Summary
Detta protokoll beskriver en enkel framställningsmetod för guldnanopartiklar integrerad fotokänsliga liposomer med de kommersiellt tillgängliga materialen. Det visar också hur man mäter mikrobubbel kavitation processen för de syntetiserade liposomerna vid behandling av pulsad laser.
Introduction
Möjligheten att utlösa frisättning av läkemedel med hjälp av externa stimuli är ett attraktivt sätt att leverera läkemedel i spatial-, temporal- och doseringsstyrda mode med maximerad specificitet och minimala biverkningar. Bland ett stort antal exogena stimuli känsliga system (ljus, magnetfält, ultraljud, mikrovågsstrålning), ljus utlöst plattformar är attraktiva på grund av deras icke-invasiv, enkelhet och flexibilitet på klinikerna. 1 Omfattande forskning under det senaste decenniet har gett en mängd olika plattformsteknik, såsom nära infrarött ljus ansvarig guld (Au) nanocages belagda med smarta polymerer, 2 fotokänsliga, polymera nanopartiklar (NPS) konjugerade med läkemedel, 3 och själv monterade porphysome nanovesicles. 4 emellertid dessa tekniker är fortfarande i prekliniska stadier av utveckling, och kräver en tydlig förståelse och optimering av parametrar som är involverade i processen att initiera och fortsvalsning av läkemedelsfrisättning.
Ett av de enklaste och lättillgängliga metoder för framställning av ett sådant system är att integrera Au NP med värmekänsliga liposomer 5,6, vilka båda är allmänt tillgängliga på marknaden och har undersökts i prekliniska och även kliniska prövningar. Trots begränsningarna av djupvävnads aktivering av Au NP på deras plasmoniska våglängd, jämfört med nära-infraröda aktiverade Au nanostrukturer (t.ex. nanocages), håller detta system fortfarande mycket lovande när det används i små djur, eller för topisk avgivning i människor. 7 det finns några tidiga insatser att kombinera Au NP med liposomer för ljusutlöst frisättning. 8-11 Medan de flesta av dem att fokusera på det nya material, måste åtgärdas tillgänglighet och skalbarhet frågor. Dessutom rapporter om stängningsanordning som använder dessa nanocarriers är fortfarande begränsad.
Häri, vid tillverkningen av fotokänsligliposomer, samtidigt lastade med droger och hydrofila Au NP har beskrivits. Kalcein används som en modellförening för att utvärdera inkapslingseffektivitet och frisättningsprofilen av systemet. Dessutom, i detta system, ljus som absorberas av Au NPs avleder till den omgivande mikromiljö i form av värme, vilket resulterar i en ökning av den lokala temperaturen. Luftmikrobubblor genereras under laseruppvärmning och orsaka mekanisk söndring av liposomer (Figur 1). Mekanismen för mikrobubblor kavitation bekräftas av hydrofon mätningar.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Beredning
- Ren 100 ml rundkolvar med användning av kungsvatten (en del av koncentrerad salpetersyra (HNO3) och 3 delar koncentrerad saltsyra (HCl)) och tvätta flaskorna med DI-vatten. Autoklavera kolvarna och torka dem i en varmluftsugn vid 100 ° C under 15 min. Linda och lagra sterila kolvar fram till användning.
- Sterilisera handhållna mini-extruder som ställts in med 70% etanol.
- Slå på rotationsindunstare och ställa in temperaturen hos den heta vattenbadet och kyltornet vid 37 ° C och 4 ° C respektive.
- Förbered 60 mM kalcein förrådslösning genom att lösa 374 mg av kalcein i 10 ml 0,1 mM fosfatbuffrad saltlösning (PBS) (pH 7,4). Justera pH till 7,4 med användning av 1 M natriumhydroxid (NaOH) -lösning.
2. Syntes av Liposomer
- Avlägsna lipiderna (1,2-dipalmitoyl-sn-glycero-3-fosfokolin (DPPC), 1-palmitoyl-2-hydroxi- sn-glycero-3-phosphocholinjen (MPPC) och 1, 2-distearoyl- sn-glycero-3-phosphoethanol-amin- N - [karboxi (polyetylenglykol) -2000] (ammoniumsalt) (DSPE-PEG2000)) från en frys (-20 ° C) och tina dem till RT.
- Väg 15,9 mg DPPC, 1,3 mg mest efterfrågade prisklassen, och 2,8 mg DSPE-PEG2000. Lös ihop dem i 2 ml kloroform.
- Överföra kloroformlösningen till den sterila rundbottnad kolv och indunsta lösningsmedlet med användning av rotationsindunstare under reducerat tryck, för att bilda en tunn, torr lipidskikt.
- Hydratisera lipiden skiktet vid 45 ° C med 2 ml vattenlösning under 30 min, innehållande 1,95 ml 60 mM kalcein bereddes i steg 1,4 och 50 | j, l Au NP (3,36 x 10 16 partiklar / ml).
- Förvärm uppvärmningsblock till 45 ° C. Placera en 200 nm polykarbonatmembranfilter mellan filterstöden och montera mini-extrudem set. Kontrollera potentiella läckage med DI vatten.
- Fyll ett av de sprutor med 1 ml av liposomlösningen från steg 2,4 och extrude provet genom att lösningen till sprutan vid den andra änden av det montera mini-extruder. Upprepa 11 gånger.
- Köra de syntetiserade liposomerna genom en PD-10 avsaltningskolonn för att avlägsna de fria Au NPS, lipider och kalcein med användning av PBS som elueringsmedel enligt tillverkarens protokoll.
- Lagra proverna i sterila rör vid 4 ° C och använd inom 2 dagar.
3. kalcein Release från liposomer med Uppvärmning
- Beräkna lipid molaritet stamlösningen genom att lägga upp molariteter av DPPC, mest efterfrågade prisklassen, och DSPE-PEG2000 i steg 2,2. Späd liposom stamlösningen till 5 mM lipidkoncentrationen med användning av 0,1 mM PBS-buffert (pH 7,4). Överför proverna till ett centrifugrör (2 ml).
- Placera röret i ett varmt vattenbad, och höja temperaturen gradvis från 25 till 70 ° C. Öka temperaturen med en hastighet av 1 ° C / min här.
- Samla alikvoter (10 | il) vid olika punkter temperatur (27, 32, 37, 39, 41,43, 45, 52, 57, 62, 67 och 70 ° C).
- Tillsätt 10 | il av 2% Triton X-100 till 2 ml alikvot av liposomal lösning att smälta liposomerna under 10 min vid RT och för att uppnå fullständig frisättning av kalcein.
- Överföra 200 ul av den liposomala lösningen till varje brunn i 96-brunnars mikroplatta och mäta fluorescensintensiteten hos de uppsamlade prover med användning av en fluorescensmikroplattläsare. Excitations- och emissionsvåglängder av kalcein är 480 och 515 nm respektive.
- Ta fluorescensintensiteten hos de Triton X-100 behandlade prover som 100% frisättning, beräkna den procentuella det frisatta kalcein vid varje tidpunkt, med användning av formeln:
Ft är fluorescensintensiteten hos lösningen vid en given tidpunkt. F ^ och F x är de normaliserade initiala och slutliga fluorescensintensiteterna av lösningen respektive.
4. Calcein Rehyra av liposomer med pulsad laser
- Överföra 100 pl liposomlösningen till en kvartskyvett och placera den i en kyvetthållare. Använda en pulsad Nd: YAG-laser med en pulslängd av 6 ns vid 532 nm våglängd som ljuskälla. Använd följande laserparametrar - Repetition Hastighet: 1 Hz; Laserenergitäthet: 1 mJ / cm 2; Stråldiameter: 0,5 mm.
- Vägleda den kollimerade laserstrålen genom kuvetten så att ljuset passerar genom liposomlösningen och samla alikvoter efter olika pulser.
- Tillsätt 10 | il av 2% Triton X-100 till 2 ml alikvot av liposomal lösning att smälta liposomerna under 10 min vid RT och för att uppnå fullständig frisättning av kalcein.
- Väger kalcein är känslig för ljus och kunde blekas under laser experimentet, pre-mät blekningseffekten av pulsad laser på kalcein lösning för att normalisera data från liposom release.
- Specifikt exponera kalcein lösning (60 mM) till pulsad laser with frekvens av 1 Hz för varierande pulstal (0, 25, 50 och 100). Mäta fluorescensintensiteten hos kalcein med excitations- och emissionsvåglängder av 480 och 515 nm respektive, före och efter laserexponering.
- Beräkna mängden blekning (fluorescensintensitet av kalcein före laserexponering / fluorescensintensitet av kalcein efter den specifika pulstalet). Utnyttja det för att normalisera de värden som erhålls från liposom-prover genom att multiplicera fluorescensintensiteten hos liposomer med faktorn.
- Mäta fluorescensintensiteten hos det uppsamlade provet med användning av en fluorescensmikroplattläsare vid excitations- och emissionsvåglängder på 480 och 515 nm respektive.
- Ta fluorescensintensiteten av Triton X-100 behandlade prover som 100% frisättning, beräkna hur stor andel av släppt kalcein vid varje pulstalet, med hjälp av formeln:
F ^ och F x är de normaliserade initiala och slutliga fluorescensintensiteterna av lösningen respektive.
5. Mätning av tryckstötar
- Placera 100 pl av provet på ett objektglas och ställa in fokus lasern på provet.
- Doppa en nål hydrofon (1 mm diameter och 450 nV / Pa känslighet) i lösningen.
Försiktighet: Den hydrofon får inte belysas med laserljus för att undvika skadan. - Bestråla provet med den pulsade lasers med varierande pulstal (0-100) och pulsenergin (20-160 μJ / puls).
- Registrera trycksignalerna med hjälp av ett digitalt oscilloskop.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Liposomer framställdes med användning av en konventionell tunn film hydration-teknik med DPPC, MPPC och DSPE-PEG2000 i ett molärt förhållande av 86: 10: 4 eller 7,95: 0,65:. 1,39 mg / ml 12 Storleken på Au NP är kritisk för att bestämma ljuset att värma omvandlingseffektiviteten under följande laserexcitation experiment. Mindre storlek Au NPS, högre är omvandlingseffektiviteten. 13 Således 5 nm Au NPS de minsta prover från leverantören, valdes för inkapsling. Under syntesen, var fuktande medium innehållande Au NPS och kalcein läggas att generera multilamellära vesiklar, som då var föremål för storlek extrudering och gelfiltreringskromatografi för att ta bort de fria Au NPS och calcein.
Kalcein är en hydrofil fluorescerande färgämne är inkapslat i den vattenhaltiga kärnan i liposomerna vid en koncentration av 60 mM. Vid sådana höga koncentrationer, fluorescensen av calcein själv släcker. Dock är kalcein späds när det släpps från liposomerna, vilket leder till fluorescens återvinst, vilket indikerar utlöst frisättning av läkemedel. 14 förlita sig på denna egenskap hos kalcein liposomer späddes till 5 mM och svaret av den liposomala systemet till temperaturförändringen var observeras. Såsom indikeras i figur 2A, oberoende av närvaron av Au NP, liposomerna var nästan intakta vid fysiologisk temperatur (dvs 37 ° C) med en läckage procentandel av mindre än 10%. Emellertid när temperaturen höjdes till 42 ° C (något över övergångstemperaturen av lipider), 60% -80% av den inkapslade kalcein frisätts från liposomer inom två minuter. Ingen signifikant skillnad i frisättningen procent observeras inom liposomer med och utan Au NPS när frigör utlöses med hjälp av värme. Detta beror på fasövergångstemperaturen hos systemet. Dessutom är den snabba och effektiv frisättning på grund av den preseiou av 10% MPPC, vilket förbättrar permeabiliteten hos liposombiskiktet vid övergångstemperaturen.
Därefter tillsattes kalcein frisättning från liposomer vid laserbestrålning undersökas. Den liposomala lösningen togs i en kvartskyvett som placerades i en kyvetthållare. 532 nm Nd: YAG pulslaser med en pulslängd av 6 ns och en momentan effekttäthet 166,67 kW / cm2 fokuserades på den liposomala lösningen. Alikvoter av prover samlades in vid varierande pulstal (0, 25, 50 och 100), i vilken pulsfrekvensen fastställdes till 1 Hz. Proverna överfördes omedelbart till ett mikrocentrifugrör och placerades i ett isbad. Detta för att förhindra ytterligare frisättning av kalcein. Lasern var avstängd samtidigt samla proverna. Såsom visas i fig 2B, liposomer med Au NPs släppt den inkapslade kalcein vid excitering, i vilken mängden av frisatt kalcein ökade som puls numlemmar ökat.
Det sista steget var att studera mekanismen för kalcein frisättning från liposomerna med hydrofon. Figur 3A är den akustiska signalen registreras för Au NP (röd), liposomer med Au NP (svart) och liposomer utan Au NP (blå). Medan Au NPS och liposomer med Au NP visade karakteristiska tryckvågssignalerna, ingen signal observerades från liposomer utan Au NPS. Trycket impuls innehåller både positiva och negativa faser (infälld i figur 3A). Det tyder på att mikrobubblor bildas (positiv fas) och störa (negativ fas) i lösningen. Den maximala och minimivärdena för den inspelade topp i Au NP-innehållande liposomer var 0,00093 och -,00074 V respektive. Slutligen tillsattes den genomsnittliga maxima och minima av de tryckstötar som en funktion av ökande laserenergi beräknades. Som väntat, akustiken signalamplituden gradvis ökar med ökande laserenergi (figur 3B). Detta bör vara beroende på den ökade intensiteten av svängningen av partiklarna skriver den efterföljande termoelastisk expansion och kontraktion. 15,16
Figur 1. Den föreslagna mekanismen för fotokänsliga liposomer läkemedelsfrisättning: Au NP (röda prickar) när de bestrålas, generera mikrobubblor som stör liposommembranet och därmed utlösa kalcein frigör kalcein, självläckande inom liposomer (som visas), fluorescerar. som släpps till omgivningen. klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2. <strong> Värme och pulsad laser utlöst frisättning av kalcein från liposomer (A) Andel av frisatt kalcein från liposomer med eller utan Au NPS som placerades i vattenbad med olika temperaturer för 2 min. (B) Procent av frisatt kalcein från liposomer med Au NPS som behandlades med pulsad laser (pulslängd = 6 ns, effekttäthet ~ 12 mW / cm 2). Felstaplar representerar medelvärdet ± standardavvikelse (SD) av tre oberoende experiment utförda i tre exemplar. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3. (A) Ljudsignaler mäts med hjälp av en hydrofonsystem för Au NP (röd), liposomer med Au NP (svart) och liposomer utan Au NP (blå). Medan Au NPS och liposomer med Au NP visade karakteristiska tryckvågssignalerna, ingen signal observerades från liposomer utan Au NPS. Den infällda bilden visar en förstorad vy av akustiska signaler av fotokänsliga liposomer. (B) Högsta och lägsta toppvärde av de tryckstötar som en funktion av ökande lasereffekt. Den akustik signalamplituden ökar gradvis med ökande laserenergi. Felstaplar representerar medelvärdet ± SD av tre oberoende experiment utförda i tio körningar. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Tunn film hydrering är den konventionella metoden för framställning av liposomer. Organiska lösningsmedel (kloroform i detta fall) användes först för att lösa upp lipiderna och sedan avlägsnades i en rotationsindunstare vid 37 ° C för att generera en lipid tunn film på kolven. Denna lipidfilm hydratiserades med vattenlösningen innehållande 60 mM kalcein och 5 nm Au NPS. Under hydratiseringsprocessen, hölls temperaturen runt 50 ° C och kolven ständigt agiteras genom att rotera kolven. Nyckeln i detta steg är valet av temperaturer vid vilka indunstning och hydrering genomfördes respektive. Fasövergångstemperaturen (Tm) av DPPC, huvudbeståndsdelen av liposomen, är 41 ° C. Under bildandet av lipiden tror filmen, bör temperaturen vara under 41 ° C för att förhindra bildning av aggregerade klumpar av torkade lipider. Under hydratiseringen ades en högre temperatur än Tm valt att köra fosfolipiderna tillsjälv montera in sfäriska multilamellära strukturer. Även om tunn film hydration metod är lätt att utföra, är den begränsad genom dålig inkapslingseffektivitet (<1%) av calcein och Au NP i den vattenhaltiga lösningen. I framtiden kan inkapslingen förbättras genom frysnings-upptiningscykler.
Efterföljande storleks extrudering gjordes med hjälp av en handhållen mini extruder, placeras på ett värmeblock. Högst 1 ml lösning kan sprutas med hjälp av denna set-up, som är perfekt för en liten skala beredning i laboratorium. Nyckeln i detta steg är fortfarande den temperatur, som bör vara över fasövergångstemperaturen av liposomer. Genom att lämna den strängsprutning vid 50 ° C, storleken av liposomer blev likformig efter 10 cykler av extrudering genom membranet med 200 nm porer. Rörelsen i detta steg bör vara långsam och mild som trycket inuti extrudern är stor under det att membranet är bräckligt.
En ofta förbisedd men viktiga step under syntesen av läkemedelsinnehållande liposomer är rening eller avlägsnande av FN-inkapslade läkemedel (dvs kalcein och Au nationella parlamentens här). Detta gjordes genom gelfiltreringskromatografi. Det är viktigt för forskaren lägga märke till att PD-10-kolonn som används i denna studie är endast lämplig för bearbetning <2 ml lösning. Prover med större volym kunde bearbetas med användning av multipla kolumner.
Studien av kalcein-frisättning från liposomen förlitar sig på den självsläckning av kalcein vid högre koncentrationer och re-fluorescens som utspädd. När proven exponerades för värme eller ljus för termisk eller laserbehandling respektive, var alikvoter av prover ständigt dras tillbaka vid varierande temperaturpunkter eller pulstal och överfördes till separata ampuller. Ampullerna bör omedelbart placeras i ett isbad för att förhindra eventuell ytterligare frisättning av kalcein, för noggranna mätningar. En annan sak att notera är att calcein är känslig för ljusoch följaktligen kunde blekas under laser experimentet. För att lösa detta, bör blekningseffekten av en pulsad laser på kalcein lösning mätas och data från liposom frisättning normalise därefter.
Protokollet beskriver häri en enkel framställningsmetod för ljuskänsliga liposomer. Termisk aren först demonstreras genom att utnyttja temperaturkänsliga av fosfolipider. Lasern inrätta illustreras och ljus utlöst frisättning uppnås genom pulsad laser. Mekanismen för ljuset utlöst frisättning också undersökt och funnit att bero på membran störningar av mikrobubblor kavitation.
Till skillnad från alla rapporterade protokoll, väljer detta protokoll material (dvs lipider och Au NPS) som har ofta används i kliniska prövningar och allmänt tillgängliga på marknaden. Användningen av lättillgängliga material kan vem som helst att förbereda en sådan ljuskänslig systemet själva, utan need att söka teknisk hjälp. Dessutom gör detta protokoll används tunnfilms hydrering för att framställa liposomer, som är både kostnadseffektiv och skalbar.
Denna enkla men kraftfulla protokoll kommer att gynna forskare och kliniker som är intresserade av att uppnå kontrollerad läkemedelstillförsel till ytliga vävnader som hud. En potentiell tillämpning skulle vara att leverera anti solbränna medel genom att införliva detta system inom solskyddsmedel.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Ingen intressekonflikt deklareras.
Acknowledgments
Detta arbete har delvis stöd av primär 1 akademisk forskning fonderna Singapore undervisningsministeriet (RG 64/12 till CX) och NTU-nordvästra Institutet för nanomedicin.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DPPC) | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 850355P | Powder, Store at -20 °C |
| 1-palmitoyl-2-hydroxy-sn-glycero-3-phosphocholine (MPPC) | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 855675P | Powder, Store at -20 °C |
| 1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphoethanol-amine-N-[methoxy(polyethylene glycol)-2000] (ammonium salt) (DSPE-PEG2000) | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 880120P | Powder, Store at -20 °C |
| Gold Nanoparticles | Sigma Aldrich | 752568-100mL | 5 nm particles, stabilized at 0.1 mM PBS |
| Calcein | Sigma Aldrich | C0875-10g | 60 mM, pH 7.4 (adjusted using NaOH) |
| phosphate buffered saline (PBS) | Sigma Aldrich | P5493 | 0.1 mM, pH 7.4 |
| Double distilled water | Millipore Milli-DI water purification system | ||
| Triton X100 | Sigma, Life Sciences | X-100 | To disrupt the liposomes to calculate total encapsulation |
| Rotavapor | Buchi (Switzerland) | R 210 | Used for Lipososme preparation |
| Heating bath | Buchi (Switzerland) | B 491 | Used for Lipososme preparation |
| Vacuum Controller | Buchi (Switzerland) | V-850 | Used for Lipososme preparation |
| Vacuum Pump | Buchi (Switzerland) | V-700 | Used for Lipososme preparation |
| Recirculation bath with temperature controller | Polyscience | Used for Lipososme preparation | |
| Mini-extruder assembly with heating block | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 610000 | Used for extrusion of liposomes |
| Syringes, 1,000 μl | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 610017 | Used for extrusion of liposomes |
| Polycarbonate filter membrane, 200 nm | Whatmann | 800281 | Used for extrusion of liposomes |
| Filter Support | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 610014 | Used for extrusion of liposomes |
| PD 10 Desalting coulumns, Sephadex G-25 medium | GE Healthcare, Life sciences | 17-0851-01 | Used to purify the liposomes |
| Centrifuge | Sigma Laboratory Centrifuges | 3K30 | Used to concentrate the liposomal solution |
| Rotor | Sigma | 19777-H | Used to concentrate the liposomal solution |
| Zetasizer | Nano ZS Malvern | Used for the determination of liposome size and zetapotential | |
| UV-Visible Spectrophotometer | Shimadzu | UV-2450 | Used to measure the absorbance of the samples |
| Fluorescent Spectrofluorometer | Molecular Devices | SpectraMax M5 | Used to measure the fluorescence emission of the samples |
| Nd:YAG Laser | NewWave Research | 532 nm; Maximum power: 17 mJ; Width: 406 nsec; Used for sample irradiation | |
| HNR Hydrophone | ONDA | HNR-1000 | 1 mm diameter and 450 nV/Pa sensitivity, Proper working frequency range: 0.25-10 MHz; Calibration: 50 mV/Bar; Used to measure the acoustic signals |
| Digital Osciloscope | LECORY - Wave Runner 64Xi-A | Frequency: 600 MHz; Max sample rate: 10 Gs/sec (at two channel); Used to record the measured acoustic signals |
References
- McCoy, C. P., et al. Triggered drug delivery from biomaterials. Expert Opin. Drug Deliv. 7 (5), 605-616 (2010).
- Yavuz, M. S., et al. Gold nanocages covered by smart polymers for controlled release with near-infrared light. Nat. Mater. 8 (12), 935-939 (2009).
- Gohy, J. F., Zhao, Y. Photo-responsive block copolymer micelles: design and behavior. Chem. Soc. Rev. 42 (17), 7117-7129 (2013).
- Lovell, J. F., et al. Porphysome nanovesicles generated by porphyrin bilayers for use as multimodal biophotonic contrast agents. Nat. Mater. 10 (4), 324-332 (2011).
- Needham, D., Dewhirst, M. W. The development and testing of a new temperature-sensitive drug delivery system for the treatment of solid tumors. Adv. Drug Deliv. Rev. 53 (3), 285-305 (2001).
- Landon, C. D., Park, J. Y., Needham, D., Dewhirst, M. W. Nanoscale drug delivery and hyperthermia: the materials design and preclinical and clinical testing of low temperature-sensitive liposomes used in combination with mild hyperthermia in the treatment of local cancer. Open Nanomed. J. 3, 38-64 (2011).
- Sykes, E. A., Dai, Q., Tsoi, K. M., Hwang, D. M., Chan, W. C. Nanoparticle exposure in animals can be visualized in the skin and analysed via skin biopsy. Nat. Commun. 5, 3796 (2014).
- Paasonen, L., et al. Gold nanoparticles enable selective light-induced contents release from liposomes. J. Control. Release. 122 (1), 86-93 (2007).
- Wu, G., et al. Remotely Triggered Liposome Release by Near-Infrared Light Absorption via Hollow Gold Nanoshells. J. Am. Chem. Soc. 130 (26), 8175-8177 (2008).
- Leung, S. J., Kachur, X. M., Bobnick, M. C., Romanowski, M. Wavelength-Selective Light-Induced Release from Plasmon Resonant Liposomes. Adv. Funct. Mater. 21 (6), 1113-1121 (2011).
- Volodkin, D. V., Skirtach, A. G., Möhwald, H. Near-IR Remote Release from Assemblies of Liposomes and Nanoparticles. Angew. Chem. Int. Ed. 48 (10), 1807-1809 (2009).
- Mills, J. K., Needham, D. Lysolipid incorporation in dipalmitoylphosphatidylcholine bilayer membranes enhances the ion permeability and drug release rates at the membrane phase transition. Biochim. Biophys. Acta. 1716 (2), 77-96 (2005).
- Jiang, K., Smith, D. A., Pinchuk, A. O. Size-dependent Photothermal Conversion Efficiencies of Plasmonically Heated Gold Nanoparticles. J. Phys. Chem. C. 117 (51), 27073-27080 (2013).
- Chongsiriwatana, N., Barron, A. Comparing bacterial membrane interaction of antimicrobial peptides and their mimics. Antimicrobial Peptides. Giuliani, A., Rinaldi, A. C. 618, Humana Press. 171-182 (2010).
- Egerev, S., et al. Acoustic signals generated by laser-irradiated metal nanoparticles. Appl. Opt. 48 (7), C38-C45 (2009).
- González, M. G., Liu, X., Niessner, R., Haisch, C. Strong size-dependent photoacoustic effect on gold nanoparticles by laser-induced nanobubbles. Appl. Phys. Lett. 96, 174104 (2010).
