Summary
Dit protocol beschrijft een eenvoudige bereidingswijze voor goud nanodeeltjes geïntegreerde foto-responsief liposomen met de commercieel verkrijgbare materialen. Het toont ook aan hoe de microbellen cavitatie proces van de gesynthetiseerde liposomen te meten bij de behandeling van gepulste laser.
Introduction
De mogelijkheid om geneesmiddelafgifte te activeren met behulp van externe stimuli is een aantrekkelijke manier om de drugs te leveren in ruimtelijk, temporal- en dosering gecontroleerde mode met maximale specificiteit en minimale bijwerkingen. Uit een breed scala van exogene stimuli-responsieve systemen (licht, magnetisch veld, echografie, microgolfstraling), licht-geactiveerd platforms zijn aantrekkelijk vanwege hun niet-invasieve, eenvoud en flexibiliteit in de klinieken. 1 Uitgebreid onderzoek in het afgelopen decennium heeft verstrekt een verscheidenheid van platform technologieën, zoals nabij-infrarood licht verantwoordelijk goud (Au) nanocages bekleed met slimme polymeren, 2 foto-labiele, polymere nanodeeltjes (NP) geconjugeerd met drugs, 3 en zelf-geassembleerde porphysome nanovesicles. 4 echter deze technologieën nog in de preklinische stadia van ontwikkeling, en vereisen een duidelijk begrip en optimalisatie van parameters die bij het proces van het initiëren en controllen van de geneesmiddelafgifte.
Een van de eenvoudigste en gemakkelijk toegankelijke werkwijzen voor het bereiden van een dergelijk systeem is Au NPs integreren met thermisch-gevoelige liposomen 5,6, die beide zijn overal verkrijgbaar in de markt en zijn uitgebreid onderzocht in preklinische en klinische proeven ook. Ondanks de beperking van bindweefselmassages activering van Au NPs hun plasmonische golflengte, in vergelijking met nabij-infrarood-geactiveerde Au nanostructuren (bijvoorbeeld nanocages) Dit systeem heeft nog steeds grote belofte bij toediening in kleine dieren of topische afgifte bij mensen. 7 Er zijn een aantal vroege pogingen in het combineren van Au NP's met liposomen voor lichte geactiveerd release. 8-11 Terwijl de meeste van hen richten zich op de nieuwheid van materialen, moet de toegankelijkheid en schaalbaarheid problemen die moeten worden aangepakt. Bovendien, de verslagen over de mechanismen vrijlating gebruik van deze nanocarriers zijn nog beperkt.
Hierin de fabricage van fotogevoeligliposomen, tegelijk geladen met drugs en hydrofiele Au NP is beschreven. Calceïne wordt gebruikt als een modelverbinding de inkapselefficiëntie en het afgifteprofiel van het systeem te evalueren. Bovendien, in dit systeem, lichtabsorptie door Au NP verdwijnt de omringende micro in de vorm van warmte, wat resulteert in een verhoging van de lokale temperatuur. Lucht microbellen ontstaan tijdens de laser verwarmen en veroorzaken mechanische verbreking van liposomen (figuur 1). Het mechanisme van microbellen cavitatie wordt bevestigd door hydrofoon metingen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Voorbereiding
- Schone 100 ml rondbodem kolven gebruikt koningswater (1 deel geconcentreerd salpeterzuur (HNO3) en 3 delen geconcentreerd zoutzuur (HCl)) en was de kolven met DI water. Autoclaaf kolven en droog ze in een hete luchtoven bij 100 ° C gedurende 15 minuten. Wikkel en opslaan van de steriele kolven tot gebruik.
- Steriliseren in de hand gehouden mini-extruder set met behulp van 70% ethanol.
- Schakel de rotatieverdamper en de temperatuur van het waterbad en de koeltoren bij 37 ° C en 4 ° C respectievelijk.
- Bereid 60 mM voorraadoplossing calceïne door het oplossen van 374 mg van calceïne in 10 ml van 0,1 mM fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS) (pH 7,4). Op pH 7,4 onder toepassing van 1 M natriumhydroxideoplossing (NaOH).
2. Bereiding van liposomen
- Verwijder de lipiden (1,2-dipalmitoyl-sn-glycero-3-fosfocholine (DPPC), 1-palmitoyl-2-hydroxy-sn-glycero-3-phosphocholijn (mppc) en 1, 2-distearoyl- sn glycero-3-phosphoethanol-amine N - [carboxy (polyethyleen glycol) -2000] (ammoniumzout) (DSPE-PEG2000)) uit diepvriezer (-20 ° C) en ontdooien ze tot KT.
- Weeg 15,9 mg DPPC, 1,3 mg mppc, en 2,8 mg DSPE-PEG2000. Lossen ze samen in 2 ml chloroform.
- Breng de chloroformoplossing de steriele rondbodemkolf en damp het oplosmiddel met de roterende verdamper onder verlaagde druk, om een dunne, droge lipide laag.
- Hydrateren lipidelaag bij 45 ° C met 2 ml waterige oplossing gedurende 30 min met 1,95 ml 60 mM calceïne bereid in stap 1,4 en 50 pl Au NP (3,36 x 10 16 deeltjes / ml).
- Verwarm het verwarmingsblok bij 45 ° C. Plaats een 200 nm polycarbonaat membraanfilter tussen de filter ondersteunt en de montage van de mini-extruder set. Controleer de eventuele lekkage met DI-water.
- Vul een van de spuiten met 1 ml liposoomoplossing van stap 2,4 en extruder; koperde het monster door de oplossing op de spuit aan de andere kant van het assembleren mini-extruder. Herhaal 11 keer.
- Voer het gesynthetiseerde liposomen door een PD-10 ontzoutingskolom de vrije Au NPs, lipiden en calceïne met behulp PBS als elutiemiddel volgens het protocol van de fabrikant te verwijderen.
- Bewaar de monsters in steriele buizen bij 4 ° C en gebruik in 2 dagen.
3. calceïneafgifte van liposomen met Airconditioning
- Bereken de lipide molariteit van de voorraad oplossing door optelling van de molariteiten van DPPC, mppc en DSPE-PEG2000 in stap 2.2. Verdun het liposoom voorraadoplossing tot 5 mM lipide concentratie middels 0,1 mM PBS-buffer (pH 7,4). Breng de monsters naar een centrifugebuis (2 ml).
- Plaats de buis in een warmwaterbad, en de temperatuur geleidelijk op 25 tot 70 ° C. Verhoog de temperatuur met een snelheid van 1 ° C / min in.
- Verzamel fracties (10 ul) bij verschillende temperaturen punten (27, 32, 37, 39, 41,43, 45, 52, 57, 62, 67 en 70 ° C).
- Voeg 10 ul van 2% Triton X-100 tot 2 ml aliquot van liposomale oplossing van de liposomen verteren 10 minuten bij kamertemperatuur en volledige afgifte van calceïne bereiken.
- Transfer 200 ul van de liposomale oplossing aan elk putje in de 96-well microplaat en meet de fluorescentie-intensiteit van de verzamelde monsters met fluorescentie- microplaat reader. De excitatie en emissie golflengten van calceïne zijn 480 en 515 nm respectievelijk.
- Neemt de fluorescentie-intensiteit van het Triton X-100 behandelde monsters 100% afgifte, wordt het percentage van de afgegeven calceïne op elk tijdstip, met de formule:
Ft is de fluorescentie-intensiteit van de oplossing op een bepaald tijdstip. F i en F x zijn de genormaliseerde eerste en laatste fluorescentie-intensiteiten van de oplossing respectievelijk.
4. Calceïne Releasen van liposomen met gepulste laser
- Transfer 100 ul liposoom oplossing voor een kwarts cuvet en plaats deze in een cuvettehouder. Gebruik een gepulste Nd: YAG laser met een pulsduur van 6 nsec bij golflengte 532 nm als lichtbron. Gebruik de volgende Laser Parameters - Herhaling tarief: 1 Hz; Laser energiedichtheid: 1 mJ / cm2; Beam diameter: 0,5 mm.
- Leid de gecollimeerde laserstraal door de cuvet zodanig dat het licht door de liposoom-oplossing en het verzamelen van monsters na verschillende pulsen.
- Voeg 10 ul van 2% Triton X-100 tot 2 ml aliquot van liposomale oplossing van de liposomen verteren 10 minuten bij kamertemperatuur en volledige afgifte van calceïne bereiken.
- Gezien calceïne is gevoelig voor licht en tijdens de laser experiment kan worden gebleekt, vooraf meten van de blekende werking van gepulste laser op calceïne oplossing om de gegevens te normaliseren van liposoom release.
- In het bijzonder bloot calceïne-oplossing (60 mm) gepulste laser wiste frequentie van 1 Hz voor het variëren pulstal (0, 25, 50 en 100). Meet de fluorescentie-intensiteit calceïne met excitatie en emissie golflengten van 480 en 515 nm respectievelijk voor en na laserbelichting.
- Bereken de hoeveelheid blekende (fluorescentie-intensiteit van calceïne voor laserbelichting / fluorescentie-intensiteit van calceïne na het specifieke aantal pulsen). Met deze factor aan de waarden verkregen van liposoommonsters normaliseren door vermenigvuldiging van de fluorescentie-intensiteit van de liposomen met de factor.
- Meet de fluorescentie-intensiteit van de verzamelde monster met behulp van een fluorescentie microplaat reader bij excitatie en emissie golflengten 480 en 515 nm respectievelijk.
- Neemt de fluorescentie-intensiteit van het Triton X-100 behandelde monsters 100% afgifte, wordt het percentage van de afgegeven calceïne bij elke puls, met gebruik van de formule:
i en F x zijn de genormaliseerde eerste en laatste fluorescentie-intensiteiten van de oplossing respectievelijk.
5. drukmeting Impulsen
- Plaats 100 ul van het monster op een microscopisch preparaat en stel de focus van de laser op het monster.
- Dompel een naald hydrofoon (1 mm diameter en 450 nV / Pa gevoeligheid) in de oplossing.
Let op: De hydrofoon mag niet worden verlicht door het laserlicht om de schade te voorkomen. - Bestralen van het monster met de gepulste laser met variërende puls nummers (0-100) en pulsenergie (20-160 uJ / puls).
- Noteer de druk signalen met een digitale oscilloscoop.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Liposomen werden bereid met een gebruikelijke dunne film hydratatie techniek DPPC, mppc en DSPE-PEG2000 in een molaire verhouding van 86: 10: 4 en 7,95: 0,65. 1,39 mg / ml 12 De grootte van Au NP is cruciaal voor het licht bepalen omzettingsrendement naar warmte in de volgende laserexcitatie experiment. Kleiner de grootte van Au NP, hoe hoger het overdrachtselement efficiency. 13 Aldus 5 nm Au NP, de kleinste monsters van de leverancier voor het inkapselen gekozen. Tijdens de synthese, hydraterende medium dat Au NPs en calceïne werd toegevoegd aan multilamellaire blaasjes, die vervolgens afhankelijk van hun grootte extrusie en gelfiltratiechromatografie om het vrije Au NPs en calceïne werden verwijderd genereren.
Calceïne een hydrofiel fluorescente kleurstof is ingekapseld in de waterige kern van de liposomen in een concentratie van 60 mM. Bij dergelijke hoge concentraties, de fluorescentie van calcein self-lest. Echter calceïne verdund deze wordt vrijgegeven uit de liposomen, waardoor opnieuw gain fluorescentie, wat aangeeft veroorzaakt geneesmiddelafgifte. 14 Op basis van deze eigenschap van calceïne liposomen werden verdund tot 5 mM en de reactie van het liposomale systeem de temperatuurverandering was waargenomen. Zoals in Figuur 2A, ongeacht de aanwezigheid van Au NPs de liposomen intact waren bijna bij de fysiologische temperatuur (dat wil zeggen, 37 ° C) met een lekkage percentage lager dan 10%. Wanneer echter de temperatuur verhoogd tot 42 ° C (iets boven de overgangstemperatuur van de lipiden), 60% -80% van de ingekapselde calceïne wordt afgegeven uit liposomen binnen 2 minuten. Geen significant verschil in het percentage afgifte wordt waargenomen binnen de liposomen met en zonder Au NP, wanneer De aansturing toepassing van warmte. Dit komt door de fase overgangstemperatuur van het systeem. Bovendien, de snelle en efficiënte afgifte wordt veroorzaakt door de presentie van 10% MPPC, die de permeabiliteit van liposoom bilaag bij de overgangstemperatuur verhoogt.
Vervolgens de calceïne-afgifte uit liposomen na laserbestraling onderzocht. De liposomale oplossing werd in een kwarts cuvet die een cuvettehouder werd geplaatst. 532 nm Nd: YAG laser puls met een pulsduur van 6 nsec en een momentele vermogensdichtheid van 166,67 kW / cm 2 was gericht op het liposomale oplossing. Porties van de monsters werden verzameld op verschillende pulstal (0, 25, 50 en 100) waarin de puls frequentie 1 Hz is vastgesteld. De monsters werden onmiddellijk overgebracht naar een microcentrifugebuis en in een ijsbad. Dit is gedaan om verdere afgifte van calceïne voorkomen. De laser werd uitgeschakeld terwijl het verzamelen van de monsters. Zoals getoond in figuur 2B, liposomen met Au NPs liet de ingekapselde calceïne na excitatie, waarbij de hoeveelheid afgegeven calceïne verhoogd de puls nummers toegenomen.
De laatste stap was het mechanisme van calceïne vrijlating uit de liposomen met hydrofoon te bestuderen. In figuur 3A is het geluidssignaal opgenomen voor Au NP (rood), liposomen met Au NP's (zwart) en liposomen zonder Au NP (blauw). Terwijl Au NPS en liposomen met Au NP toonde karakteristieke drukgolf signalen, werd geen signaal waargenomen van liposomen zonder Au NP. De drukimpuls bevat zowel positieve als negatieve fases (inzet in figuur 3A). Het suggereert dat microbelletjes vormen (positieve fase) en verstoren (negatieve fase) in de oplossing. De maximale en minimale waarden van de geregistreerde piek in de Au NP-bevattende liposomen waren 0,00093 en -0,00074 V resp. Tenslotte, de gemiddelde maxima en minima van de drukimpulsen als functie van toenemende laserenergie berekend. Zoals verwacht, de akoestiek signaalamplitude geleidelijk toe met toenemende laserenergie (Figuur 3B). Dit moet te wijten zijn aan de verhoogde intensiteit van de trilling van de deeltjes aan te wenden voor de volgende thermo-elastische uitzetting en krimp. 15,16
Figuur 1. De voorgestelde geneesmiddelafgifte mechanisme fotogevoelig liposomen: Au NP (rode stippen) wanneer zij worden bestraald genereren microbellen dat de liposoommembraan verstoren en dat leidt tot calceïneafgifte calceïne, zelfdovende binnen liposomen (zoals getoond), fluoresceert. zo wordt vrijgegeven aan de omgeving. klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2. <strong> Warmte en gepulste laser veroorzaakt afgifte van calceïne uit liposomen (A) Percentage vrijgekomen calceïne uit liposomen met of zonder Au NP's, die in een waterbad geplaatst bij verschillende temperaturen gedurende 2 minuten.; (B) Percentage van vrijgekomen calceïne uit liposomen met Au NP's, die werden behandeld met gepulste laser (pulsduur = 6 ns; vermogensdichtheid ~ 12 mW / cm2). Error bars geven het gemiddelde ± standaarddeviatie (SD) van drie onafhankelijke experimenten in drievoud uitgevoerd. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3. (A) Akoestische signalen gemeten met een hydrofoon voor Au NP (rood), liposomen met Au NP (zwart) en liposomen zonderU NP's (blauw). Terwijl Au NPS en liposomen met Au NP toonde karakteristieke drukgolf signalen, werd geen signaal waargenomen van liposomen zonder Au NP. De inzet toont een vergroot aanzicht van akoestische signalen fotogevoelig liposomen. (B) Maximale en minimale piekwaarde van de drukimpulsen als functie van toenemende laservermogen. De akoestiek signaalamplitude geleidelijk toeneemt met toenemende laserenergie. Error bars geven het gemiddelde ± SD van drie onafhankelijke experimenten uitgevoerd in tien punten. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Dunne film hydratatie is de gebruikelijke werkwijze voor het bereiden van liposomen. Organische oplosmiddelen (chloroform in dit geval) werd eerst gebruikt om de lipiden op te lossen en daarna verwijderd in een rotatieverdamper bij 37 ° C om een lipide dunne film op de kolf genereren. Deze lipide film werd gehydrateerd met een waterige oplossing die 60 mM calceïne en 5 nm Au NP. Tijdens het hydratatieproces, werd de temperatuur gehandhaafd rond 50 ° C en de kolf werd voortdurend geroerd door omzwenken. De sleutel in deze stap is de keuze van temperatuur waarbij de verdamping en vocht uit respectievelijk uitgevoerd. De fase overgangstemperatuur (Tm) van DPPC, het hoofdbestanddeel van het liposoom is 41 ° C. Tijdens de vorming van de lipide dat film, dient de temperatuur beneden 41 ° C om de vorming van klonten geaggregeerde gedroogde lipiden te voorkomen. Tijdens de hydratatie, een hogere temperatuur dan Tm werd gekozen om de fosfolipiden rijdenzichzelf assembleren tot bolvormige meervoudige structuren. Hoewel dunne film hydratatie methode is eenvoudig uit te voeren, wordt beperkt door slechte inkapselingsefficiëntie (<1%) van de calceïne en Au NPs in de waterige oplossing. In de toekomst zou het inkapselen worden verbeterd door vries-dooicycli.
Latere size-extrusie werd gedaan met behulp van een draagbare mini-extruder, geplaatst op een verwarmings-blok. Een maximum van 1 ml oplossing kan worden geëxtrudeerd met behulp van deze set-up, wat ideaal is voor een kleine schaal in het laboratorium. De sleutel in deze stap blijft de temperatuur die moet boven de fase-overgangstemperatuur van de liposomen. Door afgifte van de extrusie bij 50 ° C, de grootte van liposomen werd uniform na 10 cycli van extrusie door het membraan bij 200 nm poriën. De beweging in deze stap moet langzaam en zacht als de druk in de extruder groot terwijl het membraan broos.
Een vaak over het hoofd gezien, maar belangrijk step tijdens de synthese van geneesmiddel bevattende liposomen is de zuivering of verwijdering van de niet-ingekapselde geneesmiddelen (bijvoorbeeld calceïne en Au NP hier). Dit werd gedaan door gelfiltratiechromatografie. Dit essentieel is voor de onderzoeker te merken dat de PD-10-kolom die in deze studie is alleen geschikt voor verwerking <2 ml oplossing. Monsters met groter volume kan worden verwerkt met behulp van meerdere kolommen.
De studie van calceïneafgifte uit het liposoom hangt af van de zelf-uitdoving calceïne bij hogere concentraties en opnieuw fluorescentie als verdund. Wanneer de monsters respectievelijk werden blootgesteld aan warmte of licht voor thermische of laserbehandeling, werden hoeveelheden monsters constant onttrokken op variërende temperatuur punten of pulstal en overgebracht naar afzonderlijke flacons. De flacons onmiddellijk in een ijsbad geplaatst om de mogelijke verdere afgifte van calceïne voorkomen, voor nauwkeurige metingen. Een ander ding om op te merken is dat calceïne is gevoelig voor lichten derhalve kunnen worden gebleekt gedurende het experiment laser. Om dit te ondervangen dient de blekende werking van een gepulste laser op de calceïne-oplossing te meten en de gegevens van liposoom afgifte daarvan genormaliseerd.
Het protocol beschrijft hierin een gemakkelijke bereidingswijze voor lichtgevoelige liposomen. Thermische vrijgave wordt eerst aangetoond door het benutten van de temperatuur reagerende van de fosfolipiden. De set-up laser wordt geïllustreerd en licht geactiveerd afgifte wordt bereikt door gepulste laser. Het mechanisme van het licht geactiveerd release ook verkend en wordt gevonden als gevolg van verstoring membraan door microbellen cavitatie te zijn.
Verschillend van alle gerapporteerde protocollen, dit protocol kiest (dwz voor lipiden en Au NP's), die veelvuldig gebruikt in klinische studies en op grote schaal beschikbaar in de markt. Het gebruik van gemakkelijk toegankelijke materialen kan iedereen dergelijke lichtgevoelige systeem voor te bereiden op zich, zonder dat het need om technische hulp te zoeken. Daarnaast heeft dit protocol maakt gebruik van dunne film hydratatie om liposomen te bereiden, die zowel kosteneffectief en gemakkelijk schaalbaar.
Deze eenvoudige maar krachtige protocol ten goede zal komen onderzoekers en clinici die geïnteresseerd zijn in het bereiken van gecontroleerde afgifte van geneesmiddelen om oppervlakkige weefsels, zoals huid. Een mogelijke toepassing zou zijn om anti-zonnebrand middelen te leveren door de integratie van dit systeem binnen zonnebrandcrème.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Geen belangenconflict worden verklaard.
Acknowledgments
Dit werk werd gedeeltelijk ondersteund door de Tier-1 wetenschappelijk onderzoek fondsen door Singapore Ministerie van Onderwijs (RG 64/12 tot CX) en NTU-Northwestern Institute of nanogeneeskunde.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DPPC) | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 850355P | Powder, Store at -20 °C |
| 1-palmitoyl-2-hydroxy-sn-glycero-3-phosphocholine (MPPC) | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 855675P | Powder, Store at -20 °C |
| 1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphoethanol-amine-N-[methoxy(polyethylene glycol)-2000] (ammonium salt) (DSPE-PEG2000) | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 880120P | Powder, Store at -20 °C |
| Gold Nanoparticles | Sigma Aldrich | 752568-100mL | 5 nm particles, stabilized at 0.1 mM PBS |
| Calcein | Sigma Aldrich | C0875-10g | 60 mM, pH 7.4 (adjusted using NaOH) |
| phosphate buffered saline (PBS) | Sigma Aldrich | P5493 | 0.1 mM, pH 7.4 |
| Double distilled water | Millipore Milli-DI water purification system | ||
| Triton X100 | Sigma, Life Sciences | X-100 | To disrupt the liposomes to calculate total encapsulation |
| Rotavapor | Buchi (Switzerland) | R 210 | Used for Lipososme preparation |
| Heating bath | Buchi (Switzerland) | B 491 | Used for Lipososme preparation |
| Vacuum Controller | Buchi (Switzerland) | V-850 | Used for Lipososme preparation |
| Vacuum Pump | Buchi (Switzerland) | V-700 | Used for Lipososme preparation |
| Recirculation bath with temperature controller | Polyscience | Used for Lipososme preparation | |
| Mini-extruder assembly with heating block | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 610000 | Used for extrusion of liposomes |
| Syringes, 1,000 μl | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 610017 | Used for extrusion of liposomes |
| Polycarbonate filter membrane, 200 nm | Whatmann | 800281 | Used for extrusion of liposomes |
| Filter Support | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 610014 | Used for extrusion of liposomes |
| PD 10 Desalting coulumns, Sephadex G-25 medium | GE Healthcare, Life sciences | 17-0851-01 | Used to purify the liposomes |
| Centrifuge | Sigma Laboratory Centrifuges | 3K30 | Used to concentrate the liposomal solution |
| Rotor | Sigma | 19777-H | Used to concentrate the liposomal solution |
| Zetasizer | Nano ZS Malvern | Used for the determination of liposome size and zetapotential | |
| UV-Visible Spectrophotometer | Shimadzu | UV-2450 | Used to measure the absorbance of the samples |
| Fluorescent Spectrofluorometer | Molecular Devices | SpectraMax M5 | Used to measure the fluorescence emission of the samples |
| Nd:YAG Laser | NewWave Research | 532 nm; Maximum power: 17 mJ; Width: 406 nsec; Used for sample irradiation | |
| HNR Hydrophone | ONDA | HNR-1000 | 1 mm diameter and 450 nV/Pa sensitivity, Proper working frequency range: 0.25-10 MHz; Calibration: 50 mV/Bar; Used to measure the acoustic signals |
| Digital Osciloscope | LECORY - Wave Runner 64Xi-A | Frequency: 600 MHz; Max sample rate: 10 Gs/sec (at two channel); Used to record the measured acoustic signals |
References
- McCoy, C. P., et al. Triggered drug delivery from biomaterials. Expert Opin. Drug Deliv. 7 (5), 605-616 (2010).
- Yavuz, M. S., et al. Gold nanocages covered by smart polymers for controlled release with near-infrared light. Nat. Mater. 8 (12), 935-939 (2009).
- Gohy, J. F., Zhao, Y. Photo-responsive block copolymer micelles: design and behavior. Chem. Soc. Rev. 42 (17), 7117-7129 (2013).
- Lovell, J. F., et al. Porphysome nanovesicles generated by porphyrin bilayers for use as multimodal biophotonic contrast agents. Nat. Mater. 10 (4), 324-332 (2011).
- Needham, D., Dewhirst, M. W. The development and testing of a new temperature-sensitive drug delivery system for the treatment of solid tumors. Adv. Drug Deliv. Rev. 53 (3), 285-305 (2001).
- Landon, C. D., Park, J. Y., Needham, D., Dewhirst, M. W. Nanoscale drug delivery and hyperthermia: the materials design and preclinical and clinical testing of low temperature-sensitive liposomes used in combination with mild hyperthermia in the treatment of local cancer. Open Nanomed. J. 3, 38-64 (2011).
- Sykes, E. A., Dai, Q., Tsoi, K. M., Hwang, D. M., Chan, W. C. Nanoparticle exposure in animals can be visualized in the skin and analysed via skin biopsy. Nat. Commun. 5, 3796 (2014).
- Paasonen, L., et al. Gold nanoparticles enable selective light-induced contents release from liposomes. J. Control. Release. 122 (1), 86-93 (2007).
- Wu, G., et al. Remotely Triggered Liposome Release by Near-Infrared Light Absorption via Hollow Gold Nanoshells. J. Am. Chem. Soc. 130 (26), 8175-8177 (2008).
- Leung, S. J., Kachur, X. M., Bobnick, M. C., Romanowski, M. Wavelength-Selective Light-Induced Release from Plasmon Resonant Liposomes. Adv. Funct. Mater. 21 (6), 1113-1121 (2011).
- Volodkin, D. V., Skirtach, A. G., Möhwald, H. Near-IR Remote Release from Assemblies of Liposomes and Nanoparticles. Angew. Chem. Int. Ed. 48 (10), 1807-1809 (2009).
- Mills, J. K., Needham, D. Lysolipid incorporation in dipalmitoylphosphatidylcholine bilayer membranes enhances the ion permeability and drug release rates at the membrane phase transition. Biochim. Biophys. Acta. 1716 (2), 77-96 (2005).
- Jiang, K., Smith, D. A., Pinchuk, A. O. Size-dependent Photothermal Conversion Efficiencies of Plasmonically Heated Gold Nanoparticles. J. Phys. Chem. C. 117 (51), 27073-27080 (2013).
- Chongsiriwatana, N., Barron, A. Comparing bacterial membrane interaction of antimicrobial peptides and their mimics. Antimicrobial Peptides. Giuliani, A., Rinaldi, A. C. 618, Humana Press. 171-182 (2010).
- Egerev, S., et al. Acoustic signals generated by laser-irradiated metal nanoparticles. Appl. Opt. 48 (7), C38-C45 (2009).
- González, M. G., Liu, X., Niessner, R., Haisch, C. Strong size-dependent photoacoustic effect on gold nanoparticles by laser-induced nanobubbles. Appl. Phys. Lett. 96, 174104 (2010).
