Summary
Ce protocole décrit un procédé de préparation simple pour nanoparticules d'or intégré liposomes photosensibles avec les matériaux disponibles dans le commerce. Il montre également comment évaluer le processus de cavitation de microbulles des liposomes de synthèse sur le traitement de laser pulsé.
Introduction
La possibilité de déclencher la libération du médicament en utilisant des stimuli externes est un moyen attrayant de livrer les médicaments dans la mode spatio, temporalité et de dosage contrôlé avec une spécificité maximale et peu d'effets indésirables. Parmi un large éventail de systèmes exogènes de stimuli-sensibles (lumière, champ magnétique, les ultrasons, rayonnement micro-ondes), les plates-formes légères déclenché sont attrayants, en raison de leur non-invasif, la simplicité et l'adaptabilité dans les cliniques. 1 recherches approfondies dans la dernière décennie a fourni une variété de technologies de plate-forme, tels que l'or responsable proche infrarouge-lumière (UA) nanocages revêtus de polymères intelligents, 2, des nanoparticules polymériques photo-labile (IP) conjugués à des médicaments, 3 et nanovésicules de porphysome auto-assemblées. 4 Cependant , ces technologies sont encore au stade de développement préclinique, et nécessitent une bonne compréhension et l'optimisation des paramètres intervenant dans le processus de lancement et de suitelaminage de la libération du médicament.
L'un des plus simples et facilement accessibles des méthodes pour la préparation d'un tel système est d'intégrer Au IP avec des liposomes thermosensibles 5,6, les deux qui sont largement disponibles sur le marché et ont été largement étudiés dans les essais précliniques et cliniques, même. Malgré la limitation de l'activation des tissus profonds de Au IP à leur longueur d'onde plasmonique, par rapport à l'UA nanostructures proche infrarouge activé (par exemple, nanocages), ce système tient toujours très prometteur lorsqu'il est utilisé dans de petits animaux ou pour l'administration topique chez l'homme. 7 Il y a des premiers efforts en combinant au IP avec des liposomes pour la libération lumière déclenché. 8-11 Alors que la plupart d'entre eux se concentrent sur la nouveauté des matériaux, les problèmes d'accessibilité et d'évolutivité doivent être abordées. En outre, des rapports sur les mécanismes de libération à l'aide de ces nanocarriers sont encore limitées.
Ici, la fabrication de photo-sensibleliposomes, simultanément chargés de médicaments et hydrophiles Au NPS a été décrit. Calcéine est utilisé comme composé modèle pour évaluer l'efficacité d'encapsulation et le profil de libération du système. En outre, dans ce système, la lumière absorbée par les IP Au dissipe au microenvironnement entourant sous forme de chaleur, ce qui entraîne une augmentation de la température locale. Microbulles d'air sont générées au cours du chauffage au laser et provoquer la rupture mécanique des liposomes (figure 1). Le mécanisme de la cavitation des microbulles est confirmée par des mesures d'hydrophones.
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Protocol
1. Préparation
- Nettoyer rond de 100 ml des flacons de fond à l'aide de l'eau régale (1 partie d'acide nitrique concentré (HNO 3) et 3 parties d'acide chlorhydrique concentré (HCl)) et laver les flacons avec de l'eau DI. Autoclave les flacons et les sécher dans un four à air chaud à 100 ° C pendant 15 min. Envelopper et stocker les flacons stériles jusqu'à utilisation.
- Stériliser l'ensemble mini-extrudeuse à main en utilisant 70% d'éthanol.
- Tourner à l'évaporateur rotatif et régler la température du bain d'eau chaude et de la tour de refroidissement à 37 ° C et 4 ° C, respectivement.
- Préparer 60 mM calcéine solution mère en dissolvant 374 mg de calcéine dans 10 ml de 0,1 mM tampon phosphate salin (PBS) (pH 7,4). Ajuster le pH à 7,4 en utilisant M d'hydroxyde de sodium (NaOH) une solution.
2. Synthèse des liposomes
- Éliminer les lipides (1,2-sn-glycéro Dipalmitoyl--3-phosphocholine (DPPC), 1-palmitoyl-2-hydroxy-sn-glycéro-3-phosphocholigne (MPPC) et 1, 2-distéaroyl sn-glycéro-3-phosphoethanol-amine N - [carboxy (polyéthylèneglycol) -2000] (sel d'ammonium) (DSPE-PEG2000)) du congélateur (-20 ° C) et les dégeler à la température ambiante.
- Peser 15,9 mg de DPPC, 1,3 mg MPPC, et 2,8 mg DSPE-PEG2000. Dissoudre ensemble dans 2 ml de chloroforme.
- Transférer la solution de chloroforme dans le ballon à fond rond stérile et on évapore le solvant en utilisant un évaporateur rotatif sous pression réduite, pour former une couche mince et sec de lipides.
- Hydrater la couche lipidique à 45 ° C avec 2 ml d'une solution aqueuse contenant de 30 min 1,95 ml 60 mM calcéine préparé à l'étape 1.4 et 50 ul Au IP (3,36 × 10 16 particules / ml).
- Préchauffer le bloc chauffant à 45 ° C. Placez un filtre à membrane de polycarbonate de 200 nm entre les supports de filtres et d'assembler l'ensemble mini-extrudeuse. Vérifiez la fuite potentielle avec de l'eau DI.
- Remplir une des seringues de 1 ml d'une solution de liposomes de l'étape 2.4 et EXTRUde l'échantillon en faisant passer la solution à la seringue à l'autre extrémité de l'assemblage de mini-extrudeuse. Répétez 11 fois.
- Exécuter les liposomes de synthèse à travers une colonne de dessalage PD-10 pour retirer les libres Au IP, des lipides et la calcéine en utilisant comme éluant du PBS selon le protocole du fabricant.
- Stocker les échantillons dans des tubes stériles à 4 ° C et utiliser dans les 2 jours.
3. calcéine sortie de liposomes avec chauffage
- Calculer la molarité lipidique de la solution mère en additionnant les molarités de DPPC, MPPC et DSPE-PEG2000 dans l'étape 2.2. Diluer la solution liposome boursier pour mM concentration 5 des lipides en utilisant un tampon mM PBS 0,1 (pH 7,4). Transférer les échantillons dans un tube de centrifugeuse (2 ml).
- Placer le tube dans un bain d'eau chaude, et d'élever la température progressivement de 25 à 70 ° C. Augmenter la température à une vitesse de 1 ° C / min ici.
- Collecter des aliquotes (10 ul) à différents points de température (27, 32, 37, 39, 41,43, 45, 52, 57, 62, 67 et 70 ° C).
- Ajouter 10 ul de 2% de Triton X-100 à 2 ml d'une solution aliquote liposomale pour digérer les liposomes pendant 10 min à température ambiante et à obtenir une libération complète de calcéine.
- Transférer 200 pl de la solution liposomale à chaque puits de la microplaque à 96 puits et on mesure l'intensité de fluorescence des échantillons prélevés à l'aide d'un lecteur de microplaques à fluorescence. Les longueurs d'ondes d'excitation et d'émission de calcéine sont 480 et 515 nm, respectivement.
- Prenant l'intensité de fluorescence des Triton X-100 échantillons traités comme libération de 100%, calculer le pourcentage de la calcéine libérée à chaque point de temps, en utilisant la formule:
Pi est l'intensité de fluorescence de la solution à un instant donné. F i et F x sont les intensités de fluorescence normalisée initiale et finale de la solution, respectivement.
4. calcéine Relocation de liposomes avec laser pulsé
- Transférer la solution de liposome 100 ul dans une cuvette en quartz et le placer dans un support de cuvette. Utilisez un Nd pulsé: YAG avec une durée d'impulsion de 6 ns à 532 nm de longueur d'onde que la source de lumière. Utilisez le suivant Paramètres Laser - Taux de répétition: 1 Hz; La densité d'énergie du laser: 1 mJ / cm 2; Diamètre du faisceau: 0,5 mm.
- Guider le faisceau laser collimaté à travers la cuvette de telle sorte que la lumière traverse la solution de liposomes et de recueillir des aliquotes après diverses impulsions.
- Ajouter 10 ul de 2% de Triton X-100 à 2 ml d'une solution aliquote liposomale pour digérer les liposomes pendant 10 min à température ambiante et à obtenir une libération complète de calcéine.
- Considérant calcéine est sensible à la lumière et peut être blanchi pendant l'expérience laser, pré-mesurer l'effet de blanchiment de laser pulsé sur la solution de calcéine pour normaliser les données de liposome de presse.
- Plus précisément, exposer solution de calcéine (60 mM) à impulsions wi lasere fréquence de 1 Hz pour faire varier le nombre d'impulsions (0, 25, 50 et 100). Mesurer l'intensité de la fluorescence de calcéine avec excitation et d'émission des longueurs d'onde de 480 et 515 nm, respectivement, avant et après l'exposition au laser.
- Calculer la quantité de blanchiment (intensité de fluorescence de la calcéine avant intensité laser exposition / de fluorescence de la calcéine après le nombre d'impulsions spécifique). Utiliser ce facteur pour normaliser les valeurs obtenues à partir d'échantillons de liposomes en multipliant l'intensité de fluorescence des liposomes avec le facteur.
- Mesurer l'intensité de la fluorescence de l'échantillon prélevé à l'aide d'un lecteur de microplaques à fluorescence à des longueurs d'ondes d'excitation et d'émission à 480 et 515 nm, respectivement.
- Prenant l'intensité de fluorescence des Triton X-100 échantillons traités comme libération de 100%, calculer le pourcentage de la calcéine libérée à chaque nombre d'impulsions, en utilisant la formule:
i et F x sont les intensités de fluorescence normalisée initiale et finale de la solution, respectivement.
5. Mesure des impulsions de pression
- Placer 100 ml de l'échantillon sur une lame de microscope et définir le focus du laser sur l'échantillon.
- Plongez un hydrophone d'aiguille (1 mm de diamètre et 450 nV / Pa sensibilité) dans la solution.
Attention: L'hydrophone ne doit pas être éclairée par la lumière laser pour éviter le dommage. - Irradier l'échantillon avec le laser à impulsions avec un nombre variable d'impulsions (0-100) et l'énergie d'impulsion (20 à 160 pJ / impulsion).
- Enregistrer les signaux de pression à l'aide d'un oscilloscope numérique.
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Representative Results
Les liposomes ont été préparés en utilisant une technique mince d'hydratation de film conventionnelle avec DPPC, MPPC et DSPE-PEG2000 selon un rapport molaire de 86: 10: 4 ou 7,95: 0,65. 1,39 mg / ml 12 La taille de Au IP est essentiel de déterminer la lumière pour chauffer l'efficacité de conversion lors de l'expérience de l'excitation laser suivant. Plus la taille de Au IP, plus élevé est l'efficacité de transduction. 13 Ainsi 5 nm Au IP, les plus petits échantillons du fournisseur, ont été choisis pour l'encapsulation. Au cours de la synthèse, moyen hydratant contenant Au NPS et calcéine a été ajouté à générer des vésicules multi-lamellaires, qui ont ensuite été soumis à l'extrusion de la taille et la chromatographie de filtration sur gel pour éliminer les libres Au IP et calcéine.
Calcéine est un colorant fluorescent hydrophile est encapsulée dans le coeur aqueux des liposomes à une concentration de 60 mM. A de telles concentrations élevées, la fluorescence de calcein auto-trempes. Cependant, la calcéine est diluée comme il est libéré à partir des liposomes, ce qui conduit à la fluorescence re-prise, ce qui indique la libération du médicament est déclenché. 14 En se fondant sur cette propriété des liposomes de calcéine ont été dilués à 5 mM et de la réponse du système liposomique à la variation de température était observé. Comme indiqué sur la figure 2A, indépendamment de la présence de Au IP, les liposomes étaient presque intacte à la température physiologique (par exemple, 37 ° C) avec un pourcentage de fuite de moins de 10%. Cependant, lorsque la température a été élevée à 42 ° C (un peu supérieure à la température de transition des lipides), 60% -80% de la calcéine encapsulée est libérée à partir de liposomes en 2 min. Aucune différence significative dans le pourcentage de libération est observé dans les liposomes avec et sans Au IP, lorsque la libération est déclenchée à l'aide de la chaleur. Cela est dû à la température de transition de phase du système. En outre, la libération rapide et efficace est due à la presence de 10% MPPC, ce qui améliore la perméabilité de la bicouche des liposomes à la température de transition.
Ensuite, la libération de calcéine à partir de liposomes lors de l'irradiation laser a été examiné. La solution liposomale a été prise dans une cuvette en quartz qui a été placé dans un support de cuvette. 532 nm Nd: YAG laser pulsé avec une durée d'impulsion de 6 ns et une densité de puissance instantanée de 166,67 kW / cm 2 a été focalisé sur la solution liposomale. Des aliquotes d'échantillons ont été prélevés à des nombres variables d'impulsions (0, 25, 50 et 100), dans lequel la fréquence des impulsions est fixée à 1 Hz. Les échantillons ont été immédiatement transférées dans un tube de microcentrifugation et on les place dans un bain de glace. Ceci, pour éviter tout rejet de calcéine. Le laser a été éteint pendant la collecte des échantillons. Comme le montre la figure 2B, les liposomes avec des Au IP publié le calcéine encapsulée lors de l'excitation, dans lequel la quantité de calcéine libérée augmente lorsque la injury_time d'impulsionsfibres augmente.
La dernière étape a consisté à étudier le mécanisme de calcéine libération des liposomes avec hydrophone. La figure 3A est le signal acoustique enregistré pour Au IP (rouge), des liposomes avec l'UA IP (noir) et des liposomes sans Au IP (bleu). Bien Au IP et les liposomes avec l'UA IP ont montré des signaux d'ondes de pression caractéristiques, aucun signal n'a été observé à partir de liposomes sans Au IP. L'impulsion de pression contient phases positives et négatives (en médaillon sur la figure 3A). Il suggère que les microbulles se forment (phase positive) et perturbent (phase négative) dans la solution. La valeurs minimales du pic enregistré dans les liposomes Au NP contenant maximum et étaient 0,00093 et -0,00074 V respectivement. Enfin, la moyenne des maxima et des minima d'impulsions de pression en fonction de l'augmentation de l'énergie de laser ont été calculées. Comme on s'y attendait, l'amplitude du signal acoustique augmente progressivement avec l'augmentation de laserl'énergie (figure 3B). Ceci doit être dû à l'augmentation de l'intensité de l'oscillation des particules attribuant à la dilatation et la contraction thermo-élastique subséquent. 15,16
Figure 1. Le mécanisme de libération de médicament proposé de liposomes photosensibles: Au IP (points rouges) lorsqu'ils sont irradiés, générer des microbulles qui perturbent la membrane du liposome et ainsi déclenchent calcéine libération calcéine, auto-extinction dans des liposomes (comme indiqué), fluoresce. comme étant rejetée dans les environs. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2. <strong> La chaleur et le laser pulsé déclenché la libération de calcéine à partir de liposomes (A) Pourcentage de calcéine libérée des liposomes, avec ou sans Au IP, qui ont été placés dans un bain d'eau à différentes températures pendant 2 min.; (B) Pourcentage de calcéine libérée à partir de liposomes avec l'UA IP, qui ont été traités par laser pulsé (durée d'impulsion = 6 ns; densité de puissance ~ 12 mW / cm 2). Les barres d'erreur représentent la moyenne ± écart-type (SD) des trois expériences indépendantes réalisées en triple. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 3. (A) des signaux acoustiques mesurés à l'aide d'un système d'hydrophones pour Au IP (rouge), des liposomes avec l'UA IP (noir) et des liposomes sansu IP (bleu). Bien Au IP et les liposomes avec l'UA IP ont montré des signaux d'ondes de pression caractéristiques, aucun signal n'a été observé à partir de liposomes sans Au IP. L'encart montre une vue agrandie de signaux acoustiques de liposomes photosensibles. (B) maximum et la valeur minimum de pic des impulsions de pression en fonction de l'augmentation de la puissance du laser. L'amplitude du signal acoustique augmente progressivement avec l'augmentation de l'énergie laser. Les barres d'erreur représentent la moyenne ± écart-type de trois expériences indépendantes réalisées en dix courses. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
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Discussion
hydratation de la couche mince est la méthode classique de préparation des liposomes. solvants organiques (chloroforme dans ce cas) ont été utilisés d'abord pour dissoudre les lipides et ensuite éliminés dans un évaporateur rotatif à 37 ° C pour produire un film mince de lipides sur le flacon. Ce film lipidique a été hydraté avec la solution aqueuse contenant 60 mM calcéine et 5 nm Au IP. Au cours du processus d'hydratation, la température a été maintenue à environ 50 ° C et le ballon a été agité continuellement en faisant tourner le ballon. La clé de cette étape est le choix de la température à laquelle l'évaporation et l'hydratation ont été effectuées respectivement. La température de transition de phase (T m) de la DPPC, le constituant majeur du liposome, est de 41 ° C. Au cours de la formation de la pellicule lipidique crois, la température doit être inférieure à 41 ° C pour éviter la formation de touffes agrégées des lipides séchés. Au cours de l'hydratation, une température supérieure à T m est choisi pour conduire à des phospholipidesauto-assembler en structures multilamellaires sphériques. Bien que mince méthode film hydratation est facile à réaliser, elle est limitée par la faible efficacité d'encapsulation (<1%) de la calcéine et Au IP dans la solution aqueuse. Dans l'avenir, l'encapsulation peut être améliorée grâce à des cycles de gel-dégel.
Après la taille-extrusion a été effectuée à l'aide d'un mini-extrudeuse à main, placé sur un bloc de chauffage. Un maximum de 1 ml de solution peut être extrudé en utilisant ce set-up, ce qui est idéal pour une petite préparation à l'échelle du laboratoire. La clé de cette étape est toujours la température qui doit être supérieure à la température de transition de phase des liposomes. En distribuant l'extrusion à 50 ° C, la taille des liposomes est devenu homogène au bout de 10 cycles d'extrusion à travers la membrane avec des pores de 200 nm. Le mouvement dans cette étape devrait être lente et douce que la pression dans l'extrudeuse est grande alors que la membrane est fragile.
Un souvent négligé mais ste importantep lors de la synthèse de liposomes contenant un médicament est la purification ou l'élimination des médicaments de l'ONU-encapsulée (c.-à-calcéine et Au PN ici). Cela a été fait par chromatographie de filtration sur gel. Il est essentiel pour le chercheur de remarquer que la colonne PD-10 utilisé dans cette étude est uniquement conçu pour le traitement <2 ml de solution. Les échantillons ayant un plus grand volume peuvent être traitées à l'aide de plusieurs colonnes.
L'étude de calcéine de presse du liposome repose sur l'auto-extinction de calcéine à des concentrations plus élevées et re-fluorescence diluée. Lorsque les échantillons ont été exposés à la chaleur ou de la lumière pour le traitement thermique ou laser, respectivement, des aliquotes d'échantillons ont été constamment retirés aux points de température variant ou nombres d'impulsions et transférés dans des flacons séparés. Les flacons doivent être immédiatement placés dans un bain de glace pour empêcher la poursuite de la libération potentielle de calcéine, pour des mesures précises. Une autre chose à noter est que la calcéine est sensible à la lumièreet donc pourrait être blanchi pendant l'expérience de laser. Pour remédier à cela, l'effet de blanchiment d'un laser pulsé à la solution de calcéine doit être mesurée et les données de liposome libération normalisée en conséquence.
Le protocole décrit ici un procédé de préparation facile pour les liposomes sensibles à la lumière. déclencheur thermique est d'abord démontré en exploitant la température sensible des phospholipides. Le laser mis en place est illustrée et la lumière déclenché la libération est réalisée par laser pulsé. Le mécanisme de la lumière déclenche la libération est également explorée et se trouve être en raison de la membrane rupture par cavitation de microbulles.
Différent de tous les protocoles rapportés, ce protocole choisit des matériaux (par exemple, des lipides et de l'UA IP) qui ont été fréquemment utilisés dans les essais cliniques et largement disponibles sur le marché. L'utilisation de matériaux facilement accessibles permet à quiconque de préparer tel système sensible à la lumière par eux-mêmes, sans le neced demander de l'aide technique. En outre, ce protocole utilise mince hydratation du film pour préparer des liposomes, qui est à la fois rentable et facilement extensible.
Ce protocole simple mais puissant bénéficiera chercheurs et les cliniciens qui sont intéressés dans la réalisation de la livraison contrôlée de médicaments aux tissus superficiels comme la peau. Une application potentielle serait de délivrer des agents anti-coups de soleil en intégrant ce système au sein de la crème solaire.
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Disclosures
Pas de conflit d'intérêts sont déclarés.
Acknowledgments
Ce travail a été partiellement financé par les fonds de recherche universitaire Tier-1 de Singapour Ministère de l'Education (RG 64/12 à CX) et NTU-Nord-Ouest de l'Institut de la nanomédecine.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DPPC) | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 850355P | Powder, Store at -20 °C |
| 1-palmitoyl-2-hydroxy-sn-glycero-3-phosphocholine (MPPC) | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 855675P | Powder, Store at -20 °C |
| 1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphoethanol-amine-N-[methoxy(polyethylene glycol)-2000] (ammonium salt) (DSPE-PEG2000) | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 880120P | Powder, Store at -20 °C |
| Gold Nanoparticles | Sigma Aldrich | 752568-100mL | 5 nm particles, stabilized at 0.1 mM PBS |
| Calcein | Sigma Aldrich | C0875-10g | 60 mM, pH 7.4 (adjusted using NaOH) |
| phosphate buffered saline (PBS) | Sigma Aldrich | P5493 | 0.1 mM, pH 7.4 |
| Double distilled water | Millipore Milli-DI water purification system | ||
| Triton X100 | Sigma, Life Sciences | X-100 | To disrupt the liposomes to calculate total encapsulation |
| Rotavapor | Buchi (Switzerland) | R 210 | Used for Lipososme preparation |
| Heating bath | Buchi (Switzerland) | B 491 | Used for Lipososme preparation |
| Vacuum Controller | Buchi (Switzerland) | V-850 | Used for Lipososme preparation |
| Vacuum Pump | Buchi (Switzerland) | V-700 | Used for Lipososme preparation |
| Recirculation bath with temperature controller | Polyscience | Used for Lipososme preparation | |
| Mini-extruder assembly with heating block | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 610000 | Used for extrusion of liposomes |
| Syringes, 1,000 μl | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 610017 | Used for extrusion of liposomes |
| Polycarbonate filter membrane, 200 nm | Whatmann | 800281 | Used for extrusion of liposomes |
| Filter Support | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 610014 | Used for extrusion of liposomes |
| PD 10 Desalting coulumns, Sephadex G-25 medium | GE Healthcare, Life sciences | 17-0851-01 | Used to purify the liposomes |
| Centrifuge | Sigma Laboratory Centrifuges | 3K30 | Used to concentrate the liposomal solution |
| Rotor | Sigma | 19777-H | Used to concentrate the liposomal solution |
| Zetasizer | Nano ZS Malvern | Used for the determination of liposome size and zetapotential | |
| UV-Visible Spectrophotometer | Shimadzu | UV-2450 | Used to measure the absorbance of the samples |
| Fluorescent Spectrofluorometer | Molecular Devices | SpectraMax M5 | Used to measure the fluorescence emission of the samples |
| Nd:YAG Laser | NewWave Research | 532 nm; Maximum power: 17 mJ; Width: 406 nsec; Used for sample irradiation | |
| HNR Hydrophone | ONDA | HNR-1000 | 1 mm diameter and 450 nV/Pa sensitivity, Proper working frequency range: 0.25-10 MHz; Calibration: 50 mV/Bar; Used to measure the acoustic signals |
| Digital Osciloscope | LECORY - Wave Runner 64Xi-A | Frequency: 600 MHz; Max sample rate: 10 Gs/sec (at two channel); Used to record the measured acoustic signals |
References
- McCoy, C. P., et al. Triggered drug delivery from biomaterials. Expert Opin. Drug Deliv. 7 (5), 605-616 (2010).
- Yavuz, M. S., et al. Gold nanocages covered by smart polymers for controlled release with near-infrared light. Nat. Mater. 8 (12), 935-939 (2009).
- Gohy, J. F., Zhao, Y. Photo-responsive block copolymer micelles: design and behavior. Chem. Soc. Rev. 42 (17), 7117-7129 (2013).
- Lovell, J. F., et al. Porphysome nanovesicles generated by porphyrin bilayers for use as multimodal biophotonic contrast agents. Nat. Mater. 10 (4), 324-332 (2011).
- Needham, D., Dewhirst, M. W. The development and testing of a new temperature-sensitive drug delivery system for the treatment of solid tumors. Adv. Drug Deliv. Rev. 53 (3), 285-305 (2001).
- Landon, C. D., Park, J. Y., Needham, D., Dewhirst, M. W. Nanoscale drug delivery and hyperthermia: the materials design and preclinical and clinical testing of low temperature-sensitive liposomes used in combination with mild hyperthermia in the treatment of local cancer. Open Nanomed. J. 3, 38-64 (2011).
- Sykes, E. A., Dai, Q., Tsoi, K. M., Hwang, D. M., Chan, W. C. Nanoparticle exposure in animals can be visualized in the skin and analysed via skin biopsy. Nat. Commun. 5, 3796 (2014).
- Paasonen, L., et al. Gold nanoparticles enable selective light-induced contents release from liposomes. J. Control. Release. 122 (1), 86-93 (2007).
- Wu, G., et al. Remotely Triggered Liposome Release by Near-Infrared Light Absorption via Hollow Gold Nanoshells. J. Am. Chem. Soc. 130 (26), 8175-8177 (2008).
- Leung, S. J., Kachur, X. M., Bobnick, M. C., Romanowski, M. Wavelength-Selective Light-Induced Release from Plasmon Resonant Liposomes. Adv. Funct. Mater. 21 (6), 1113-1121 (2011).
- Volodkin, D. V., Skirtach, A. G., Möhwald, H. Near-IR Remote Release from Assemblies of Liposomes and Nanoparticles. Angew. Chem. Int. Ed. 48 (10), 1807-1809 (2009).
- Mills, J. K., Needham, D. Lysolipid incorporation in dipalmitoylphosphatidylcholine bilayer membranes enhances the ion permeability and drug release rates at the membrane phase transition. Biochim. Biophys. Acta. 1716 (2), 77-96 (2005).
- Jiang, K., Smith, D. A., Pinchuk, A. O. Size-dependent Photothermal Conversion Efficiencies of Plasmonically Heated Gold Nanoparticles. J. Phys. Chem. C. 117 (51), 27073-27080 (2013).
- Chongsiriwatana, N., Barron, A. Comparing bacterial membrane interaction of antimicrobial peptides and their mimics. Antimicrobial Peptides. Giuliani, A., Rinaldi, A. C. 618, Humana Press. 171-182 (2010).
- Egerev, S., et al. Acoustic signals generated by laser-irradiated metal nanoparticles. Appl. Opt. 48 (7), C38-C45 (2009).
- González, M. G., Liu, X., Niessner, R., Haisch, C. Strong size-dependent photoacoustic effect on gold nanoparticles by laser-induced nanobubbles. Appl. Phys. Lett. 96, 174104 (2010).
