Summary
Denne protokollen beskriver en enkel fremstillingsmetode for nanopartikkel gull integrert fotofølsomme liposomer med de kommersielt tilgjengelige materialer. Den viser også hvordan man kan måle mikroboble kavitasjon prosessen med de syntetiserte liposomene ved behandling av pulset laser.
Introduction
Muligheten til å utløse legemiddeldosering ved bruk av eksterne stimuli er en attraktiv måte å levere narkotika i spatial-, timelig og doseringsstyrt moter med maksimert spesifisitet og minimale bivirkninger. Blant en rekke eksogene stimuli-responsive systemer (lys, magnetiske felt, ultralyd, mikrobølger), lys-utløst plattformer er attraktive på grunn av sine ikke-invasivitet, enkelhet og tilpasningsevne i klinikkene. 1 Omfattende forskning i det siste tiåret har gitt en rekke plattformteknologier, for eksempel nær-infrarødt lys ansvarlig gull (AU) nanocages belagt med smarte polymerer, 2 foto-labil, polymer nanopartikler (NPS) konjugert med narkotika, 3 og selv montert porphysome nanovesicles. 4 Men disse teknologiene er fortsatt i prekliniske stadier av utvikling, og krever en klar forståelse, og optimalisering av parametrene som er involvert i prosessen med initiering og fortsrulle stoffet utgivelse.
En av de enkleste og lett tilgjengelige fremgangsmåter for fremstilling av et slikt system er å integrere Au NPS med termisk følsomme liposomer 5,6, som begge er lett tilgjengelige på markedet og har blitt grundig undersøkt i prekliniske og kliniske forsøk med. Til tross for begrensning av dype vev aktivering av Au NPS ved deres plasmonic bølgelengde, sammenlignet med nær-infrarød-aktivert Au nanostrukturer (f.eks nanocages), har dette systemet likevel store løftet når den brukes i små dyr eller for topisk levering hos mennesker. 7 det er noen tidlig innsats i å kombinere Au NPs med liposomer for lys-utløst frigjøring. 8-11 Mens de fleste av dem fokusere på nyheten av materialer, tilgjengelighet og skalerbarhet saker må tas opp. Videre rapporter på utløsermekanisme som bruker disse nanocarriers er fortsatt begrenset.
Heri fremstillingen av foto-responsiveliposomer, samtidig lastet med narkotika og hydrofile Au NPs har blitt beskrevet. Calcein blir brukt som en modellforbindelse for å evaluere innkapslingseffektivitet og frigjøringsprofil av systemet. I tillegg, i dette systemet, lys absorbert av Au NPS forsvinner til den omgivende mikromiljøet i form av varme, noe som resulterer i en økning i den lokale temperatur. Luftmikrobobler genereres under laser oppvarming og forårsake mekanisk ødeleggelse av liposomer (figur 1). Mekanismen for mikroboble kavitasjon bekreftes av hydrofon-målinger.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Forberedelse
- Rene 100 ml rundkolber ved hjelp av kongevann (en del konsentrert salpetersyre (HNO3) og 3 deler konsentrert saltsyre (HCl)) og vask kolbene med DI vann. Autoklav kolbene og tørke dem i en varm luft ovn ved 100 ° C i 15 min. Pakk og lagre sterile kolber inntil bruk.
- Steriliser håndholdte mini-ekstruder sett med 70% etanol.
- Slå på rotasjonsfordamper og temperatur av den varme vannbad og kjøletårnet ved 37 ° C og 4 ° C respektivt.
- Fremstille 60 mM kalsein stamløsning ved å oppløse 374 mg av calcein i 10 ml av 0,1 mM fosfat-bufret saltvann (PBS) (pH 7,4). Juster pH til 7,4 ved anvendelse av 1 M natriumhydroksid (NaOH) oppløsning.
2. Syntese av liposomer
- Fjerne lipidene (1,2-Dipalmitoyl- sn -glycero-3-fosfokolin (DPPC), 1-palmitoyl-2-hydroksy-sn -glycero-3-phosphocholinje (MPPC) og 1, 2-distearoyl- sn -glycero-3-phosphoethanol-amin- N - [karboksy (polyetylenglykol) -2000] (ammoniumsalt) (DSPE-PEG2000)) fra fryseren (-20 ° C) og tine dem til RT.
- Veie 15,9 mg DPPC, 1,3 mg MPPC, og 2,8 mg DSPE-PEG2000. Oppløse dem sammen i 2 ml kloroform.
- Overfør kloroformoppløsningen til det sterile rundkolbe og fordamp løsningsmidlet ved hjelp av rotasjonsfordamper under redusert trykk, for å danne en tynn, tørr lipidlaget.
- Hydrat lipidlaget ved 45 ° C med 2 ml vandig oppløsning i 30 minutter inneholdende 1,95 ml 60 mM kalsein fremstilt i trinn 1.4 og 50 ul Au NPS (3,36 x 10 16 partikler / ml).
- Forvarm oppvarmingsblokken til 45 ° C. Plasser en 200 nm polykarbonat membranfilter mellom filter støtter og montere mini-ekstruder sett. Sjekk den potensielle lekkasje med DI vann.
- Fylle en av sprøytene med 1 ml av liposom-løsning fra trinn 2.4 og fram og tilbade prøven ved å føre oppløsningen til sprøyten i den andre enden av den montere mini-ekstruder. Gjenta 11 ganger.
- Kjør de syntetiserte liposomene gjennom en PD-10-avsaltingskolonnen for å fjerne de frie Au NPS, lipider og calcein ved hjelp av PBS som elueringsmiddel i henhold til produsentens protokoll.
- Oppbevar prøvene i sterile prøveglass ved 4 ° C og bruk i 2 dager.
3. Calcein Slipp fra liposomer med oppvarming
- Beregn lipid molaritet av stamløsningen ved å legge opp molariteter av DPPC, MPPC, og DSPE-PEG2000 i trinn 2.2. Fortynn liposomet stamløsning på 5 mM lipid-konsentrasjon ved anvendelse av 0,1 mM PBS-buffer (pH 7,4). Overføre prøvene til et sentrifugerør (2 ml).
- Plasser røret på et varmt vannbad, og øke temperaturen gradvis 25-70 ° C. Øke temperaturen med en hastighet på 1 ° C / min her.
- Utlevering aliquoter (10 pl) ved forskjellige temperaturpunkter (27, 32, 37, 39, 41,43, 45, 52, 57, 62, 67 og 70 ° C).
- Tilsett 10 pl av 2% Triton X-100 i 2 ml aliquot av liposomal løsning å fordøye liposomene i 10 minutter ved RT, og for å oppnå full frigjøring av calcein.
- Overfør 200 ul av den liposomale løsning til hver brønn i 96-brønners mikroplate og måle fluorescensintensiteten av de innsamlede prøver ved hjelp av et fluorescens-mikroplateleser. Eksitasjon og emisjonsbølgelengder av calcein er henholdsvis 480 og 515 nm.
- Tar fluorescensintensiteten av Triton X-100-behandlede prøver som 100% frigjøring, beregne hvor stor andel av den frigjorte calcein ved hvert tidspunkt, ved hjelp av formelen:
Ft er fluorescensintensiteten av løsningen på et gitt tidspunkt. F i og K x er den normaliserte initiale og endelige fluorescensstyrkene oppløsningen hhv.
4. Calcein Release fra liposomer med Pulsed Laser
- Overfør 100 ul liposomoppløsningen til en kvarts kyvette og legg den i en skål holder. Bruker en pulset Nd: YAG-laser med en pulsvarighet på 6 ns ved 532 nm bølgelengde som lyskilde. Bruk følgende Laser Parametere - Repetisjon hastighet: 1 Hz; Laserenergitettheten: 1 mJ / cm 2; Beam diameter: 0,5 mm.
- Lede den kollimerte laserstrålen gjennom kyvetten, slik at lyset passerer gjennom liposomoppløsningen og samle porsjoner etter forskjellige pulser.
- Tilsett 10 pl av 2% Triton X-100 i 2 ml aliquot av liposomal løsning å fordøye liposomene i 10 minutter ved RT, og for å oppnå full frigjøring av calcein.
- Tatt i betraktning calcein er følsom for lys, og kan være bleket under laser forsøket, pre-måle blekevirkningen av pulset laser på calcein løsning for å normalisere dataene fra liposom frigivelse.
- Spesielt utsette calcein løsning (60 mm) pulset laser with frekvens på 1 Hz for å variere pulstall (0, 25, 50 og 100). Måle fluorescensintensiteten av calcein med eksitasjons- og emisjonsbølgelengder på 480 og 515 nm henholdsvis før og etter eksponering laser.
- Beregne mengden av bleke (fluorescens-intensitet av calcein før lasereksponering / fluorescensintensiteten av calcein etter den spesifikke pulsantall). Bruk av denne faktoren for å normalisere verdiene oppnådd fra liposom-prøvene ved å multiplisere fluorescensintensiteten av liposomene med faktoren.
- Måle fluorescensintensiteten av den innsamlede prøven ved bruk av en fluorescens-mikroplateavleser ved eksitasjons- og emisjonsbølgelengder på 480 og 515 nm på henholdsvis.
- Tar fluorescensintensiteten av Triton X-100-behandlede prøver som 100% frigjøring, beregne hvor stor andel av den frigjorte calcein ved hver puls nummer, ved å benytte formelen:
F i og K x er den normaliserte initiale og endelige fluorescensstyrkene oppløsningen hhv.
5. Måling av trykkimpulser
- Plasser 100 mL av prøven på en mikroskopisk lysbilde og sette fokus på laser på prøven.
- Fordyp en nål hydrofon (diameter 1 mm og 450 NV / Pa følsomhet) i løsningen.
Forsiktig: hydrofon må ikke belyses av laserlyset for å unngå skade. - Bestråle prøven med den pulsede laser med varierende puls tall (0-100) og pulsenergien (20-160 μJ / puls).
- Registrere trykksignalene ved hjelp av et digitalt oscilloskop.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Liposomer ble fremstilt ved anvendelse av en konvensjonell tynn film hydrering teknikk med DPPC, MPPC og DSPE-PEG2000 i et molart forhold på 86: 10: 4 eller 7,95: 0,65:. 1,39 mg / ml 12 Størrelsen på Au NPS er kritisk for å bestemme lyset å oppvarme omdannelseseffektiviteten under den etterfølgende laser eksitasjon eksperiment. Mindre størrelsen på Au NPs, høyere er transduse effektivitet. 13 Således 5 nm Au NPs, de minste prøver fra leverandøren, ble valgt for innkapsling. Under syntesen, ble hydratiserende medium som inneholdt Au NPS og calcein tilsatt for å generere multi-lamellære vesikler, som så ble underlagt størrelse ekstrudering og gelfiltrerings-kromatografi for å fjerne de frie Au NPs og calcein.
Calcein er en hydrofil fluorescerende fargestoff er innkapslet i vandige kjerne av liposomene ved en konsentrasjon på 60 mM. Ved slike høye konsentrasjoner, fluorescensen av calcein selv slukker. Imidlertid er calcein fortynnes slik den er frigjort fra liposomene, noe som fører til fluorescens re-vinning, noe som indikerer utløst legemiddelfrigjøring. 14 Avhengig av denne egenskapen av calcein liposomer ble fortynnet til 5 mM og responsen av den liposomale systemet til den temperaturendring var observert. Som antydet på figur 2A, uavhengig av tilstedeværelsen av Au NPS, liposomene var nesten intakt ved den fysiologiske temperatur (dvs, 37 ° C) med en lekkasje prosentandel på mindre enn 10%. Men når temperaturen ble hevet til 42 ° C (litt over overgangstemperaturen av lipider), 60% -80% av det innkapslede calcein er frigjort fra liposomene i løpet av 2 min. Ingen signifikant forskjell i utgivelsen prosentandelen er observert inne i liposomene med og uten Au NPs, når utgivelsen utløses ved hjelp av varme. Dette er på grunn av den faseovergangstemperaturen av systemet. Videre er rask og effektiv frigjøring på grunn av presence på 10% MPPC, som forbedrer permeabiliteten av liposombilaget ved overgangstemperaturen.
Deretter ble calcein frigivelse fra liposomer ved laserbestråling undersøkt. Den liposomale Oppløsningen ble tatt i en kvartskyvette som ble plassert i en kyvetteholder. 532 nm Nd: YAG laser puls med en pulsvarighet på 6 ns og en momentan strømtetthet på 166,67 kW / cm 2 ble fokusert på den liposomale løsning. Porsjoner av prøvene ble samlet opp ved varierende pulsnummer (0, 25, 50 og 100), hvor pulsfrekvensen ble satt til 1 Hz. Prøvene ble umiddelbart overført til et mikrosentrifugerør og plassert i et isbad. Dette er for å hindre ytterligere utslipp av calcein. Laseren ble slått av mens samle prøvene. Som vist i figur 2B, liposomer med Au NPS sluppet den innkapslede calcein ved eksitasjon, karakterisert ved at mengden av frigitt calcein økt som pulsen numlemmer økt.
Det siste trinnet var å studere mekanismen av calcein utgivelse fra liposomer med hydrofon. Figur 3A er det akustiske signalet registreres for Au NPs (rød), liposomer med Au NPs (svart) og liposomer uten Au NPs (blå). Mens Au NPs og liposomer med Au NPs viste karakteristiske trykkbølgesignaler, ble ikke noe signal observert fra liposomer uten Au NPs. Den trykkimpuls inneholder både positive og negative faser (innsatt i figur 3A). Det tyder på at mikrobobler som dannes (positiv fase) og forstyrre (negativ fase) i oppløsningen. Maksimum og minimumsverdiene for den registrerte toppen i Au NP-inneholder liposomer var henholdsvis 0,00093 og -,00074 V. Til slutt ble den gjennomsnittlige maksima og minima av de trykkimpulser som en funksjon av økende laserenergi beregnet. Som forventet, akustikk signalamplituden gradvis øket med økende laserenergi (figur 3B). Dette bør være på grunn av økt intensitet av svingningen av partiklene tildele til den etterfølgende termo elastisk utvidelse og sammentrekning. 15,16
Figur 1. Den foreslåtte medikamentfrigjøringsmekanisme av fotofølsomme liposomer: Au NPS (røde prikker) når det blir bestrålt, generere mikrobobler som forstyrrer liposom-membranen, og dermed utløse calcein frigivelse Calcein, selvlukkende i løpet av liposomer (som vist), fluorescerer. som blir gitt ut til omgivelsene. klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2. <sterk> Varme og pulset laser utløst frigjøring av calcein fra liposomer (A) Prosent av frigjort calcein fra liposomer med eller uten Au NPS, som ble plassert i vannbad med forskjellige temperaturer for 2 min.; (B) Prosent av frigjort calcein fra liposomer med Au NPs, som ble behandlet med pulset laser (pulsvarighet = 6 EFF, strøm tetthet ~ 12 mW / cm 2). Feilfelt representerer gjennomsnitt ± standardavvik (SD) av tre uavhengige eksperimenter utført i tre eksemplarer. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 3. (A) Akustiske signaler målt ved hjelp av en hydrofon system for Au NPs (rød), liposomer med Au NPs (svart) og liposomer uten Au NPs (blå). Mens Au NPs og liposomer med Au NPs viste karakteristiske trykkbølgesignaler, ble ikke noe signal observert fra liposomer uten Au NPs. Det innfelte viser et forstørret riss av akustiske signaler av fotofølsomme liposomer. (B) Maksimum og minimum toppverdi av trykkimpulser som en funksjon av økende lasereffekt. Den akustiske signal amplitude øker gradvis med økende laserenergi. Feilfelt representerer gjennomsnitt ± SD av tre uavhengige eksperimenter utført i ti kjøringer. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Tynn film hydrering er den konvensjonelle fremgangsmåte for fremstilling av liposomer. Organiske oppløsningsmidler (kloroform i dette tilfelle) ble først brukt til å oppløse lipidene, og deretter fjernet i en rotasjonsfordamper ved 37 ° C for å generere et lipid tynn film på kolben. Denne lipidfilmen ble hydrert med den vandige oppløsning inneholdende 60 mM kalsein og 5 nm Au NPS. Under hydratiseringsprosessen, ble temperaturen opprettholdt rundt 50 ° C og kolben ble konstant omrørt ved dreining av kolben. Nøkkelen i dette trinnet er valget av temperaturer ved hvilke fordampning og hydrering ble utført henholdsvis. Faseovergangstemperaturen (T M) DPPC, hovedbestanddelen av liposomet, er 41 ° C. Under dannelsen av lipidet synes filmen, bør temperaturen være under 41 ° C for å forhindre dannelse av aggregerte klumper av tørkede lipider. Under hydreringen ble en høyere temperatur enn T m valgt til å drive fosfolipidene tilselv montere inn sfæriske multilamillæer strukturer. Selv om tynn film hydrering metoden er enkel å utføre, er den begrenset av dårlig innkapslingseffektivitet (<1%) av calcein og Au NPS i den vandige oppløsning. I fremtiden kan det innkapsling forbedres gjennom fryse-tine sykluser.
Etterfølgende størrelse-ekstrudering ble gjort ved hjelp av en håndholdt mini ekstruder, plassert på en varmeblokk. Maksimalt 1 ml oppløsning kan heves ved hjelp av dette oppsettet, som er ideelt for en liten skala forberedelse i laboratoriet. Nøkkelen i dette trinnet er fremdeles den temperatur, som bør være over faseovergangstemperaturen av liposomer. Ved å overlate den ekstrudering ved 50 ° C, størrelsen av liposomer ble ensartet etter 10 sykluser av ekstrudering gjennom membranen med 200 nm porer. Bevegelsen i dette trinnet bør være langsom og forsiktig når trykket inne i ekstruderen er stor, mens membranen er skjør.
En ofte oversett, men viktig step under syntesen av narkotika som inneholder liposomer er rensing eller fjerning av un-innkapslet legemidler (dvs. Calcein og Au NPS her). Dette ble gjort ved gelfiltreringskromatografi. Det er kritisk for forskeren til å legge merke til at PD-10 kolonne anvendt i denne studien er bare egnet for behandling <2 ml oppløsning. Prøver med større volum kan behandles ved hjelp av flere kolonner.
Studiet av calcein frigivelse fra liposomet er avhengig av den selvlukkende av calcein ved høyere konsentrasjoner, og re-fluorescens som fortynnet. Når prøvene ble utsatt for varme eller lys for termisk eller laserbehandling henholdsvis, ble porsjoner av prøvene konstant trekkes tilbake ved varierende temperaturpunkter eller pulstall og overført til adskilte beholdere. Hetteglassene skal umiddelbart plassert i et isbad for å hindre den potensielle ytterligere frigjøring av calcein, for nøyaktige målinger. En annen ting å legge merke til er at calcein er følsom for lysog følgelig kan være bleket under laser eksperimentet. For å overvinne dette, bør blekevirkningen av en pulset laser på calcein oppløsningen måles og dataene fra liposom frigivelse normalisert tilsvarende.
Protokollen her beskriver en lettvint forberedelse metode for lyssensitive liposomer. Termisk frigjøring først demonstrert ved å utnytte temperaturfølsomme av fosfolipidene. Laseren satt opp er illustrert og lys utløst frigjøring oppnås ved hjelp av pulserende laser. Mekanismen for lyset utløst frigjøring er også undersøkt og funnet å være på grunn av membranens avbrudd av mikroboble kavitasjon.
Forskjellig fra alle anmeldte protokoller, velger denne protokollen materialer (dvs. lipider og Au NPS) som har blitt hyppig brukt i kliniske studier og allment tilgjengelig i markedet. Bruken av lett tilgjengelige materialer tillater alle å forberede slike lysfølsomme system av seg selv, uten at det need å søke teknisk hjelp. I tillegg gjør denne protokollen bruk av tynn film fuktighet for å forberede liposomer, som er både kostnadseffektiv og lett skalerbar.
Denne enkle, men kraftige protokollen vil komme forskere og klinikere som er interessert i å oppnå kontrollert levering av legemidler til overfladisk vev som hud. En mulig anvendelse vil være å levere anti-solbrenthet midler ved å inkorporere dette system i solkrem.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Ingen interessekonflikt blir vedtatt.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble delvis støttet av Tier-1 akademisk forskning Midler av Singapore Ministry of Education (RG 64/12 til CX) og NTU-North Institute of Nanomedisin.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DPPC) | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 850355P | Powder, Store at -20 °C |
| 1-palmitoyl-2-hydroxy-sn-glycero-3-phosphocholine (MPPC) | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 855675P | Powder, Store at -20 °C |
| 1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphoethanol-amine-N-[methoxy(polyethylene glycol)-2000] (ammonium salt) (DSPE-PEG2000) | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 880120P | Powder, Store at -20 °C |
| Gold Nanoparticles | Sigma Aldrich | 752568-100mL | 5 nm particles, stabilized at 0.1 mM PBS |
| Calcein | Sigma Aldrich | C0875-10g | 60 mM, pH 7.4 (adjusted using NaOH) |
| phosphate buffered saline (PBS) | Sigma Aldrich | P5493 | 0.1 mM, pH 7.4 |
| Double distilled water | Millipore Milli-DI water purification system | ||
| Triton X100 | Sigma, Life Sciences | X-100 | To disrupt the liposomes to calculate total encapsulation |
| Rotavapor | Buchi (Switzerland) | R 210 | Used for Lipososme preparation |
| Heating bath | Buchi (Switzerland) | B 491 | Used for Lipososme preparation |
| Vacuum Controller | Buchi (Switzerland) | V-850 | Used for Lipososme preparation |
| Vacuum Pump | Buchi (Switzerland) | V-700 | Used for Lipososme preparation |
| Recirculation bath with temperature controller | Polyscience | Used for Lipososme preparation | |
| Mini-extruder assembly with heating block | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 610000 | Used for extrusion of liposomes |
| Syringes, 1,000 μl | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 610017 | Used for extrusion of liposomes |
| Polycarbonate filter membrane, 200 nm | Whatmann | 800281 | Used for extrusion of liposomes |
| Filter Support | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 610014 | Used for extrusion of liposomes |
| PD 10 Desalting coulumns, Sephadex G-25 medium | GE Healthcare, Life sciences | 17-0851-01 | Used to purify the liposomes |
| Centrifuge | Sigma Laboratory Centrifuges | 3K30 | Used to concentrate the liposomal solution |
| Rotor | Sigma | 19777-H | Used to concentrate the liposomal solution |
| Zetasizer | Nano ZS Malvern | Used for the determination of liposome size and zetapotential | |
| UV-Visible Spectrophotometer | Shimadzu | UV-2450 | Used to measure the absorbance of the samples |
| Fluorescent Spectrofluorometer | Molecular Devices | SpectraMax M5 | Used to measure the fluorescence emission of the samples |
| Nd:YAG Laser | NewWave Research | 532 nm; Maximum power: 17 mJ; Width: 406 nsec; Used for sample irradiation | |
| HNR Hydrophone | ONDA | HNR-1000 | 1 mm diameter and 450 nV/Pa sensitivity, Proper working frequency range: 0.25-10 MHz; Calibration: 50 mV/Bar; Used to measure the acoustic signals |
| Digital Osciloscope | LECORY - Wave Runner 64Xi-A | Frequency: 600 MHz; Max sample rate: 10 Gs/sec (at two channel); Used to record the measured acoustic signals |
References
- McCoy, C. P., et al. Triggered drug delivery from biomaterials. Expert Opin. Drug Deliv. 7 (5), 605-616 (2010).
- Yavuz, M. S., et al. Gold nanocages covered by smart polymers for controlled release with near-infrared light. Nat. Mater. 8 (12), 935-939 (2009).
- Gohy, J. F., Zhao, Y. Photo-responsive block copolymer micelles: design and behavior. Chem. Soc. Rev. 42 (17), 7117-7129 (2013).
- Lovell, J. F., et al. Porphysome nanovesicles generated by porphyrin bilayers for use as multimodal biophotonic contrast agents. Nat. Mater. 10 (4), 324-332 (2011).
- Needham, D., Dewhirst, M. W. The development and testing of a new temperature-sensitive drug delivery system for the treatment of solid tumors. Adv. Drug Deliv. Rev. 53 (3), 285-305 (2001).
- Landon, C. D., Park, J. Y., Needham, D., Dewhirst, M. W. Nanoscale drug delivery and hyperthermia: the materials design and preclinical and clinical testing of low temperature-sensitive liposomes used in combination with mild hyperthermia in the treatment of local cancer. Open Nanomed. J. 3, 38-64 (2011).
- Sykes, E. A., Dai, Q., Tsoi, K. M., Hwang, D. M., Chan, W. C. Nanoparticle exposure in animals can be visualized in the skin and analysed via skin biopsy. Nat. Commun. 5, 3796 (2014).
- Paasonen, L., et al. Gold nanoparticles enable selective light-induced contents release from liposomes. J. Control. Release. 122 (1), 86-93 (2007).
- Wu, G., et al. Remotely Triggered Liposome Release by Near-Infrared Light Absorption via Hollow Gold Nanoshells. J. Am. Chem. Soc. 130 (26), 8175-8177 (2008).
- Leung, S. J., Kachur, X. M., Bobnick, M. C., Romanowski, M. Wavelength-Selective Light-Induced Release from Plasmon Resonant Liposomes. Adv. Funct. Mater. 21 (6), 1113-1121 (2011).
- Volodkin, D. V., Skirtach, A. G., Möhwald, H. Near-IR Remote Release from Assemblies of Liposomes and Nanoparticles. Angew. Chem. Int. Ed. 48 (10), 1807-1809 (2009).
- Mills, J. K., Needham, D. Lysolipid incorporation in dipalmitoylphosphatidylcholine bilayer membranes enhances the ion permeability and drug release rates at the membrane phase transition. Biochim. Biophys. Acta. 1716 (2), 77-96 (2005).
- Jiang, K., Smith, D. A., Pinchuk, A. O. Size-dependent Photothermal Conversion Efficiencies of Plasmonically Heated Gold Nanoparticles. J. Phys. Chem. C. 117 (51), 27073-27080 (2013).
- Chongsiriwatana, N., Barron, A. Comparing bacterial membrane interaction of antimicrobial peptides and their mimics. Antimicrobial Peptides. Giuliani, A., Rinaldi, A. C. 618, Humana Press. 171-182 (2010).
- Egerev, S., et al. Acoustic signals generated by laser-irradiated metal nanoparticles. Appl. Opt. 48 (7), C38-C45 (2009).
- González, M. G., Liu, X., Niessner, R., Haisch, C. Strong size-dependent photoacoustic effect on gold nanoparticles by laser-induced nanobubbles. Appl. Phys. Lett. 96, 174104 (2010).
