Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Heterotop Renal autotransplantation i en Porcine Model: En trin-for-trin-protokollen

doi: 10.3791/53765 Published: February 21, 2016

Protocol

Alle dyr modtog human pleje og alle undersøgelser, vi gennemførte i overensstemmelse med politikker og retningslinjer for den canadiske Rådet om Animal Care. Alle procedurer blev udført under Animal Brug protokoller, der blev godkendt af University Health Network Institutional Animal Care udvalget.

Bemærk: En skematisk oversigt over forsøgsprotokollen er præsenteret i figur 1.

Figur 1
Figur 1. Undersøgelse protokol. Klik her for at se en større version af dette tal.

1. Dyr

  1. Brug mandlige Yorkshire grise (30 kg) i denne protokol.

2. Nyre Graft Retrieval

  1. præoperativ Procedure
    1. Hus den mandlige Yorkshire svin i en forskning facilitet i mindst en uge til at akklimatisere dem. Brug intramuskulær injektion af en tredje generation cefalosporin, såsom ceftiofur, i 3 dage for at reducere den potentielle risiko for infektioner med Streptococcus suis og Salmonella. Fast svinene i mindst 6 timer før induktion af anæstesi for at forhindre aspiration.
    2. Initiere bedøvelse af grisen ved en intramuskulær injektion af ketamin (20 mg / kg), atropin (0,04 mg / kg), og midazolam (0,3 mg / kg). Efterfølgende transportere dyret fra huset facilitet til operationsstuen (OR).
    3. Placer katten i liggende stilling på eller bord. Lad grisen at ånde 2 L af ilt med 5% af isofluran spontant. Expose stemmebånd med en laryngoskop og spray dem med 2% lidocain aktuelle løsning for at forhindre intubation-induceret laryngospasme. Efter intubation med en 6,5 mm rør, blokere manchetten med 3-5 ml luft.
      Bemærk: Capnometry bekræfter den korrekte position af luftrørsslangen.
    4. Reducer isofluran gas til 2,5%. Indstil ventilatoren til 14-16 vejrtrækninger / min og den respirationsvolumen til 10-15 ml / kg legemsvægt. Overvåg grisen nøje. Puls og iltmætning registreres af puls oxymetri. Bekræft ordentlig bedøvelse ved reduceret hjertefrekvens (under 150 slag / min) og blodtryk (under systoliske værdier på 100 mmHg) samt fravær af svin bevægelser (ingen brug af muskelafslappende).
    5. Under sterile betingelser, indføre et 9,5 Fr. enkelt lumen permanent kateter i det indre halsvene under anvendelse Seldinger-teknik 27. Kort beskrevet, anvendes en nål til at punktere venen. Efter indføring af guide-wire, erstat nålen med den aftrækkelige indføringshylster, efterfulgt af erstatning af tråden med det vaskulære kateter. Fastgør kateteret til huden ved hjælp af en 3-0 silke eller ikke-absorberbar monofilament sutur.
      1. Indgiv 500 mg metronidazol, 1 g cefazolin og 20 mg pantoprazol. Administer 200 ml Ringers laktat med 5% dextrose (D5W) og 1 ml fentanylcitrat timen intravenøst ​​hele operationen. Påfør veterinær oftalmologiske salve på øjnene for at forhindre tørhed, mens under anæstesi.
  2. Kirurgisk procedure
    1. Efter steril desinfektion og dækning af det kirurgiske felt, udføre en midtlinjeincision på 25 cm i længden. Indsæt en retractor. Dæk store og små tarme med et håndklæde og placere dem til venstre side for optimal adgang til den højre nyre.
    2. Frigør ureter og højre nyre selv for vedhængende væv ved hjælp af kautering.
    3. Dissekere højre renale vene og arterie under anvendelse af cautery indtil deres oprindelse fra inferior vena cava og aorta henholdsvis er gratis. For at undgå arteriel vasospasme, bør overvejes administration af 30-65 mg papaverin.
    4. Efter fuldstændig renal dissektion, slips (silke, 3-0) og skære ureter distalt. preparea skål af is og en steril orgel pose.
    5. Først klemme den renale arterie tæt på aorta og den anden, klemme den renale vene tæt på vena cava ved hjælp fartøj klemmer. Dernæst resektion den nyregraft og straks kanyle nyrearterien med en nyrearterie kanyle. Brug 500 ml iskold histidin-tryptophan-ketoglutarat (HTK) opløsning til at skylle blodet. Opbevar nyre på is indtil transplantation.
    6. In situ, luk de resterende renal arterie med en ligatur (silke, 2-0) og den renale vene med en kørende sutur (prolene 6-0).
    7. Efter kontrol af dissekerede område for blødning, lukke bugvæggen med en kørende sutur (monofilamenter, 1), og huden med en 3-0 silke eller ikke-absorberbar monofilament sutur ..
  3. postoperativ Procedure
    1. Fastgør venekateter subkutant med en sutur (silke, 3-0) og tunnel det til grisens ryg for at forhindre uønsket manipulation. Efter placering grisen udsat, sOMMENDE (silke, 3-0) kateteret fast til huden.
    2. Vænne grisen fra ventilatoren og lad det komme i sit boligområde efter extubering. Administrer Ringer laktat intravenøst ​​for volumen ekspansion og administrere 0,3 mg buprenorphin for analgesi. Lad ikke et dyr uden opsyn, indtil det har genvundet tilstrækkelig bevidsthed til at opretholde brystleje.

3. nyregraft Transplantation

  1. præoperativ Procedure
    1. Bedøver grisen hjælp intravenøs injektion af propofol (1-2 mg / kg legemsvægt) efterfulgt af en kontinuerlig infusion af propofol med en hastighed på 50-100 mg / time. Re-intubere grisen som beskrevet i trin 2.1.3 og 2.1.4 og indstil isofluran gas til 3-4%.
    2. Administrer 1 g cefazolin og 20 mg pantoprazol iv Under operationen, bruge den samme bedøvende protokol som beskrevet i 2.1.4.
    3. Efter steril desinfektion, lave et snit på 4 cm ved siden af ​​luftrøret. Dissekere tissue at blotlægge halspulsåren. Pass over-Holt pincet og en silke slips (2-0) omkring arterien. Brug Seldinger teknik til at indføre en plastkateter kontinuerligt at måle det arterielle tryk under hele operationen. Alternativt kan ikke-invasive blodtryk måleteknikker anvendes.
  2. Kirurgisk procedure
    1. Efter steril desinfektion genåbne bughulen ved at skære maskerne af huden og fascia suturer, genindføre den kirurgiske retraktor at blotlægge bughulen, og flytte tarm til venstre side for at give bedre adgang til de infrarenale fartøjer.
    2. Transplant den bevarede nyre graft ende-til-side til den infrarenale vena cava og aorta. Derfor dissekere vena cava og aorta løbet 5-8 cm over bækkenforgreningen hjælp pickupper og cautery. Hvis det er muligt, ikke forstyrrer lymfekar; hvis ikke er muligt, lukke dem med 5-0 prolene suturer.
    3. Efter endt dissektion, check for blødning og fjerne de resterende væv fra skibene. Sørg for, at fuldstændig fastspænding af vena cava og aorta med en Satinsky klemme er muligt.
    4. Dernæst resektion den kontralaterale (venstre) nyre. For at gøre dette, skal du placere tarmen til højre; dissekere ureter, nyre selv, den renale vene, og den renale arterie fra vedhængende væv. Bind ureter og blodkar og resektion nyrerne. Check for blødning.
    5. Repositionere tarm til venstre for at blotlægge den infrarenale aorta og vena cava. Sprøjt heparin (100 IE / kg legemsvægt) og vente mindst 2 min.
    6. Venøs anastomose:
      1. Brug en Satinsky klemme til fuldstændigt spænde vena cava og gøre en slids snit, der svarer til størrelsen på åbningen af ​​den renale vene ved anvendelse af en 11 klinge. Pott saks kan bruges til yderligere forlængelse af slidsen.
      2. Efter indpakning nyren i en klud, som indeholder steril is, fjerne det fra isen og placer den i kirurgiske område. Brug to double-bevæbnet 6-0prolene suturer til at udføre en kranial og en caudale hjørne søm.
      3. Omtrentlig nyrerne, binde det øverste hjørne og udføre en kørende sutur hjælp 6-0 prolene, startende med bagvæggen. Efter at have afsluttet 2/3, bruge den anden ende af forbindelsesstangen for at fuldføre suturen ved forsiden. Efter binde craniale sting, binde stingene på caudale hjørne.
      4. Placer en bulldog klemme på den renale vene og åbn Satinsky klemme. Kontroller anastomose for blødning.
    7. Arteriel anastomose:
      1. Brug Satinsky klemme igen for helt fastspænde aorta. Brug en 11 vinge til at gøre en slids indsnit, der matcher åbningen af ​​den renale arterie. Brug en 4,0 mm runde stempel at sikre et rent åbning.
      2. Brug en 6-0 prolene sutur til at udføre den arterielle anastomose, startende på modtagerens side. Sikre, at det arterielle endotel er inkluderet i hver sutur for at forhindre en dissektion. I mellemtiden, starte en kontinuerlig drop på 10 ml norepinephrIne (16 mg / 250 ml) fortyndet i 500 ml Ringers lactat og titreres for at holde det systoliske tryk over 100 mmHg.
      3. Sprøjt verapamil intraarterielt før afslutningen af ​​den arterielle anastomose og administrere papaverin topisk til ydersiden af ​​beholderen for at forhindre vasospasme.
      4. Placer en bulldog klemme på den renale arterie og åbn Satinksy klemme. Kontroller anastomoser for blødning.
      5. Pak nyrerne fra klud og fjern isen. Åbn venøs bulldog klemme først, efterfulgt af den arterielle bulldog klemme. Efter reperfusion, bør urinproduktionen begynde straks.
      6. Brug klud til at sikre en gunstig position for den transplanterede transplantat og opretholde en homogen reperfusion.
    8. Ureter anastomose:
      1. Brug Pott saks for at åbne ureter fra transplantatet og modtageren over en langsgående længde på 0,5 cm.
      2. Brug to 6,0 polyester, poly (p-dioxanon) suturer til side-til-side urerale anastomose. Udfør et hjørne brodering i hver side, derefter køre bagvæggen på en kontinuerlig måde først, efterfulgt af forvæggen.
      3. Efter kontrol for blødning, fjerne kluden og wrap noget af tyndtarmen omkring nyrerne til at holde det på plads. Luk bugvæggen med to monofilamenter 1 suturer. Luk huden med 3-0 silke eller ikke-absorberbar monofilament sutur.
      4. Bevar det systoliske tryk over 100 mmHg kontinuerligt ved omhyggeligt titrere noradrenalin infusion indtil grisen er blevet placeret i bugleje.
  3. postoperativ Procedure
    1. Efter abdominal lukning som nævnt ovenfor, holde grisen varme anvender en varmepude og varme-cirkulerende tæppe. Fjern arterielle linje, lukke punktere hullet i arterien med en 6-0 prolene stich og lukke webstedet indsnit.
    2. Drej grisen på bugleje, stoppe noradrenalin drop og vænne grisen fra ventilatoren. Allav grisen til at inddrive i boligområdet og overvåge det nøje for at sikre dens glatte genopretning fra proceduren. Tag blodgas prøver hver time via implanterede jugularis kateter. Giv Ringer laktat til erstatning volumen og administrere 0,3 mg buprenorphin for analgesi.
    3. Efter extubering, overvåge grisen nøje, indtil den er i stand til at drikke spontant. Lad ikke et dyr uden opsyn, indtil det har genvundet tilstrækkelig bevidsthed til at opretholde brystleje. Må ikke returnere et dyr, der har gennemgået kirurgi til selskab med andre dyr, indtil fuldt tilbagebetalt.

4. postsurgical Opfølgning

  1. Administrer 0,3 mg buprenorphin iv hver 8. time i mindst 2 dage efter kirurgi eller længere, hvis det er nødvendigt. Rutinemæssigt administrere en enkelt profylaktisk dosis af antibiotika under operationen. I tilfælde af tegn på infektion, administrere cefazolin 1 g iv to gange per dag og metronidazol iv en gang om dagen, indtilklinisk forbedring forekommer. Administrere Ringers lactat indtil grisen drikker tilstrækkeligt vand. 1.000 IE heparin kan anvendes til at låse katetret for at forhindre koagulation.
  2. Indsamle venøse blodprøver via jugular kateter og urinveje prøver at vurdere grisens kliniske tilstand og nyrefunktion.
  3. For eutanasi, narkosen af ​​gris med propofol iv (5-10 ml) og vedligeholde det med isofluran 5%. Intubere grisen som beskrevet ovenfor. Efter relaparatomy og nyrevæv prøvetagning, fremkalde hjertestop ved intravenøs injektion af 40 mval KCl.

Representative Results

I det følgende er resultaterne af renale autotransplantation eksperimenter (n = 4) demonstreres. Efter den første graft hentning, grisene inddrives i deres boligområde. I mellemtiden blev de nyre transplantater opbevaret på is i en gennemsnitlig tid på 7 timer 35 min (± 18 min). Efter genindføringsstation af anæstesi og gentage laparotomi, blev den kontralaterale nyre resekteret og de kolde lagrede transplantater transplanteret heterotopt som beskrevet. Efter fravænning fra ventilatoren blev grise udvundet fra kirurgi og fulgt op til 10 dage (se figur 1). Daglig (1-4 postoperative dag, pod) eller hver anden dag (6-10 pod) blodprøver blev opsamlet for at udføre blodgasanalyser; at vurdere nyrefunktionen, serum kreatinin og blod urea nitrogen (BUN) værdier blev estimeret. Til sammenligning er resultaterne af en allotransplanted nyregraft fremlagt. For immunosuppression, denne gris fik cyclosporin 100 mg po og cortisone 250 mg ivbid Den kirurgiske anvendte teknik var den samme som i autotransplant protokollen; ingen varm iskæmi tid blev anvendt.

Alle grise var i god klinisk tilstand under opfølgningsperioden. De serum-kreatinin og BUN værdier afslørede den største stigning på dag ét efter kirurgi (Crea 2,8 ± 0,7 mg / dl, BUN 25,3 ± 7 mg / dl) og faldt indtil pod 10 (Crea 1,7 ± 0,4 mg / dl, BUN 10,7 ± 4 mg / dl) tæt på de indledende baseline værdier. Den allotransplanted nyre graft demonstrerede højere kreatinin og BUN værdier efter god indledende transplantatfunktion, sammenlignet med de autotransplantater, sandsynligvis på grund af afvisning (figur 2 og 3). Syre-base-hæmostase (figur 4) og elektrolyt niveauer (Figur 5) var stabil uden indgriben. Histologisk undersøgelse viste bevaret tubulointerstitiumet i autotransplanted nyre (Figure 6), og diffus interstitiel inflammation, tubulitis, og glomerulitis i allotransplanted nyre (figur 7).

Figur 2
Figur 2. Serum kreatinin. Serum kreatinin (middelværdi og standardafvigelse) for baseline og 10 efter operationen. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figur 3
Figur 3. Serum BUN værdier. Serum BUN værdier (gennemsnit og standardafvigelse) for baseline og 10 dage efter operationen. Klik her for at se en større version af dette tal.


Figur 4. Syre-base-hæmostase. Syre-base-hæmostase (middelværdi og standardafvigelse) for baseline og 10 dage efter operationen. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figur 5
Figur 5. elektrolyt niveauer. Elektrolyt niveauer (middelværdi og standardafvigelse) for baseline og 10 dage efter operationen. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figur 6
Figur 6. Histologi (H &# 38;.. E), 100X forstørrelse Normal tubulointerstitiumet i autotransplanted nyre 10 dage efter operationen Klik her for at se en større version af dette tal.

Figur 7
Figur 7. Histologi (H & E), 100X forstørrelse. Omfattende interstitiel inflammation, tubulitis, og glomerulitis, i overensstemmelse med afvisning, i allotransplanted nyre 10 dage efter operationen. Klik her for at se en større version af dette tal.

Discussion

Modellen af svin nyretransplantation giver en unik mulighed for at fremme inden for human transplantation på grund af ligheder i kirurgiske aspekter, fysiologi, biokemi og immunologi 14.

Afhængigt af formålet med den eksperimentelle undersøgelse, modellen af ​​renal autotransplantation har flere fordele sammenlignet med den allotransplantation model. Selv om flere grupper rapporterer god nyretransplantatfunktion efter allotransplantation 28, immunosuppression hos grise er udfordrende, især i nyretransplantation. Præoperativ blodprøve analyser for at sikre kompatibilitet for svin leukocyt antigen (SLA) er mulige, men dyrt og upraktisk 14. Postoperativt, foreslås immunosuppressive midler såsom tacrolimus og ciclosporin (calcineurinhæmmere, CNI) administreres oralt eller iv 28. Oral administration er upraktisk, da grisene normalt nægter at sluge oral medication. Desuden kan intestinale forhindringer undgå tilstrækkelig absorption af immunosuppressive medikamenter og vedligeholdelse af terapeutiske lægemiddelkoncentrationer. Den kontinuerlige infusion af CNI s iv i aktive dyr er teknisk krævende. Iv bolus administration medfører høje spidsværdier, som forårsager toksicitet. Således til undersøgelse af nye konserveringsteknikker, modellen af ​​renal autotransplantation har flere fordele. I de repræsentative resultater af allotransplantated nyregraft påvist ovenfor, en forsinket og øget top af kreatinin og BUN angiver afvisning, der blev påvist ved histologisk vurdering.

Den porcine model af autotransplantation er tidligere blevet anvendt til at undersøge nye konserveringsteknikker 14,18,29. Imidlertid varierer de rapporterede postoperativ serumkreatinin og BUN værdier autotransplanted svin i en hjerte-bankende scenarie betydeligt afhængig af det eksperimentelle system 22,30 28 og Snoeijs og kolleger 31.

For at sikre et vellykket resultat efter nyretransplantation i et svin autotransplantation model, har vi identificeret flere vigtige tekniske faktorer, der minimerer antallet af visse komplikationer. Anvendelsen af ​​histidin-tryptophan-ketoglutarat-opløsning (HTK) reducerer risikoen for vasospasme på grund af dets lavere indhold af kalium i forhold til University of Wisconsin (UW) opløsning. For yderligere at mindske risikoen for vasospasme ved punktet for reperfusion, kan verapamil injiceres i den renale arterie, og papaverin kan administreres topisk under hentning og efter reperfusion. Desuden er en kontinuerlig drop af norepinephrin titreret til at opretholdedet systoliske blodtryk over 100 mmHg sikrer en homogen reperfusion. Det er nyttigt at opretholde denne blodtrykket i det mindste indtil grisen er placeret udsat. Endvidere positioneringen af ​​transplanterede transplantat er vigtigt at forhindre kinkning af de nyligt anastomoseres blodkar. Derfor er det nyttigt at resecere den kontralaterale venstre nyre før sy anastomoser af implantatet for at undgå omfattende mekanisk manipulation. Efter endt ureterale anastomose, indpakning tyndtarmen omkring det transplanterede transplantat sikrer sin position efter lukning af bugvæggen. Komplikationer såsom tarm hindringer, der skyldes kinkning af tarmen ses sjældent, men kan føre til alvorlige komplikationer, herunder ileus, perforering af tarm og død. Samlet set nøjagtig kirurgisk teknik, opmærksom anæstesi og nøje overvågning under opfølgning sikre god klinisk resultat og transplantatfunktion.

Arterielle og venøse anastomoser kan PERFORMED hjælp af forskellige teknikker. Ortotopisk placering af implantatet tillader end-to-end anastomoser af den renale arterie og vene. I tilfælde af heterotopisk transplantation, kan implantatet anbringes i den kontralaterale nyre fossa til end-to-end anastomoser, onto iliaca fartøjer, eller den distale aorta direkte. Heterotopisk transplantation med anastomoser til aorta og cava direkte i ende-til-side-teknik foretrækkes i denne model, da det kan reducere risikoen for trombose og vasospasme 32. Anatomiske variationer med meget tidlige venøse bifurkationer kan føre til behovet for at sy to separate venøse anastomoser. Hvis arterien eller venen er forholdsvis korte, kan implantatet drejes 180 ° for at få længden af ​​skibene. Ureter side-til-side anastomose kan opnå gode eksperimentelle resultater uden at komplicere forsnævringer eller urin lækage.

Generelt er den porcine model af nyretransplantation giver fordele i forhold til andre dyremodeller. Som described ovenfor, er der visse ligheder mellem porcin og human indstilling, der tillader relativt hurtig translation af nye teknikker til klinisk praksis. Teknikken med transplantation er teknisk lettere i forhold til gnavermodeller. Desuden ved placering af venøse katetre, perifere blodprøver kan opsamles let og behandles til yderligere undersøgelse. Indsamlingen af ​​urin tillader yderligere vurdering af nyreskade og funktion. At indsamle urinprøver, kan en perkutan kateter indføres i urinblæren. At undgå manipulation af grisen, bør den distale ende blive tunnel subkutant på bagsiden af ​​dyret. En anden mulighed for urinopsamling er anvendelsen af ​​metaboliske bure, som tillader lange indsamlingsperioder at estimere kreatinin clearance og koncentration af yderligere biomarkører i urinen. Ultralydsundersøgelser, CT scanninger, og MRI-billeder er mulige. Donation efter kredsløbssygdomme død protokoller kan efterlignes ved at anvende varmiskæmi før hentning. Endvidere svin er relativt nemme at håndtere, hvis kastreret at begrænse deres aggressive adfærd.

Ulemper omfatter de høje omkostninger af animalsk køb, bolig, kirurgisk og andet medicinsk udstyr, og arbejdskraft. Disse faktorer betyder, at det er ikke muligt at medtage et stort antal dyr i hver undersøgelsesgruppe. Endvidere sammenlignet med gnavermodeller, et begrænset antal referencer er tilgængelige i litteraturen til svin normative biologiske data. Som et alternativ til vurdering af nye udviklede teknikker, såsom hidtil ukendte konserveringsmetoder, har andre grupper beskrevet normotermiske ex vivo reperfusion som et alternativ til nyretransplantation 33,34. Denne teknik er lettere at udføre og billigere. Men standardiseret nyre graft transplantation giver en model mere ligner den kliniske praksis og tillader længere følge op perioder. Derfor tjener det til en mere realistisk transplantat vurdereling.

Som konklusion porcine model af heterotopisk renal autotransplantation tilvejebringer en klinisk vigtig scenario for undersøgelse af nye hidtil ukendte fremgangsmåder til forbedring af nyregraft resultater. Især denne protokol har vigtige tekniske detaljer, der vil lette en vellykket etablering af en nyre autotransplantation model og giver mulighed for hurtig oversættelse af ny viden til kliniske forsøg.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Anesthesia Equipment
Anesthesia Machine, Optimax Moduflex Anesthesia Equipment SN5180
Infusion Pump 3,000 SIMS Graseby LTD. SN300050447
Infusion Pump Line Smith Medical ASD Inc. 21-0442-25
Intravenous permanent catheter (9.5 Fr) Cook Medical Company G01865
Isoflurane Vapor 19.1 Draeger Medical Canada Inc. N/A
Mallinckrodt, Tracheal Tube, 6.5 mm Covidien Canada 86449
Temperature Therapy Pad Gaymar Industries Inc TP26E
Ventilator, AV 800 DRE Medical Equipment 40800AVV
Warm Touch, Patient Warming System Nellcor/ Covidien Canada 5015300A
Name Company Catalog Number Comments
Surgical Equipment
Abdominal Retractor Medite GmbH 07-0001-00
Aorta/vein punch 4.0 mm, round Scanlan International Inc. 1001-602
De Bakey, Atraumatic Peripheral, Clamp Aesculap Inc. FB463R
De Bakey-Beck, Atraumatic Vena Cava, Clamp Aesculap Inc. FB519R
De Bakey, Atraumatic Mini-Bulldog, Straight Aesculap Inc. FB422R
De Bakey, Atraumatic Mini-Bulldog, Curved Aesculap Inc. FB423R
De Bakey, Atraumatic Coarctation Clamp, Angled Aesculap Inc. FB453R
Dissection Blade #11 Feather Safety Razor Co. 089165B
Connector (1/4") with male luer lock Sorin Group Inc. AB1452
Liver Admin Set (flush line) CardioMed Supplies Inc 17175
Maxon, 1 Covidien Canada 606173
Med-Rx Suction Connecting Tube Benlan Inc. 70-8120
Organ Bag CardioMed Supplies Inc 2990
Potts – De Martel, Scissors Aesculap Inc. BC648R
Renal artery cannula, 1.6" Sorin Group Inc. VC-11000
Sofsilk, 2-0 Covidien Canada S405
Sofsilk, 3-0 Covidien Canada S404
Satinsky, Suprahepatic Cava Clamp Aesculap Inc. FB605R
Suction Tip Tyco Healthcare Group LP 8888501023
Surgipro II, 6-0 Covidien Canada VP733X
Valleylab, Cautery Pencil Covidien Canada E2515H
Valleylab, Force Tx Valleylab Inc. 216151480
Valleylab, Patient Return Electrode Covidien Canada E7507
Name Company Catalog Number Comments
Medication
Atropine Sulfate 15 mg/30 ml Rafter 8 Products 238481
Buprenorphine 0.3 mg/ml RB Pharmaceuticals LDT N/A
Ceftiofur 3 mg/ml Pfizer Canada Inc. 11103
Cefazolin 1 g Pharmaceutical Partners of Canada Inc. 2237138
Fentanyl Citrate 0.25 mg/5 ml Sandoz Canada Inc. 2240434
Heparin 10,000 iU/10 ml Sandoz Canada Inc. 10750
Histidine-tryptophan-ketoglutarate (HTK) solution Methapharm CU001LBG
Isoflurane 99.9%, 250 ml Pharmaceutical Partners of Canada Inc. 2231929
Ketamine Hydrochloride  5,000 mg/50 ml Bimeda-MTC Animal Health Inc. 612316
Lactated Ringer’s + 5% Dextrose 1 L Baxter Corporation JB1064
Lactated Ringer’s 1 L Baxter Corporation JB2324
Metronidazole 500 mg/100 ml Baxter Corporation 870420
Midazolam 50 mg/10 ml Pharmaceutical Partners of Canada Inc. 2242905
Norepinephrine 16 mg/250 ml Dextrose 5% Baxter Corporation N/A
Pantoprazole 40 mg Sandoz Canada Inc. 2306727
Papaverine 65 mg/2 ml Sandoz Canada Inc. 9881
Propofol 1,000 mg/100 ml Pharmascience Inc. 2244379
Saline 0.9%, 1 L Baxter Corporation 60208
Solu-Medrol 500 mg Pfizer Canada Inc. 2367963
Verapamil Sandoz Canada Inc. 2166739
Xylocaine Endotracheal 10 mg/50 ml AstraZeneca 2003767

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wolfe, R. A., Ashby, V. B., et al. Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant. N Engl J Med. 341, (23), 1725-1730 (1999).
  2. Ingsathit, A., Kamanamool, N., Thakkinstian, A., Sumethkul, V. Survival advantage of kidney transplantation over dialysis in patients with hepatitis C: a systematic review and meta-analysis. Transplantation. 95, (7), 943-948 (2013).
  3. Tonelli, M., Wiebe, N., et al. Systematic review: kidney transplantation compared with dialysis in clinically relevant outcomes. Am J Transplant. 11, (10), 2093-2109 (2011).
  4. Global Observatory on Donation & Transplantation. Available from: http://www.transplant-observatory.org/Pages/home.aspx (2014).
  5. Matas, A. J., et al. OPTN/SRTR Annual Data Report 2012: Kidney. Am J Transplant. 14, Suppl 1. (2014).
  6. Rahmel, A. Annual Report 2013 - Eurotransplant International Foundation. . Available from: https://www.eurotransplant.org/cms/mediaobject.php?file=AR20135.pdf (2013).
  7. Morrissey, P. E., Monaco, A. P. Donation after circulatory death: current practices, ongoing challenges, and potential improvements. Transplantation. 97, (3), 258-264 (2014).
  8. Maggiore, U., Oberbauer, R., et al. Strategies to increase the donor pool and access to kidney transplantation: an international perspective. Nephrol Dial Transplant. 30, (2), 217-222 (2014).
  9. Summers, D. M., Johnson, R. J., Hudson, A., Collett, D., Watson, C. J., Bradley, J. A. Effect of donor age and cold storage time on outcome in recipients of kidneys donated after circulatory death in the UK: a cohort study. Lancet. 381, (9868), 727-734 (2013).
  10. Wadei, H. M., Heckman, M. G., et al. Comparison of kidney function between donation after cardiac death and donation after brain death kidney transplantation. Transplantation. 96, (3), 274-281 (2013).
  11. Moers, C., Smits, J. M., et al. Machine perfusion or cold storage in deceased-donor kidney transplantation. N Engl J Med. 360, (1), 7-19 (2009).
  12. Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. B. Pig kidney: anatomical relationships between the intrarenal arteries and the kidney collecting system. Applied study for urological research and surgical training. J Urol. 172, (5 Pt 1), 2077-2081 (2004).
  13. Bagetti Filho, H. J. S., Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. B. Pig kidney: anatomical relationships between the renal venous arrangement and the kidney collecting system. J Urol. 179, (4), 1627-1630 (2008).
  14. Giraud, S., Favreau, F., Chatauret, N., Thuillier, R., Maiga, S., Hauet, T. Contribution of large pig for renal ischemia-reperfusion and transplantation studies: the preclinical model. J Biomed Biotechnol. 2011, (21), 532127 (2011).
  15. Gallinat, A., Paul, A., et al. Role of oxygenation in hypothermic machine perfusion of kidneys from heart beating donors. Transplantation. 94, (8), 809-813 (2012).
  16. Thuillier, R., Allain, G., et al. Benefits of active oxygenation during hypothermic machine perfusion of kidneys in a preclinical model of deceased after cardiac death donors. J Surg Res. 184, (2), 1174-1181 (2013).
  17. Hosgood, S. A., Barlow, A. D., Yates, P. J., Snoeijs, M. G. J., van Heurn, E. L. W., Nicholson, M. L. A pilot study assessing the feasibility of a short period of normothermic preservation in an experimental model of non heart beating donor kidneys. J Surg Res. 171, (1), 283-290 (2011).
  18. Delpech, P. O., Thuillier, R., et al. Effects of warm ischaemia combined with cold preservation on the hypoxia-inducible factor 1α pathway in an experimental renal autotransplantation model. Br J Surg. 101, (13), 1739-1750 (2014).
  19. Kirk, A. D. Crossing the bridge: large animal models in translational transplantation research. Immunol Rev. 196, 176-196 (2003).
  20. Golriz, M., Hafezi, M., et al. Do we need animal hands-on courses for transplantation surgery. Clin Transplant. 27, Suppl 25. 6-15 (2013).
  21. He, B., Musk, G. C., Mou, L., Waneck, G. L., Delriviere, L. Laparoscopic surgery for kidney orthotopic transplant in the pig model. JSLS. 17, (1), 126-131 (2013).
  22. Faure, A., Maurin, C., et al. An experimental porcine model of heterotopic renal autotransplantation. Transplant Proc. 45, (2), 672-676 (2013).
  23. Hosgood, S. A., Yates, P. J., Nicholson, M. L. 1400W reduces ischemia reperfusion injury in an ex-vivo porcine model of the donation after circulatory death kidney donor. World J Transplant. 4, (4), 299-305 (2014).
  24. Ghanekar, A., Mendicino, M., et al. Endothelial induction of fgl2 contributes to thrombosis during acute vascular xenograft rejection. J Immunol. 172, (9), 5693-5701 (2004).
  25. Ghanekar, A., Lajoie, G., et al. Improvement in rejection of human decay accelerating factor transgenic pig-to-primate renal xenografts with administration of rabbit antithymocyte serum. Transplantation. 74, (1), 28-35 (2002).
  26. Cowan, P. J., Cooper, D. K. C., d'Apice, A. J. F. Kidney xenotransplantation. Kidney Int. 85, (2), 265-275 (2014).
  27. Seldinger, S. I. Catheter replacement of the needle in percutaneous arteriography; a new technique. Acta radiol. 39, (5), 368-376 (1953).
  28. Hanto, D. W., Maki, T., et al. Intraoperative administration of inhaled carbon monoxide reduces delayed graft function in kidney allografts in Swine. Am J Transplant. 10, (11), 2421-2430 (2010).
  29. Maathuis, M. -H. J., Manekeller, S., et al. Improved kidney graft function after preservation using a novel hypothermic machine perfusion device. Ann Surg. 246, (6), 982-991 (2007).
  30. Gallinat, A., Paul, A., et al. Hypothermic reconditioning of porcine kidney grafts by short-term preimplantation machine perfusion. Transplantation. 93, (8), 787-793 (2012).
  31. Snoeijs, M. G., Matthijsen, R. A., et al. Autologous transplantation of ischemically injured kidneys in pigs. J Surg Res. 171, (2), 844-850 (2011).
  32. Golriz, M., Fonouni, H., Nickkholgh, A., Hafezi, M., Garoussi, C., Mehrabi, A. Pig kidney transplantation: an up-to-date guideline. Eur Surg Res. 49, (3-4), 121-129 (2012).
  33. Hosgood, S. A., Bagul, A., Yang, B., Nicholson, M. L. The relative effects of warm and cold ischemic injury in an experimental model of nonheartbeating donor kidneys. Transplantation. 85, (1), 88-92 (2008).
  34. Hoyer, D. P., Gallinat, A., et al. Influence of oxygen concentration during hypothermic machine perfusion on porcine kidneys from donation after circulatory death. Transplantation. 98, (9), 944-950 (2014).
Heterotop Renal autotransplantation i en Porcine Model: En trin-for-trin-protokollen
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Kaths, J. M., Echeverri, J., Goldaracena, N., Louis, K. S., Yip, P., John, R., Mucsi, I., Ghanekar, A., Bagli, D., Selzner, M., Robinson, L. A. Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol. J. Vis. Exp. (108), e53765, doi:10.3791/53765 (2016).More

Kaths, J. M., Echeverri, J., Goldaracena, N., Louis, K. S., Yip, P., John, R., Mucsi, I., Ghanekar, A., Bagli, D., Selzner, M., Robinson, L. A. Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol. J. Vis. Exp. (108), e53765, doi:10.3791/53765 (2016).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter