales hernies abdominales, inguinales et diaphragmatiques. 10 , 11 , 12 SIS est rapidement intégrée dans les tissus de l’hôte et s’est avérée pour être généralement résistantes à l’infection et donc le matériau a une utilité particulière dans des champs contaminés. 13 , 14 dans le modèle de rat, SIS a démontré la facilité de manipulation, bonne résistance à la traction telle que déterminée par l’essai de rupture en traction uniaxiale et la promotion de tissulaire en termes de dépôts de collagène et une néovascularisation. 6 , 7
Un pontage chirurgical précise du défaut est une caractéristique essentielle de la modélisation productive lors de l’évaluation des matériaux de réparation des candidats. L’animal doit être suffisamment anesthésiée et aseptique technique strictement suivie. En outre, un défaut de la paroi abdominale de taille standard doit être soigneusement créé et ensuite comblé d’une manière qui protège suffisamment la matière pour les marges de la malformation. 8 ce protocole fournit une méthode standard à suivre pour la création chirurgicale et la réparation de, une hernie abdominale ventrale SIS en prenant comme exemple de raccordement matériel chez un rat.
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Protocol
l’utilisation des animaux dans le présent protocole a été approuvée par l’Université de Notre Dame Institutional Animal Care et utiliser, suivi de tous les règlements et les lignes directrices et a été réalisée dans un établissement agréé par le Association pour l’évaluation et l’accréditation du laboratoire de protection des animaux (AAALAC), International.
1. sélection des animaux
- Acquire exempts de micro-organismes pathogènes des rats Sprague Dawley d’un fournisseur réputé ou colonie reproductrice.
Remarque : Souvent, le vétérinaire de l’établissement ou le directeur peut ordonner au chercheur de sources appropriées. Rats d’environ 250 g de poids de corps ne conviennent pas pour cette procédure. - Un jour avant la chirurgie, examiner les animaux destinés à être utilisés pour s’assurer qu’ils sont cliniquement sains. À cet égard, peser l’animal et d’évaluer la condition physique ; Notez toute anomalie dans la respiration, la présence d’une plaie ouverte ou de masses et le niveau de l’activité générale de l’animal. Notez toute anomalie dans le dossier chirurgical et examiner les observations telles que les critères d’exclusion potentielle.
2. Anesthésie et préparation des animaux pour la chirurgie aseptique
- pour l’analgésie, administrer de 1,1 à 1,2 mg/kg de la buprénorphine à libération prolongée, par voie sous-cutanée au rat 2 h avant la chirurgie. appliquer la pommade ophtalmique pour les deux yeux et d’administrer 2 mL de réchauffé de sérum physiologique stérile par voie sous-cutanée.
- Anesthésier le rat avec une dose intrapéritonéale de chlorhydrate de kétamine (90 mg/kg) et de xylazine (10 mg/kg). Appliquer une petite quantité de lubrifiant oculaire à chaque œil pour empêcher le dessèchement cornéenne. Une fois l’animal ’ respiration s est stable et n’a plus aucune réponse à une pincée de pied ferme, le rat a atteint un niveau d’anesthésie suffisante pour la chirurgie. Un niveau acceptable de l’anesthésie peut être confirmé par la présence d’un profond, respiration régulière et la couleur normale de le œil (versus pâleur, qui pourrait faire penser à une perfusion insuffisante cardiovasculaire).
- Raser l’abdomen ventral avec un coupe-ongles commerciale du pubis au sternum et des marges latérales sur le ventrum. Enlever les poils taillés en appliquant une serviette de papier humide sur la zone.
- Frotter la zone rasée avec un iodophore antiseptique suivie d’un chiffon avec l’éthanol à 70 %. Appliquer des draps chirurgicaux afin qu’une fenêtre pour l’incision peut être isolée du risque de contamination.
- Don une casaque stérile, un masque et un bonnet de cheveux. Bien laver et frotter les mains avec du savon et don de gants chirurgicaux stériles.
3. Création et réparation de l’hernie ventrale abdominale
- avant la chirurgie, stériliser les instruments chirurgicaux par autoclave.
- à l’aide d’un scalpel, faites une incision verticale à environ 3-4 cm le long de la ligne ventrale médiane jusqu’au niveau de la musculature abdominale. Soulever la paroi abdominale doucement avec une pince et créer une petite ouverture par l’intermédiaire de la linea alba. Pour protéger les viscères sous-jacents, insérer une pince dans le trou et dans la cavité abdominale à servir comme guide protecteur de la paroi musculaire est incisée pour créer un environ les défauts de pleine épaisseur 2 cm sur 2 cm, couper environ 1 cm latérale de chaque côté de la ligne médiane sur les deux extrémités de la linea incision alba.
- Poser une section précoupées de 2 cm sur 2 cm de matériau Raccordement mécanique, SIS 4 couches dans ce cas (Figure 1), sur le défaut.
Remarque :, Une approche de sous-couche montér dans lequel la section de matériel est placée dans la cavité abdominale pour couvrir le vice de l’aspect intérieur.
Aux quatre coins de l’entretoisement matérielles du muscle de la paroi abdominale à l’aide de soie ou nylon 4-0 dans un modèle simple suture interrompu de suture - .
Remarque : L’utilisation de suture non résorbable permet d’identifier facilement le matériel implanté à la récolte par rapport aux matériaux de suture résorbable. - Fixer chaque bord de la pièce avec trois sutures plus espacés également. Examiner le bord circonférentiel complet pour s’assurer qu’il n’existent pas de lacunes importantes qui peut-être permettre le passage des viscères à travers la paroi abdominale ; et, si ces écarts existent, placer des sutures supplémentaires pour sécuriser davantage la marge de.
- Fermer le tissu sous-cutané avec suture résorbable 4-0 dans un simple motif interrompu. Fermer la peau avec des agrafes chirurgicales, bien que la suture appliqué dans un simple motif interrompu peut également être utilisé.
- N’abandonnez pas l’animal jusqu'à ce qu’il a repris connaissance suffisante pour reprendre le décubitus sternal ; et ne retournez pas un animal qui a subi une chirurgie à la compagnie des autres animaux jusqu'à ce qu’il a pleinement récupéré de l’anesthésie. Pendant ce temps, garder l’animal dans un endroit chaud pour éviter l’hypothermie.
- Examiner animaux tous les jours qui ont subi cette procédure afin d’assurer le recouvrement intégral et la guérison normale. Retirer les agrafes de la peau avec un décapant discontinue 7-10 jours suivant la chirurgie.
4. Récolte du matériel implanté
- cohérent avec les besoins de l’étude, euthanasier, avec surdose de dioxyde de carbone administré à une chambre de remplissage de 10 à 30 %, les animaux à un moment prédéterminé, souvent 21 - 28 jours suivant la chirurgie.
- Outils de nécropsie standard à l’aide, ouvrez la peau et la paroi abdominale et exposer la zone de l’implant.
Remarque : Si les sutures non résorbables ont été utilisés pour garantir l’implant, le matériel peut être identifié par les sutures originales (Figure 2). - Observer toutes observations pathologiques brutes, y compris toute indésirables (p. ex., déhiscence de la plaie, abcès, sérome, hématome) et la mesure de l’adhérence et la ténacité pour les viscères sous-jacents.
- Supprimer le site de l’implant en coupant une large section de tissu qui inclut l’implant. Placer l’échantillon dans un fixateur, telles que 10 % de formol tamponné neutre, en vue de traitement aux fins d’un examen histologique et caractérisation.
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Representative Results
En 28 jours après l’implantation, SIS démontre généralement bonne incorporation dans les tissus de l’hôte (Figure 2). Dans la plupart des cas, il est SIS résiduelle apparent, si le tissu doit souvent être exploré afin d’identifier le matériel implanté. Les analyses histologiques ont confirmé les observations pathologiques brutes, illustrant l’incorporation de tissu bon avec principalement le tissu fibrovasculaire et SIS résiduelle très peu remarqué (Figure 3). Ces résultats démontrent l’utilité du modèle rat hernie abdominale ventrale. Le rat est facilement obtenu et maintenu et généralement récupère rapidement après la chirurgie. L’incorporation de tissu dans le biomatériau implanté indique biocompatibilité et démontre la capacité du SIS pour servir un treillis pour tissulaire et réparer. Même avec incorporation de tissu substantielle, le site de l’implant peut être facilement identifié par les sutures utilisés pour sécuriser le matériel de la paroi abdominale. En conséquence, matériaux de réparation d’hernie peuvent être évaluées de manière cohérente et relativement rapide.
Figure 1:2 x 2 cm Section du SIS utilisée pour la réparation d’hernie abdominale ventrale expérimentale. Le matériel SIS est une matrice extracellulaire acellulaire provenant de porcine petite sous-muqueuse intestinale. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : intégré SIS 28 jours après l’Implantation de combler une hernie ventrale abdominale chez un Rat. Suite à l’euthanasie, la peau abdominale ventrale s’est traduite pour exposer le matériel implanté qui est délimité par les sutures de soie utilisés pour sécuriser le SIS. Notez l’interposition de tissu comme l’implant SIS a été incorporée dans les tissus de l’hôte. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Photomicrographie de tissu 28 jours après l’Implantation du SIS pour combler une hernie abdominale ventrale expérimentale. Le SIS est largement repris dans les tissus de l’hôte. Les flèches indiquent un brin infime du SIS résiduelle dans la section (H & E, 40 X). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Matériaux pour la réparation de l’hernie ventrale abdominale sont d’un grand intérêt, notamment ceux qui fournissent un pont mécanique initial et sont ensuite en mesure d’intégrer dans les tissus de l’hôte. À cet égard, une variété de matériaux ont été étudiées, y compris les SIS, matrice dermique acellulaire porcin et péricarde porcin. 6 , 7 ces matériaux représente les matrices extracellulaires de ces tissus et servir d’échafaudages dans lequel les cellules peuvent migrer et se multiplient, ce qui facilite l’incorporation des tissus.
Évaluation des matériaux de réparation d’hernie nécessite un modèle animal qui est facilement manipulé et a la capacité de guérison intacte. Le modèle de rat hernie ventrale permet facilité de manipulation dans les études afin d’évaluer la réparation matériaux in vivo. Il a été démontré que ce modèle pourrait être utilisé pour une évaluation histologique comparative de la réponse de l’hôte aux matériaux de réparation d’hernie implanté. 6 c’est particulièrement important pour les biomatériaux, tels que SIS, qui subissent une incorporation dans les tissus de l’hôte dans le cadre du mécanisme de réparation.
Le modèle de réparation de hernie abdominale ventrale de rat peut être facilement effectué de façon très reproductible. Une technique aseptique appropriée est essentielle pour le succès, comme les champs opératoires contaminés peuvent altérer la réponse de guérison et donc compliquer l’interprétation des résultats expérimentaux. 15 le protocole décrit ici est conçu pour fournir une personne expérimentée dans la chirurgie animale avec une méthode pour mener à bien les études nécessitant la création de la hernie et réparer.
La procédure décrite ici implique une approche de la dépense dont le matériau de réparation est fixé aux bords externes de la défectuosité de la paroi abdominale. Il est également possible d’utiliser une approche d’incrustation dans lequel le matériau de réparation est attaché à l’aspect interne du défaut. Réparation d’hernie avec maille par laparoscopie est généralement obtenue avec une approche d’incrustation. La méthode Insert permet plus de contacts directs de l’implant avec des viscères abdominaux, donc un peu augmente la possibilité d’adhesiogenesis entre l’implant et des viscères. Parce que la formation d’adhérences post-opératoires est un problème clinique important, études qui désirent examiner de près adhesiogenesis voudra utiliser l’approche de l’incrustation.
Bien que les rats généralement récupérer très rapidement après la chirurgie, une possibilité de complication post-opératoire existe. Par exemple, certains rats enlèvera la peau sutures, agrafes même. Si la plaie de l’incision s’avère pour être ouvert, le rat doit être euthanasié ou re-anesthésié et la peau fermée. Bien que rares, si la peau et la paroi abdominale sont trouvent à avoir ouvert des lacunes, l’animal doit être euthanasié. Dans tous ces cas, le vétérinaire traitant devrait être rapidement informé de ces animaux.
Le modèle décrit ici a un certain nombre d’avantages, tel qu’indiqué précédemment. Cependant, il faut reconnaître que la modélisation d’une hernie abdominale ventrale dans une quadraped, comme un rat, limite traduction à l’homme. Parce que beaucoup de hernies cliniquement pertinentes sont censées être associé à des comorbidités telles que le diabète, l’obésité et les anomalies du tissu conjonctif, évaluation des stratégies de réparation chez un animal normal pourrait compliquer encore la valeur translationnelle de la modèle. Néanmoins, le modèle de rat permet une évaluation relativement rapide et facile des matériaux de réparation d’hernie.
Améliorations futures et les applications du modèle rat hernie abdominale peuvent probablement impliquent des animaux diabétiques ou obèses comme un moyen de plus étroitement mimiques comorbidités communs de l’homme. De même, l’évaluation des méthodes de cellules souches pluripotentes induites pour faciliter la réparation des tissus trouverez probablement utilitaire dans ce modèle.
Les étapes cruciales d’une bonne utilisation de ce modèle sont centrées sur soin l’habileté de l’animale et chirurgicale. Asepsie doit être utilisé comme un moyen de minimiser les risques d’infection. Analgésie et anesthésie appropriée sont essentielles, mais aussi post-opératoire de surveillance pour s’assurer que les animaux sont confortables et que l’incision chirurgicale reste fermée. Ce qui est important, lorsque vous fixez le biomatériau sur les bords de l’irrégularité de la paroi abdominale, le chirurgien doit établir que tous les bords sont sécurisés avec aucune ouverture qui pourrait permettre le passage des viscères abdominaux dans l’espace sous-cutané.
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Disclosures
Un des auteurs (CJ) est employé par Cook Biotech, Inc., le fabricant de qualité médicale SIS.
Acknowledgments
Les auteurs tiennent à remercier Valerie Schroeder pour son aide avec les aspects techniques de ce travail. Travaux relie au développement de ce modèle a été soutenu par Cook Biotech, Inc. (West Lafayette, IN USA).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Isoflurane (Isoflo) | Henry Schine Animal Health | 17579 | gas anesthetic |
| Optixcare Eye Lubricant | Henry Schine Animal Health | OPX4240 | Ocular lubricant |
| Oster clippers | Henry Schine Animal Health | 6092 | hair clippers |
| Betadine surgical scrub | Henry Schine Animal Health | 1618 | antiseptic iodophor |
| Sterile scalpel | Henry Schine Animal Health | 329 | #10 scalpel |
| 9" x 12" disposable surgical drape | Braintree Scientific, Inc. | SP-RPS | Surgical drape |
| 4-0 nylon suture | Braintree Scientific, Inc. | SUT 812 | Suture material |
| 4-0 Absorbable Suture | Henry Schine Animal Health | 29242 | Synthetic absorbable suture |
| 9 mm Autoclips and applier | Braintree Scientific, Inc. | ACS KIT | Surgical staples for closure of skin incision |
| Torbugesic/analgesic | Henry Schein Animal Health | 12084 | Butorphanol tartarate for post-operative analgesia |
| Small intestinal submucosa (SIS) | Cook Biotech, Inc. | Implant material for bridging experimental abdominal wall defect | |
| Rats | Harlan, Inc. | Sprague Dawley | Animal for hernia modeling |
References
- Poussier, M., et al. A review of available prosthetic material for abdominal wall repair. J. Visc. Surg. 150 (1), 52-59 (2013).
- Hjort, H., Mathisen, T., Alves, A., Clermont, G., Boutrand, J. P. Three-year results from a preclinical implantation study of a long-term resorbable surgical mesh with time-dependent mechanical characteristics. Hernia. 16 (2), 191-197 (2012).
- Ko, R., Kazacos, E. A., Snyder, S., Ernst, D. M. J., Lantz, G. C. Tensile strength comparison of small intestinal submucosa body wall repair. J. Surg. Res. 135 (1), 9-17 (2006).
- Garcia-Moreno, F., et al. Comparing the host tissue response and peritoneal behavior of composite meshes used for ventral hernia repair. J. Surg. Res. 193 (1), 470-482 (2015).
- Soiderer, E. E., Lantz, G. C., Kazacos, E. A., Hodde, J. P., Wiegand, R. E. Morphologic study of three collagen materials for body wall repair. J. Surg. Res. 118 (2), 161-175 (2004).
- Liu, Z., Tang, R., Zhou, Z., Song, Z., Wang, H., Gu, Y. Comparison of two porcine-derived materials for repairing abdominal wall defect in rats. PLOS One. 6 (5), e20520 (2011).
- Zhang, J., Wang, G. Y., Xiao, Y. P., Fan, L. Y., Wang, Q. The biomechanical behavior and host response to porcine-derived small intestine submucosa, pericardium and dermal matrix acellular grafts in a rat abdominal defect model. Biomaterials. 32 (29), 7086-7095 (2011).
- Ma, J., Sahoo, S., Baker, A. R., Derwin, K. A. Investigating muscle regeneration with a dermis/small intestinal submucosa scaffold in a rat full-thickness abdominal wall defect model. J.Biomed.Mater.Res.Part B. 103 (2), 355-364 (2015).
- Greca, F. H., Souza-Filho, Z. A., Giovanni, A., Rubin, M. R., Kuenzer, R. F., Reese, F. B., Araujo, L. M. The influence of porosity on the integration histology of two polypropylene meshes for the treatment of abdominal wall defects in dogs. Hernia. 12 (1), 45-49 (2008).
- Hiles, M., Record-Ritchie, R. D., Altizer, A. M. Are biologic grafts effective for hernia repair? A systematic review of the literature. Surg. Innov. 16 (1), 26-37 (2009).
- Helton, W. S., Fisichella, P. M., Berger, R., Horgan, S., Espat, N. J., Abcarian, H. Short-term outcomes with small intestinal submucosa for ventral abdominal hernia. Arch. Surg. 140 (6), 560-562 (2005).
- Franklin, M. E., Trevino, J. M., Portillo, G., Vela, I., Glass, J. L., Gonzalez, J. J. The use of porcine small intestinal submucosa as a prosthetic material for laparascopic hernia repair in infected and potentially contaminated fields: long-term follow-up. Surg. Endosc. 22 (9), 1941-1946 (2008).
- Clarke, K. M., Lantz, G. C., Salisbury, S. K., Badylak, S. F., Hiles, M. C., Voytik, S. L. Intestine submucosa and polypropylene mesh for abdominal wall repair in dogs. J. Surg. Res. 60 (1), 107-114 (1996).
- Sarikava, A., Record, R., Wu, C. C., Tullius, B., Badylak, S. F., Ladisch, M. Antimicrobial activity associated with extracellular matrices. Tissue Eng. 8 (1), 63-71 (2002).
- Serra, R., Grande, R., Butrico, L., Rossi, A., Settimio, U. F., Caroleo, B., Amato, B., Gallelli, L., de Franciscis, S. Chronic wound infections: the role of Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus. Expert Rev. Anti. Infect. Ther. 13 (5), 605-613 (2015).
