Summary
Denne protokol beskriver en simpel fremstillingsmetode for guld nanopartikler integreret foto-responsiv liposomer med de kommercielt tilgængelige materialer. Det viser også, hvordan man kan måle mikroboble kavitation processen med de syntetiserede liposomer ved behandling af pulseret laser.
Introduction
Muligheden for at udløse medikamentfrigivelse brug af eksterne stimuli er en attraktiv måde at levere narkotika i spatial-, temporal- og dosering-kontrollerede mode med maksimeret specificitet og minimale bivirkninger. Blandt en lang række eksogene stimuli-responsive systemer (lys, magnetfelt, ultralyd, mikrobølge stråling), lys-udløst platforme er attraktive på grund af deres ikke-invasiv, enkelhed og tilpasningsevne i klinikkerne. 1 Omfattende forskning i det seneste årti har givet en bred vifte af platform teknologier, såsom nær-infrarødt lys ansvarlig guld (Au) nanocages belagt med smarte polymerer, 2 foto-labile, polymere nanopartikler (NPS) konjugeret med narkotika, 3 og selv-samlet porphysome nanovesicles. 4 Men disse teknologier er stadig i de præklinisk udvikling, og kræver en klar forståelse og optimering af parametre, der er involveret i processen med at iværksætte og contrullende lægemiddelstoffrigivelsen.
En af de enkleste og let tilgængelige metoder til fremstilling af et sådant system er at integrere Au nationale parlamenter med termisk følsomme liposomer 5,6, som begge er almindeligt tilgængelige på markedet og er blevet grundigt undersøgt i prækliniske og endda kliniske forsøg. Uanset begrænsningen af dybtliggende væv aktivering af Au NP'er på deres plasmoniske bølgelængde, sammenlignet med nær-infrarød-aktiveret Au nanostrukturer (f.eks nanocages), dette stadig lover godt, når de anvendes i små dyr eller til topisk levering i mennesker. 7 Der er nogle tidlige indsats i at kombinere Au nationale parlamenter med liposomer for lys-udløst frigivelse. 8-11 Mens de fleste af dem fokuserer på den nyhed af materialer, skal behandles tilgængelighed og skalerbarhed spørgsmål. Desuden rapporter om mekanismer release bruger disse nanocarriers er stadig begrænsede.
Heri betyder fremstillingen af fotofølsomtliposomer, samtidig lastet med narkotika og hydrofile Au NP'er er blevet beskrevet. Calcein anvendes som model forbindelse at evaluere indkapslingseffektivitet og frigivelsesprofilen for systemet. Desuden i dette system, lys absorberes af Au NP'er spreder til det omgivende mikromiljø i form af varme, hvilket resulterer i en stigning i den lokale temperatur. Luftmikrobobler frembringes, medens laser opvarmning og forårsage mekanisk forstyrrelse af liposomer (figur 1). Mekanismen af mikroboble kavitation bekræftes af hydrofonsystemer målinger.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Fremstilling
- Ren 100 ml rundbundet kolber under anvendelse kongevand (1 del koncentreret salpetersyre (HNO3) og 3 dele koncentreret saltsyre (HCI)) og vaskes kolberne med DI vand. Autoklaver kolberne og tør dem i en varmluftovn ved 100 ° C i 15 min. Wrap og lagre de sterile kolber indtil anvendelse.
- Steriliser håndholdte mini-ekstruder indstillet med 70% ethanol.
- Slå på rotationsinddamperen og indstille temperaturen af det varme vandbad, og køletårnet ved 37 ° C og 4 ° C.
- Forbered 60 mM calcein stamopløsning ved at opløse 374 mg af calcein i 10 ml 0,1 mM phosphatbufret saltvand (PBS) (pH 7,4). PH justeres til 7,4 ved anvendelse af 1 M natriumhydroxid (NaOH) -opløsning.
2. Syntese af liposomer
- Fjern lipiderne (1,2-dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholin (DPPC), 1-palmitoyl-2-hydroxy-sn-glycero-3-phosphocholine (MPPC) og 1, 2-distearoyl- sn-glycero-3-phosphoethanol-amin- N - [carboxy (polyethylenglycol) -2000] (ammoniumsalt) (DSPE-PEG2000)) fra fryseren (-20 ° C) og tø dem til RT.
- Afvej 15,9 mg DPPC, 1,3 mg MPPC, og 2,8 mg DSPE-PEG2000. Opløs dem sammen i 2 ml chloroform.
- Overfør chloroformopløsning til den sterile rundbundet kolbe, og opløsningsmidlet afdampes ved anvendelse af rotationsfordamper under reduceret tryk til dannelse af en tynd, tør lipid lag.
- Hydrere lipid lag ved 45 ° C med 2 ml vandig opløsning i 30 minutter indeholdende 1,95 ml 60 mM calcein fremstillet i trin 1.4 og 50 pi Au NP'er (3,36 × 10 16 partikler / ml).
- Forvarm varmeblokken til 45 ° C. Placer en 200 nm polycarbonat membranfilter mellem filter støtter og samle mini-ekstruder sæt. Kontroller potentiel udsivning med DI vand.
- Fyld en af sprøjter med 1 ml liposom opløsningen fra trin 2.4 og extrude prøven ved at lede opløsningen til sprøjten i den anden ende af den samle mini-ekstruder. Gentag 11 gange.
- Kør de syntetiserede liposomer gennem en PD-10 afsaltningskolonne at fjerne de frie Au NP'er, lipider og calcein under anvendelse af PBS som eluent ifølge producentens protokol.
- Opbevare prøverne i sterile rør ved 4 ° C og anvendelse i 2 dage.
3. Calceinfrigivelse fra liposomer med Aircondition
- Beregn lipid molariteten af stamopløsningen ved at sammenlægge de molariteter af DPPC, mest efterspurgte prisklasse, og DSPE-PEG2000 i trin 2.2. Fortynd liposomet stamopløsning til 5 mM lipidkoncentration anvendelse af 0,1 mM PBS-buffer (pH 7,4). Overfør prøverne til et centrifugerør (2 ml).
- Glasset anbringes i et varmt vandbad, og hæve temperaturen gradvist fra 25 til 70 ° C. Forøgelse af temperaturen med en hastighed på 1 ° C / min her.
- Indsamle prøver (10 pi) ved forskellige temperaturer punkter (27, 32, 37, 39, 41,43, 45, 52, 57, 62, 67 og 70 ° C).
- Tilsæt 10 pi 2% Triton X-100 til 2 ml prøve af liposomal opløsning at fordøje liposomerne i 10 minutter ved stuetemperatur og at opnå fuldstændig frigivelse af calcein.
- Overfør 200 ul af den liposomale opløsning til hver brønd i 96-brønds mikroplade og måle fluorescensintensiteten af de indsamlede prøver under anvendelse af et fluorescens-mikropladelæser. Excitations- og emissionsbølgelængder af calcein er 480 og 515 nm.
- Idet fluorescensintensiteten af Triton X-100 behandlede prøver som 100% frigivelse, beregne den procentdel af frigivet calcein ved hvert tidspunkt, ved hjælp af formlen:
Ft er fluorescensintensiteten af opløsning ved en givet tidspunkt. F-I og Fx er de normaliserede indledende og afsluttende fluorescensintensiteter af opløsningen hhv.
4. Calcein Release fra Liposomer med Pulsed Laser
- Overfør 100 ul liposom løsning på et kvarts kuvette og læg den i en kuvette holder. Brug en pulseret Nd: YAG laser med en impulsvarighed på 6 nsec ved 532 nm bølgelængde som lyskilde. Brug følgende Laser Parametre - Repetition rate: 1 Hz; Laser energitæthed: 1 mJ / cm2; Beam diameter: 0,5 mm.
- Guide den kollimerede laserstråle gennem kuvetten, således at lyset passerer gennem liposomopløsningen og indsamle prøver efter forskellige impulser.
- Tilsæt 10 pi 2% Triton X-100 til 2 ml prøve af liposomal opløsning at fordøje liposomerne i 10 minutter ved stuetemperatur og at opnå fuldstændig frigivelse af calcein.
- Overvejer calcein er følsomt over for lys og kan bleges under laser eksperimentet, pre-måle blegende virkning af pulseret laser på calcein løsning at normalisere data fra liposom frigivelse.
- Specifikt udsættes calcein-opløsning (60 mM) til pulseret laser with frekvens på 1 Hz for varierende puls numre (0, 25, 50 og 100). Måle fluorescensintensiteten af calcein med excitations- og emissions- bølgelængder på 480 og 515 nm, før og efter laser eksponering.
- Beregne mængden af blegning (fluorescensintensitet af calcein før Lasereksponeringsgrænser / fluorescensintensitet af calcein efter den specifikke impuls nummer). Brug denne faktor, værdierne opnået fra liposomprøverne ved at multiplicere fluorescensintensiteten af liposomerne med faktoren.
- Måle fluorescensintensiteten af den opsamlede prøve ved anvendelse af en fluorescens-mikropladelæser ved excitations- og emissionsbølgelængder ved 480 og 515 nm.
- Idet fluorescensintensiteten af Triton X-100 behandlede prøver som 100% frigivelse, beregne den procentdel af frigivet calcein ved hver impuls nummer, ved hjælp af formlen:
F-I og Fx er de normaliserede indledende og afsluttende fluorescensintensiteter af opløsningen hhv.
5. Måling af trykimpulser
- Placer 100 pi af prøven på mikroskopisk objektglas og indstille fokus af laseren ned på prøven.
- Fordybe en nål hydrofon (1 mm i diameter og 450 nV / Pa følsomhed) i opløsningen.
Forsigtig: hydrofon må ikke oplyst af laserlys til at undgå skaden. - Bestråle prøven med den pulserende laser med varierende puls numre (0-100) og puls energi (20-160 μJ / puls).
- Optag tryksignaler ved hjælp af en digital oscilloskop.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Liposomer blev fremstillet ved anvendelse af en konventionel tynd film hydrering teknik med DPPC, MPPC og DSPE-PEG2000 i et molforhold på 86: 10: 4 eller 7,95: 0,65:. 1,39 mg / ml 12 Størrelsen af Au NP'er er kritisk at bestemme lys at opvarme omdannelseseffektiviteten i den følgende laser excitation eksperiment. Mindre størrelse Au nationale parlamenter, højere er transducerende effektivitet. 13 Således 5 nm Au nationale parlamenter, de mindste prøver fra sælgeren, blev valgt til indkapsling. Under syntesen, blev hydratisering medium indeholdende Au NPs og calcein sat til generering multilamellare vesikler, som derefter skulle størrelse ekstrudering og gelfiltreringskromatografi for at fjerne de frie Au NP'er og calcein.
Calcein er en hydrofil fluorescerende farvestof er indkapslet i det vandige kerne af liposomerne i en koncentration på 60 mM. Ved så høje koncentrationer, fluorescensen af calcein selvstændige slukker. Imidlertid er calcein fortyndes, da det frigives fra liposomerne, hvilket fører til fluorescens re-gain, hvilket indikerer udløst medikamentfrigivelse. 14 Under henvisning til denne egenskab af calcein liposomer blev fortyndet til 5 mM og svaret fra liposomal-systemet til den temperatur ændring var observeret. Som angivet i figur 2A, uanset tilstedeværelsen af Au NP'er liposomerne var næsten intakt ved fysiologisk temperatur (dvs. 37 ° C) med en lækage procentdel af mindre end 10%. Men når temperaturen blev hævet til 42 ° C (lidt over overgangstemperaturen af lipider), 60% -80% af det indkapslede calcein frigives fra liposomer inden for 2 min. Ingen signifikant forskel i den procentvise frigivelse observeres i liposomerne med og uden Au NP'er, når frigivelsen udløses ved hjælp af varme. Dette skyldes den faseovergangstemperatur systemet. Desuden hurtig og effektiv frigivelse skyldes presence 10% MPPC, som øger permeabiliteten af liposomdobbeltlaget ved overgangstemperaturen.
Dernæst blev calceinfrigivelse fra liposomer upon laser bestråling undersøgt. Den liposomale opløsning blev taget i en kvarts cuvette, som blev anbragt i en kuvette holder. 532 nm Nd: YAG pulse laser med en impulsvarighed på 6 ns og en øjeblikkelig effekttæthed på 166,67 kW / cm 2 blev fokuseret på den liposomale opløsning. Portioner af prøverne blev opsamlet ved varierende puls numre (0, 25, 50 og 100), hvor pulsfrekvensen blev fastsat til 1 Hz. Prøverne blev straks overført til et mikrocentrifugerør og anbragt i et isbad. Dette er for at forhindre yderligere udslip af calcein. Laseren blev slukket, mens indsamling af prøverne. Som vist i figur 2B, liposomer med Au NP frigivet den indkapslede calcein ved excitation, hvor mængden af frigivet calcein steget som pulsen nummerne steget.
Det sidste trin var at undersøge mekanismen for calceinfrigivelse fra liposomer med hydrofon. Figur 3A er det akustiske signal registreret for Au nationale parlamenter (rød), liposomer med Au nationale parlamenter (sort) og liposomer uden Au nationale parlamenter (blå). Mens Au nationale parlamenter og liposomer med Au NP viste karakteristiske pres bølge signaler, blev intet signal observeret fra liposomer uden Au NP'er. Impulsen tryk indeholder både positive og negative faser (indsat i figur 3A). Det tyder på, at mikrobobler danner (positiv fase) og forstyrre (negative fase) i opløsningen. Den maksimale og minimale værdier af indspillede højdepunkt i Au NP-holdige liposomer var 0,00093 og -,00074 V hhv. Endelig blev den gennemsnitlige maksima og minima af trykimpulser som funktion af stigende laserenergi beregnet. Som forventet akustikken signalamplituden gradvist øges med stigende laserenergi (figur 3B). Dette bør være på grund af den øgede intensitet af svingningerne af partiklerne tillægger den efterfølgende termo-elastisk udvidelse og sammentrækning. 15,16
Figur 1. Den foreslåede mekanisme af foto-responsive liposomer lægemiddelafgivelse: Au nationale parlamenter (røde prikker), når de bestråles, generere mikrobobler, der forstyrrer liposommembranen og dermed udløser calceinfrigivelse Calcein, selv-quenching i liposomer (som vist), fluorescerer. som bliver frigivet til den omgivende. klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2. <strong> Varme og pulserende laser udløste frigivelse af calcein fra liposomer (A) Procentdel af frigivet calcein fra liposomer med eller uden Au nationale parlamenter, der blev placeret i vandbad med forskellige temperaturer for 2 min.; (B) Procentdel af frigivet calcein fra liposomer med Au nationale parlamenter, som blev behandlet med pulserende laser (pulsvarighed = 6 nsec; effekttæthed ~ 12 mW / cm2). Fejl søjler repræsenterer middelværdien ± standardafvigelse (SD) af tre uafhængige forsøg udført i tre eksemplarer. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3. (A) Akustiske signaler målt under anvendelse en hydrofon for Au NP'er (rød), liposomer med Au NP'er (sort) og liposomer uden A-u NP'er (blå). Mens Au nationale parlamenter og liposomer med Au NP viste karakteristiske pres bølge signaler, blev intet signal observeret fra liposomer uden Au NP'er. Det indsatte viser et forstørret billede af akustiske signaler af fotofølsomt liposomer. (B) Maksimal og minimal spidsværdi af trykimpulser som funktion af stigende lasereffekt. Akustikken signal amplitude gradvist stiger med stigende laserenergi. Fejl søjler repræsenterer middelværdien ± SD af tre uafhængige forsøg udført i ti kørsler. Klik her for at se en større version af dette tal.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Tyndfilm hydrering er den konventionelle metode til fremstilling af liposomer. Organiske opløsningsmidler (chloroform i dette tilfælde) blev først anvendt til at opløse lipiderne og derefter fjernet i en rotationsfordamper ved 37 ° C til frembringelse af et lipid tynd film på kolben. Denne lipidfilm blev hydratiseret med den vandige opløsning indeholdende 60 mM calcein og 5 nm Au NP'er. Under hydrering proces blev temperaturen opretholdt omkring 50 ° C, og kolben blev konstant omrørt ved kolben roterer. Nøglen i dette trin er valget af temperaturer, ved hvilke fordampningen og hydratisering blev udført henholdsvis. Faseovergangstemperaturen (Tm) af DPPC, hovedbestanddelen af liposomet, er 41 ° C. Under dannelsen af lipidet synes filmen, bør temperaturen være under 41 ° C for at forhindre dannelsen af aggregerede klumper af tørrede lipider. Under hydrering, blev en højere temperatur end Tm valgt at køre phospholipiderne tilselv samle til sfæriske multilamellære strukturer. Selvom tyndfilm hydrering metode er let at udføre, er det begrænset af dårlig indkapslingseffektivitet (<1%) af calcein og Au NPs i den vandige opløsning. I fremtiden kan indkapslingen forbedres gennem fryse-tø cykler.
Efterfølgende størrelse-ekstrudering blev udført under anvendelse af en håndholdt mini ekstruder, anbragt på en varmeblok. Højst 1 ml opløsning kan ekstruderes ved hjælp af denne opsætning, som er ideel for en lille forberedelse skala i laboratoriet. Nøglen i dette trin er stadig den temperatur, der skal være over faseovergangstemperaturen af liposomer. Ved aflevering ekstrudering ved 50 ° C, størrelsen af liposomer blev ensartet efter 10 cykler af ekstrudering gennem membranen med 200 nm porer. Bevægelsen i dette trin skal være langsom og blid som trykket inden i ekstruderen er stor, mens membranen er skrøbelig.
En ofte overset, men vigtig step under syntesen af narkotika liposomer er rensning eller fjernelse af un-indkapslede lægemidler (dvs. calceinholdige og Au NPS her). Dette blev gjort ved gelfiltreringskromatografi. Det er kritisk for forskeren at bemærke, at PD-10-søjle anvendt i denne undersøgelse er kun egnet til forarbejdning <2 ml opløsning. Prøver med større volumen kunne bearbejdes ved hjælp af flere søjler.
Studiet af calcein-frigivelse fra liposomet er afhængig af selv-quenching af calcein ved højere koncentrationer og re-fluorescens som fortyndet. Når prøverne blev udsat for varme eller lys til termisk eller laserbehandling henholdsvis blev portioner af prøverne konstant trækkes tilbage på varierende temperaturforhold punkter eller puls numre og overføres til separate hætteglas. Hætteglassene skal øjeblikkeligt anbragt i et isbad for at forhindre eventuel yderligere frigivelse af calcein, for nøjagtige målinger. En anden ting at bemærke er, at calcein er følsomt over for lysog derfor kunne være bleget under laseren eksperimentet. For at overvinde dette, bør den blegende virkning af en pulseret laser på calcein opløsning måles og dataene fra liposom frigivelse normaliseret i overensstemmelse hermed.
Protokollen beskriver heri en let fremstillingsmetode til lysfølsomme liposomer. Termisk udløsning først demonstreret ved at udnytte temperaturafhængige af phospholipiderne. Laseren konfigurationen er illustreret og lys udløst frigivelse opnås ved pulseret laser. Mekanismen af lyset udløste frigivelse også undersøgt og findes at skyldes Membransprængning af mikroboble kavitation.
Forskellig fra alle rapporterede protokoller, denne protokol vælger materialer (dvs., lipider og Au NPS), som er hyppigt anvendt i kliniske forsøg og bredt tilgængelige på markedet. Brugen af let tilgængelige materialer giver alle mulighed for at udarbejde en sådan lys-følsomt system af sig selv, uden need at søge teknisk hjælp. Derudover denne protokol gør brug af tyndfilm hydratisering at forberede liposomer, som er både omkostningseffektiv og let skalerbar.
Denne enkle men kraftfulde protokol vil gavne forskere og klinikere, der er interesseret i at opnå kontrolleret lægemiddeladministration til overfladiske væv som hud. Et potentielt anvendelse vil være at levere anti-solskoldning agenter ved at indarbejde dette system inden for solcreme.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Ingen interessekonflikt deklareres.
Acknowledgments
Dette arbejde blev delvist støttet af Tier-1 Academic Research fondene ved Singapore Undervisningsministeriet (RG 64/12 til CX) og NTU-Northwestern Institute of nanomedicin.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DPPC) | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 850355P | Powder, Store at -20 °C |
| 1-palmitoyl-2-hydroxy-sn-glycero-3-phosphocholine (MPPC) | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 855675P | Powder, Store at -20 °C |
| 1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphoethanol-amine-N-[methoxy(polyethylene glycol)-2000] (ammonium salt) (DSPE-PEG2000) | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 880120P | Powder, Store at -20 °C |
| Gold Nanoparticles | Sigma Aldrich | 752568-100mL | 5 nm particles, stabilized at 0.1 mM PBS |
| Calcein | Sigma Aldrich | C0875-10g | 60 mM, pH 7.4 (adjusted using NaOH) |
| phosphate buffered saline (PBS) | Sigma Aldrich | P5493 | 0.1 mM, pH 7.4 |
| Double distilled water | Millipore Milli-DI water purification system | ||
| Triton X100 | Sigma, Life Sciences | X-100 | To disrupt the liposomes to calculate total encapsulation |
| Rotavapor | Buchi (Switzerland) | R 210 | Used for Lipososme preparation |
| Heating bath | Buchi (Switzerland) | B 491 | Used for Lipososme preparation |
| Vacuum Controller | Buchi (Switzerland) | V-850 | Used for Lipososme preparation |
| Vacuum Pump | Buchi (Switzerland) | V-700 | Used for Lipososme preparation |
| Recirculation bath with temperature controller | Polyscience | Used for Lipososme preparation | |
| Mini-extruder assembly with heating block | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 610000 | Used for extrusion of liposomes |
| Syringes, 1,000 μl | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 610017 | Used for extrusion of liposomes |
| Polycarbonate filter membrane, 200 nm | Whatmann | 800281 | Used for extrusion of liposomes |
| Filter Support | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 610014 | Used for extrusion of liposomes |
| PD 10 Desalting coulumns, Sephadex G-25 medium | GE Healthcare, Life sciences | 17-0851-01 | Used to purify the liposomes |
| Centrifuge | Sigma Laboratory Centrifuges | 3K30 | Used to concentrate the liposomal solution |
| Rotor | Sigma | 19777-H | Used to concentrate the liposomal solution |
| Zetasizer | Nano ZS Malvern | Used for the determination of liposome size and zetapotential | |
| UV-Visible Spectrophotometer | Shimadzu | UV-2450 | Used to measure the absorbance of the samples |
| Fluorescent Spectrofluorometer | Molecular Devices | SpectraMax M5 | Used to measure the fluorescence emission of the samples |
| Nd:YAG Laser | NewWave Research | 532 nm; Maximum power: 17 mJ; Width: 406 nsec; Used for sample irradiation | |
| HNR Hydrophone | ONDA | HNR-1000 | 1 mm diameter and 450 nV/Pa sensitivity, Proper working frequency range: 0.25-10 MHz; Calibration: 50 mV/Bar; Used to measure the acoustic signals |
| Digital Osciloscope | LECORY - Wave Runner 64Xi-A | Frequency: 600 MHz; Max sample rate: 10 Gs/sec (at two channel); Used to record the measured acoustic signals |
References
- McCoy, C. P., et al. Triggered drug delivery from biomaterials. Expert Opin. Drug Deliv. 7 (5), 605-616 (2010).
- Yavuz, M. S., et al. Gold nanocages covered by smart polymers for controlled release with near-infrared light. Nat. Mater. 8 (12), 935-939 (2009).
- Gohy, J. F., Zhao, Y. Photo-responsive block copolymer micelles: design and behavior. Chem. Soc. Rev. 42 (17), 7117-7129 (2013).
- Lovell, J. F., et al. Porphysome nanovesicles generated by porphyrin bilayers for use as multimodal biophotonic contrast agents. Nat. Mater. 10 (4), 324-332 (2011).
- Needham, D., Dewhirst, M. W. The development and testing of a new temperature-sensitive drug delivery system for the treatment of solid tumors. Adv. Drug Deliv. Rev. 53 (3), 285-305 (2001).
- Landon, C. D., Park, J. Y., Needham, D., Dewhirst, M. W. Nanoscale drug delivery and hyperthermia: the materials design and preclinical and clinical testing of low temperature-sensitive liposomes used in combination with mild hyperthermia in the treatment of local cancer. Open Nanomed. J. 3, 38-64 (2011).
- Sykes, E. A., Dai, Q., Tsoi, K. M., Hwang, D. M., Chan, W. C. Nanoparticle exposure in animals can be visualized in the skin and analysed via skin biopsy. Nat. Commun. 5, 3796 (2014).
- Paasonen, L., et al. Gold nanoparticles enable selective light-induced contents release from liposomes. J. Control. Release. 122 (1), 86-93 (2007).
- Wu, G., et al. Remotely Triggered Liposome Release by Near-Infrared Light Absorption via Hollow Gold Nanoshells. J. Am. Chem. Soc. 130 (26), 8175-8177 (2008).
- Leung, S. J., Kachur, X. M., Bobnick, M. C., Romanowski, M. Wavelength-Selective Light-Induced Release from Plasmon Resonant Liposomes. Adv. Funct. Mater. 21 (6), 1113-1121 (2011).
- Volodkin, D. V., Skirtach, A. G., Möhwald, H. Near-IR Remote Release from Assemblies of Liposomes and Nanoparticles. Angew. Chem. Int. Ed. 48 (10), 1807-1809 (2009).
- Mills, J. K., Needham, D. Lysolipid incorporation in dipalmitoylphosphatidylcholine bilayer membranes enhances the ion permeability and drug release rates at the membrane phase transition. Biochim. Biophys. Acta. 1716 (2), 77-96 (2005).
- Jiang, K., Smith, D. A., Pinchuk, A. O. Size-dependent Photothermal Conversion Efficiencies of Plasmonically Heated Gold Nanoparticles. J. Phys. Chem. C. 117 (51), 27073-27080 (2013).
- Chongsiriwatana, N., Barron, A. Comparing bacterial membrane interaction of antimicrobial peptides and their mimics. Antimicrobial Peptides. Giuliani, A., Rinaldi, A. C. 618, Humana Press. 171-182 (2010).
- Egerev, S., et al. Acoustic signals generated by laser-irradiated metal nanoparticles. Appl. Opt. 48 (7), C38-C45 (2009).
- González, M. G., Liu, X., Niessner, R., Haisch, C. Strong size-dependent photoacoustic effect on gold nanoparticles by laser-induced nanobubbles. Appl. Phys. Lett. 96, 174104 (2010).
